“Estudio técnico para la producción de oleoresinas del género capsicum 1.1.

1.1.
Título del proyecto.
“Estudio técnico para la producción de oleoresinas del género capsicum
y evaluación de su calidad”.
1.2.
Area en la que se inscribe.
Tecnología química.
1.3.
Responsable del proyecto:
Bach. Pisconti Flores, Pablo Reynier.
Bach. Yauri Caillahua, Aldo Smith.
1
CONTENIDO DE LA TESIS
Indice.
Resumen
Introducción.
CAPITULO I: GENERALIDADES.
1.1. Antecedentes.
1.2. Problema.
1.3. Objetivos.
1.4. Hipótesis y variables.
1.5. Importancia del estudio.
CAPITULO II: MARCO TEORICO.
2.1.
Oleoresinas.
2.1.1. Definición.
2.1.2. Características físicas.
2.1.3. Características fisicoquímicas.
2.1.4. Métodos de obtención.
2.2.
Tecnologías para la obtención de oleoresinas.
2.2.1. Generalidades.
2.2.2. Tipo de tecnología.
2.2.3. Aparatos.
2.2.4. Planta para extracción de oleoresinas.
2
2.3.
Métodos para la determinación de carotenos.
2.3.1. Métodos cualitativos.
2.3.2. Métodos cuantitativos.
2.3.3. Método empleado para medir la variabilidad.
CAPITULO III: PARTE EXPERIMENTAL.
3.1. Materiales, reactivos y equipos.
3.2. Obtención de muestras.
3.3. Preparación de las muestras para el análisis.
3.4. Análisis de las muestras:
3.4.1. Sólidos totales.
3.4.2. Sólidos solubles
3.4.3. pH
3.4.4. Conductividad
3.4.5. Contenido de acido ascórbico.
3.4.6. Contenido de pigmentos carotenoides.
3.4.7. Contenido de ácido cítrico.
3.5.
Estudios experimentales previos:
3.5.1. Determinación cualitativa de la oleoresina
3.5.2. Temperatura del proceso
3.5.3. Tiempo de calentamiento.
3.5.4. pH del líquido de gobierno.
CAPITULO IV: DISCUSIÓN DE RESULTADOS.
3
4.1. Resultados obtenidos:
4.2.
Discusión de resultados:
CONCLUSIONES.
RECOMENDACIONES.
BIBLIOGRAFIA.
4
INTRODUCCION
El género capsicum es un producto originario de América y comprende alrededor
de doscientas variedades. El fruto es una baya cuya forma puede variar entre
cúbica, cónica o esférica; su interior es hueco y dividido en cuatro compartimentos,
las semillas se alojan en los tabiques y cerca al tallo.
En general, los frutos de este género se caracterizan por ser picantes, con
algunas excepciones denominadas como “ajíes dulces”. Se utilizan para
consumo fresco en ensaladas (o solo base para la elaboración de aderezos,
ingrediente a nivel industrial para condimentos, fuente de ex- tractos para fines
ambientales y medicinales), entre otros Considerando la importancia de los
recursos naturales en la industria alimentaria y el amplio espectro de
aplicación de los extractos de variedades de capsicum, se realiza una revisión
del estado actual de su industrialización, específicamente en lo relacionado con
las técnicas de extracción de oleorresinas y la composición de las mismas, en
cuanto a los principios pungentes o picantes.
5
CAPÍTULO I
FUNDAMENTOS DE LA INVESTIGACIÓN
1.1.
DEFINICIÓN DEL PROBLEMA.
La región Ica es una de las más importantes productoras de
agroindustriales, entre los que figuran el ají páprika, una de las
variedades del género capsicum, el mismo que se exporta como ají
entero seco o como harina, productos que se ven afectados por el
gorgojo y otras plagas que rápidamente lo deterioran, por lo que es
preciso desarrollar un método para obtener las oleoresinas, las mismas
que ofrecen múltiples ventajas entre las cuales está su aflicción directa
en los alimentos.
Esta situación problemática nos ha inducido a plantearnos la presente
pregunta de investigación: ¿En que medida se puede hacer un estudio
técnico para la producción de oleresinas a partir del género capsicum y
evaluar su calidad?
1.2.
OBJETIVOS DEL PROYECTO.
1.2.1. Objetivo General.
Hacer el estudio técnico para la producción de la oleoresina a
partir del género capsicum y evaluar su calidad.
6
1.2.2. Objetivos Específicos.
1.3.
-
Determinar el contenido de carotenos en la materia prima.
-
Determinar el pH del líquido de gobierno.
-
Establecer la temperatura del procesamiento.
-
Determinar la calidad del producto.
HIPÓTESIS DE TRABAJO.
Se puede hacer el estudio técnico para la producción de oleoresinas a
partir del género capsicum y evaluar su calidad.
1.4.
VARIABLES.
1.4.1. Variables Independientes:
-
Cantidad de oleoresinas en la materia prima.
-
Temperatura del procesamiento.
-
Tiempo de extracción.
1.4.2. Variable Dependiente.
-
1.5.
Calidad de la oleoresinas.
JUSTIFICACIÓN.
La presente investigación se justifica en tanto cuantitativamente se va
demostrar que las características de los vegetales que contienen
oleoresinas, no son las mismas, después del procesamiento que antes
de este, lo que es lo mismo decir que el producto natural es diferente en
composición química, en referencia al beta caroteno, que el alimento que
7
ha sido procesado y que durante este procesamiento ha sufrido las
consecuencias de una alta temperatura y de reacciones químicas
adicionales, las cuales afectan su molécula y transforman los carotenos
en otras sustancias diferentes, que no poseen las mismas propiedades
funcionales.
1.6.
PRODUCTOS DEL PROYECTO.
Oleoresinas del género capsicum.
8
CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
2.1.
LAS OLEORRESINAS
Las oleorresinas son extractos de naturaleza oleosa, obtenidos de
especias o diferentes plantas que proporcionan a los productos color,
sabor y percepción picante. Presentan múltiples ventajas de manejo,
dosificación, estandarización, almacenamiento y control microbiológico
contra el producto en polvo. De acuerdo con la Comunidad Económica
Europea (CEE) son “extractos de especias de los que se ha evaporado el
disolvente de extracción, dejando una mezcla del aceite volátil y el material
resinoso de la especia.
En general, las oleorresinas se aplican en el mundo como ingrediente
para aportar sabor y aroma.
Variando la solubilidad, se aumenta la
posibilidad de diversificar las aplicaciones y se usan también en la
industria cosmética, farmacéutica, alimentación animal y en aplicaciones
agrícolas.
Las oleorresinas de ají picante, ajo, jengibre y páprika pueden ser
usadas como saborizantes, aromas
y
colorantes
para
quesos,
salchichas, mortadelas, chorizos, apanados, caldos de gallina, salsas,
entre otros.
Así mismo, se han desarrollado aplicaciones promisorias
para productos fitofarmacéuticos.
9
Las oleorresinas presentan ciertas ventajas con respecto a otras
presentaciones de aditivos que hay en el mercado, tales como:
•
Economía. Puede darse una tasa de reemplazo de hasta 100
kilogramos del producto en polvo, por uno o dos kilogramos de
oleorresina, dependiendo de la concentración de esta última.
•
Uniformidad. Los ingredientes activos color, sabor y propiedades
físicas son estandarizadas.
•
Natural. Es un producto totalmente natural libre de residuos de
solvente y de pesticidas.
•
Pureza. Son productos libres de impurezas y materia extraña.
•
Esterilidad. No presentan contaminación microbiana.
•
Cumplimiento de las especificaciones. De la FDA y están
clasificadas como GRAS (Generally Recognise as Safe), lo que
permite su libre adición dentro de las formulaciones.
•
Mayor vida de anaquel. La alta concentración
de
las
oleorresinas y el estar prácticamente libres de agua, asegura esta
condición debido a la baja degradación por oxidación o pérdida de
sabor, y se elimina el deterioro debido a plagas y microbios.
10
•
Posibilidad de dilución. El extracto concentrado puede ser diluido
para obtener diferentes concentraciones a fin de adecuar el
producto a las necesidades de cada producto.
2.2.
PROCESO DE EXTRACCIÓN DE OLEORRESINAS
Considerando su carácter oleoso, es lógico pensar que las técnicas más
apropiadas son aquellas que empleen solventes y, de hecho es así. Se
emplea principalmente la lixiviación con solventes orgánicos como el
hexano, acetato de etilo, acetona, con rendimientos de 2,9%, 4,2% y
6,1% respectivamente.
Otras
técnicas
emplean
tecnología
de microondas combinada
con solventes como acetona, dioxano, etanol, metanol y tetrahidrofurano
controlando la temperatura en un máximo de 60ºC
para prevenir la
degradación de los carotenos y encontrando diferencias de selectividad
dependiendo de los solventes Otros trabajos realizados en cuanto a
extracción de oleorresinas han empleado una tecnología libre de
solventes orgánicos y empleando bajas temperaturas, se trata de la
extracción con fluidos supercríticos, específicamente con dióxido de
carbono supercrítico (ScCO2), se logró trabajar a 40ºC, una presión de 120
bares con un tiempo de 4 horas de extracción; los resultados se evaluaron
frente a extracciones tradicionales con solventes como n-hexano y
arrojaron resultados más satisfactorios en cuanto a pureza, integridad de
los carotenoides y concentración de los mismos en la oleorresina
obtenida.
11
2.3.
LAS OLEORRESINAS DE CAPSICUM
Principalmente, las oleorresinas de capsicum están compuestas por
diferentes
carotenoides
básicamente
con
propiedades
pungentes
(picantes) y pigmentantes.
Los más importantes son la capsaicina (Figura 1), dihidrocapsaicina
(Figura 2), capsantina (Figura 3) y capsorrubina (Figura 4); las dos
primeras son responsables del principio térmico o pungencia y las
otras dos de la coloración naranja o rojiza de los frutos.
Se han realizado diferentes estudios tendientes a
caracterizar
las
oleorresinas de numerosas variedades del género, los resultados siempre
se orientan hacia el contenido de estos carotenoides y algunos volátiles que
también la componen, sin embargo las condiciones de extracción son un
parámetro crítico pues se pueden perder numerosos compuestos de alta
volatilidad.
2.4.
APLICACIONES DE LAS OLEORRESINAS DE CAPSICUM
Se han encontrado numerosas aplicaciones de los diferentes extractos
del ají picante, van desde el campo de la industria alimentaria, en control
biológico, ambiental e incluso algunos casos de interés medicinal, como su
posible incidencia en la reducción del riesgo de desarrollar cáncer de
próstata induciendo la apoptosis de las células cancerosas
12
Figura 1. Estructura molecular de la capsaicina
Figura 2. Estructura molecular de la dihidrocapsaicina
Figura 3. Estructura molecular de la capsantina
Figura 4. Estructura molecular de la capsorrubina
2.5.
TÉCNICAS DE ANÁLISIS Y CARACTERIZACIÓN DE OLEORRESINAS DE CAPSICUM
La importancia de las oleorresinas radica en su alta concentración en
principios activos, en el caso de las variedades del género capsicum el
interés se centra en la capsaicina y la dihidrocapsaicina en cuanto a
pungentes y en la capsantina y capsorrubina como colorantes. Es claro
que éstos no son los únicos, pues hay numerosos compuestos volátiles
tal como se ha demostrado en estudios de caracterización de variedades
Capsicum annum L. en los que se diferenciaron betacaroteno,
criptoxantina,
zeaxantina, anteraxantina, violaxantina, neoxantina y
obviamente capsaicinoides, capsantina y capsorrubina.
13
Los principales métodos de análisis empleados son la cromatografía
líquida de alta eficiencia (HPLC), espectrometría de masas y en algunos
casos cromatografía de gases, siendo el método HPCL el más empleado
en caracterización del contenido de capsaicinoides en las diferentes
variedades de capsicum .
En cuanto a la determinación de la pungencia o principios térmicos, se
emplea el método de los grados Scoville. Esta escala, ideada por Wilbur
Scoville en 1912, consiste en someter una solución con el extracto del
fruto y diluirla en agua con azúcar, el número de veces que la muestra
debe diluirse para dejar de percibir la sensación picante es lo que se
conoce como grados Scoville, este método resulta bastante impreciso por
ser subjetivo, por lo cual se ha diseñado un método analítico que
mediante análisis cromatográficos determina la concentración de
capsaicina y la convierte en unidades Scoville estableciendo un factor de
conversión de 1 ppm de capsaicina que equivalen a 15 grados de unidad
Scoville (uS).
En la tabla 2 se destacan algunas variedades de capsicum con su
respectivo valor de pungencia en la escala Scoville.
Tabla 2. Escala de pungencia de algunas variedades de capsicum
Variedad
Capsaicina pura
Habanero
Serrano
Tabasco
Jalapeño
Pimentón
Grados Scoville
16.000.000
150.000 – 325.000
10.000 – 20.000
50.000 – 100.000
2.500 – 10.000
0 – 100
14
2.6.
LOS CAROTENOIDES.
2.6.1. Definición y características.
Los carotenoides son los pigmentos responsables de la mayoría
de los colores amarillos, anaranjados y rojos de frutos y verduras, debido
a la presencia en su molécula de un cromóforo consistente total o
principalmente en una cadena de dobles enlaces conjugados. Están
presentes en todos los tejidos fotosintéticos, junto con las clorofilas, así
como en tejidos vegetales no fotosintéticos, como componentes de
cromoplastos,
que
pueden
ser
considerados
como
cloroplastos
degenerados.
Químicamente los carotenoides son terpenoides, formados básicamente
por ocho unidades de isopreno, de tal forma que la unión de cada unidad
se invierte en el centro de la molécula. En los carotenoides naturales
sólo se encuentran tres elementos: C, H y O. El oxígeno puede estar
presente como grupo hidroxilo, metoxilo, epoxi, carboxilo o carbonilo.
Dentro de los carotenoides podemos distinguir dos grupos: los
carotenos, que son hidrocarburos, y las xantofilas, que poseen oxígeno
en su molécula.
Los dobles enlaces conjugados presentes en los carotenoides son los
responsables de la intensa coloración de los alimentos que contienen
estos pigmentos. Así, por ejemplo, los colores naranja de la zanahoria y
rojo del tomate, se deben a la presencia de β-caroteno y licopeno,
respectivamente (Figura 1). Otros compuestos más saturados y de
15
estructura similar son incoloros, como les sucede al fitoeno y al fitoflueno
(Figura 5) que también se presentan en algunas plantas comestibles.
FIGURA 5
Estructuras químicas de β-caroteno y licopeno
Debido a su estructura, los carotenoides están sujetos a muchos
cambios
químicos
inducidos
por
las
distintas
condiciones
de
procesamiento que se emplean en la industria alimentaria. Por ello,
desde un punto de vista nutricional, es de gran importancia conocer qué
factores intervienen en la degradación de estos compuestos, ya que su
pérdida, además de producir cambios en el color del alimento, conlleva
una disminución de su valor nutritivo.
16
2.6.2. Estabilidad de carotenoides.
Los carotenoides son pigmentos estables en su ambiente natural,
pero cuando los alimentos se calientan, o cuando son extraídos en
disolución en aceites o en disolventes orgánicos, se vuelven mucho más
lábiles. Así, se ha comprobado que los procesos de oxidación son más
acusados cuando se pierde la integridad celular, de forma que en
alimentos vegetales triturados, la pérdida de compartimentación celular
pone en contacto sustancias que pueden modificar estructuralmente, e
incluso destruir los pigmentos. No todos los tipos de cocinado afectan en
la misma medida a los carotenoides, de forma que la pérdida de estos
pigmentos aumenta en el siguiente orden: cocinado con microondas <
cocinado al vapor < hervido < salteado.
Los carotenoides, excepto algunas excepciones, son insolubles en agua
y por lo tanto las pérdidas por lixiviación durante el lavado y
procesamiento de frutos son mínimas. Otros tratamientos empleados en
las industrias alimentarias, como por ejemplo el tratamiento a alta
presión, parecen no afectar significativamente a los niveles de
carotenoides en diversos productos vegetales. El escaldado industrial de
los alimentos puede producir pérdidas de carotenoides, si bien la
inactivación enzimática que produce previene pérdidas posteriores
durante el procesado y almacenamiento. En cambio, la congelación, la
adición de antioxidantes y la exclusión del oxígeno (vacío, envases
impermeables al oxígeno, atmósfera inerte) disminuyen las pérdidas
durante el procesado y almacenamiento de los alimentos.
17
La destrucción de estos pigmentos reduce el valor nutritivo de los
alimentos
e
induce
una
decoloración
y
una
pérdida
de
sus
características organolépticas. El grado de decoloración va a depender
fundamentalmente de la presencia de agentes oxidantes en el medio
(sobre todo oxígeno molecular) y de que se comunique energía
suficiente para que la reacción de degradación tenga lugar. La energía
se aporta en forma de luz o calor. La reacción de decoloración supone la
pérdida de conjugación de la molécula y, en principio, no tiene por qué
implicar la rotura del esqueleto hidrocarbonado, por lo que cualquier
factor capaz de interrumpir la deslocalización electrónica existente,
podría producir pérdida de color. Si las condiciones oxidantes son
débiles y la energía suministrada no es suficiente, se vuelve a restaurar
el orbital molecular con la posibilidad de que la estructura adopte la
configuración cis o trans, en función de que haya habido rotación en el
enlace. Si las condiciones son muy severas, el grado de degradación
progresa, fragmentándose entonces el pigmento.
En resumen puede decirse que los factores que influyen en la
degradación de carotenoides en sistemas modelo son varios, como por
ejemplo estructura del carotenoide, exposición a la luz, actividad de
agua, temperatura, presencia de oxidantes o antioxidantes, presencia de
sulfitos, etc. Estos estudios de estabilidad, sin embargo, son más
complejos en los alimentos, debido a sus diferencias estructurales y de
composición, diferentes tipos de procesados industriales, etc .
18
2.7.
AJÍ PAPRIKA.
2.7.1. Generalidades.
El páprika es hoy en día un cultivo de importancia en la costa
peruana con una gran perspectiva en el crecimiento de sus áreas para el
mercado de agro exportación, como producto no perecible.
En la actualidad el Perú se ha reafirmado como un país exportador de
Páprika seco, en los valles e irrigaciones de Barranca, Piura y Nepeña
en el Norte y en el Sur Lima, Ica, Arequipa y Tacna , con un total de
4000 Ha aproximadamente en la campaña 2000- 2001 con producciones
muy variadas, es decir entre 2000 Kg.
a 6500 Kg.
debido al nivel
tecnológico empleado.
Cabe señalar que los inicios del cultivo de páprika en forma
agroindustrial en el Perú, se realizaron en la zona de Villacurí en el año
1994.
Hoy la globalización genera gran competencia en el mercado
internacional, es por eso que debemos concentrar nuestros esfuerzos
por lograr un reconocimiento en términos de calidad y productividad para
mantenernos en el mercado mundial.
19
NOMBRE CIENTIFICO Capsicumannuum L.var longum
NOMBRE COMUN
Paprika, Pimiento dulce, Pimiento morrón, Pimentón
NOMBRE COMUN
Bell pepper, Pod pepper, Sweet pepper
Fructus Capsici
Paprika
Paprika
Bell pepper, Pod pepper, Sweet pepper
Papriko
Harilik paprika
Ruokapaprika, Paprika
Piment annuel, Piment doux, Paprica de
Hongrie, Piment doux d'Espagne
German
Paprika
Greek
Pipería
Hindi
Deghi Mitch
Hungarian Paprika, Édes paprika, Piros paprika,
Fûszerpaprika
Icelandic
Paprikuduft
Italian
Peperone, Paprica
Papiamento Promenton, Promèntòn
Portuguese Pimentão doce
Polish
Papryka roczna
Romanian Ardei
Spanish
Paprika, Pimiento dulce, Pimiento
morrón, Pimentón
Swahili
Pilipili hoho
Swedish
Paprika
Tibetan
Sipen ngonpo, Si pan sngon po
pharm
Danish
Dutch
English
Esperanto
Estonian
Finnish
French
SINONIMOS
FAMILIA
LUGAR DE ORIGEN
ETIMOLOGIA
Solanácea
Perú y México
Kardos (1897) citado por Somos, menciona que
Páprika obtiene su nombre botánico (Capsicum) de la
palabra griega Kapso, Kaptein (picar, devorar) y
además Kapsakes (vaina, cápsula).
2.7.2. Historia del páprika.
El nombre Páprika tiene aparentemente su origen en la palabra
Greco-Latina Peperi-Piper. Presumiblemente en el sur Slavo fue
gradualmente cambiando de nombre de Peperke para finalmente llegar a
Páprika.
20
Kardos (1897) citado por Somos, menciona que Páprika obtiene su
nombre botánico (Capsicum) de la palabra griega Kapso, Kaptein (picar,
devorar) y además Kapsakes (vaina, cápsula). Somos (1984)
ORIGEN Y DISTRIBUCIÓN
América es considerada el centro de origen de la páprika. De Candolle
(1894) indica que el páprika fue sembrado en diversos lugares de
Sudamérica antes del descubrimiento de América. Algunos autores han
opinado que podría haber sido nativo
de la India, sin embargo los
reportes de mayor credibilidad (Jones and Rosa, 1928) indican que Perú
y México cultivaron pimientos incluso antes de la aparición del hombre
blanco.
Posteriormente fue difundido en el norte de USA y luego del
descubrimiento de América fue transferido a Europa y Asia para luego
distribuirse alrededor del mundo. Hungría ha sido uno de los países que
más ha desarrollado el Páprika desde su aparición a mediados del siglo
XVI.
Su desarrollo como un cultivo a gran escala se remonta a la época
Napoleónica. Sin embargo su cultivo ha tenido una serie de altibajos en
su desarrollo incluso la influencia de la I y II guerra mundial. Somos
(1984)
21
2.7.3. Taxonomía y morfología
La Páprika pertenece a la familia solanácea y su nombre científico
más
generalizado
es
el
de
Capsicumannuum
L.var
longum
Maroto(1989)
Cabe señalar que dada la complejidad taxonómica existente en general
en pimientos es difícil establecer una clasificación homogénea que
agrupe las distintas variedades. Existen diversas clasificaciones, algunos
autores como Baile (1977) solo reconoce una especie (C. Nahum) que
engloba toda la variabilidad genética. Otros autores, como Purseglove
(1974) distinguen dos especies: Capsicum annuum L. Y Capsicum
frutescens L. Este mismo autor llega a incluir siete variedades botánicas,
dentro de C. annuum.
Dada la complejidad taxonómica existente en el pimiento es difícil
establecer una clasificación homogénea que agrupe a las distintas
variedades. Maroto (1989).
Por lo tanto desde un punto de vista practico existen tres grupos
varietales:

Variedades dulces.

Variedades con sabor picante.

Variedades para la obtención de oleorresinas.
22
2.7.4. Las características botánica:
Planta anual herbácea, sistema radicular pivotante provisto y
reforzado de un número elevado de raíces adventicias. Tallo de
crecimiento limitado y erecto, con un porte que en término medio puede
variar entre 0.5 – 1.5 m. Cuando la planta adquiere una cierta edad los
tallos se lignifican ligeramente hojas lampiñas, enteras, ovales o
lanceoladas con un ápice muy pronunciado (acuminado) y un pecíolo
largo o poco aparente. Las flores poseen la corola blanquecina,
aparecen solitarias en cada nudo y son de inserción aparentemente
axilar. Su fecundación es claramente autógama, no superando el
porcentaje de alogamía el 10%
Fig.1. Vista desde lo alto de una siembra de Páprika
23
El fruto es una baya semicartilaginosa y deprimida de color rojo cuando
esta maduro que se puede insertar pendularmente, de forma y tamaño
muy variable.
Las semillas, redondeadas y ligeramente reniformes, suelen tener 3-5
mm. de longitud se insertan sobre una placenta cónica de disposición
central, y son de un color amarillo pálido. En un gramo pueden contener
entre 150 y 200 semillas y su poder germinativo es de tres a cuatro
años.(Maroto 1986)
2.7.5. Clima
El cultivo del Páprika se desarrolla favorablemente en climas tropicales
y semitropicales. Sus requerimientos en temperatura son fluctuantes.
Germinación : Aunque el Páprika es una especie que no se considera
que posea latencia seminal, sin embargo se observa con mucha
frecuencia tras la siembra una tardanza mayor de lo normal en la
emergencia. Rondle y Honma (1981) han indicado que en la rapidez y
homogeneidad de la germinabilidad de las semillas de Pimiento, además
de
determinados
agentes
físicos
(Temperatura
y
Humedad
principalmente) tienen influencia otros aspectos como la variedad.
Maroto(1989)
24
Temperaturas de la Germinación: Petoseed (1988)
Mínima 13 C
Optima 25 C
Máxima 38 C
Temperatura de Desarrollo Vegetativo:
Se detiene 10C
Mínimo
13C
20-25C en el día
Optimo
16-18C en la noche
Se hiela
-1C
Floración: Para que se produzca la floración, además de condiciones
climáticas favorables se requiere de cierta madurez de la planta que en
C.annuum L se da con la presencia mínima de 8-12 hojas verdaderas.
Las bajas temperaturas nocturnas (8-10C) reducen la viabilidad del
polen favoreciendo la formación de frutos partenocárpicos, con o sin
semillas Noto (1984) señala que con temperaturas por debajo de 10C
durante la floración, la fructificación, si se produce, es pertenocárpica y
los frutos así formado son de pequeño tamaño. Villarnau y Gonzáles
(1999)
25
Temperaturas de Floración
Mínima 18-20C
Optimo 25C
Máxima 35C
temperatura mayor producen caída de flores.
En lo que se refiere a humedad el óptimo se encuentra entre 50 y 70C.
Otros autores indican que el pimiento es muy sensible a las condiciones
de baja humedad y alta temperatura que provocan una excesiva
transpiración que se manifiesta en la caída de flores y frutos.
SUELOS

En cuanto al tipo de suelo preferentemente sueltos (arenosos),
con baja conductividad eléctrica, bien aireados y sobre todo con
buen drenaje.

Excelente respuesta a la adicción de materia orgánica (30 TM
como mínimo)

Es muy importante el subsolado previo (si fuese necesario), para
facilitar el drenaje y lavado de sales.

El pH óptimo varia 6.5 a 7.
Si bien es cierto el pimiento no tolera alta salinidad la calidad de agua a
usarse por el sistema de riego nos permite mantener libre de sales el
bulbo de riego, es así que nos existe un buen desarrollo del cultivo.
Robles (1994)
26
2.7.6. Variedades recomendadas
Las variedades de Páprika cultivadas actualmente en Perú, son
los siguientes:
o
PÁPRI KING
o
PAPRI QUEEN
o
SONORA
PAPRI KING: El fruto producido por esta variedad de páprika tiene una
longitud promedio de 15.2 a 20.3 cm. El fruto es de paredes delgadas
con un excelente color rojo y poco picante en la mayoría de las
condiciones de cultivo, la capacidad para secado es muy buena. Papri
King ofrece niveles ASTA 220/280 u. Petoseed (1990)
PAPRI QUEEN: Produce frutos de paredes delgadas, de largo
ligeramente menor que Papri King pero de hombro mucho más ancho;
de buena capacidad de secado. Ofrece niveles 200/300 u ASTA con
menos de 500 grados Scoville. Petoseed (1990)
SONORA: Pimiento tipo Anaheim está caracterizado por excelentes
cosechas de frutos grandes y uniformes. Produce frutos de (20.3 x 3.8
cm.) con dos celdas lisas y de paredes gruesas. Es una planta erecta, de
tamaño mediano con madurez precoz. El fruto madura hacia el rojo
oscuro y tiene muy altos niveles de ASTA es excelente para
procesamiento con 300 a 600 Scoville. Petoseed (1990)
27
2.7.7. Periodo vegetativo (Siembra Directa)
La duración del periodo vegetativo para Páprika desde el
momento de la siembra hasta la primera cosecha es de 5 meses
prolongándose la cosecha por 60 días.
2.7.8. Fertilización y aspectos agronómicos.
ROL DE LOS NUTRIENTES
NITRÓGENO
El nitrógeno es el nutriente absorbido en mayor cantidad durante toda la
vida de la planta de páprika.
Bajo condiciones de soluciones nutritivas se ha comprobado que se
obtiene el máximo crecimiento de plantas de Páprika cuando dicha
solución contiene 50% de N-NO3 y 50% de N-NH4 . El fraccionamiento
del nitrógeno es importante a fin de que se mantenga un adecuado nivel
de este nutriente durante todo el ciclo de la planta.
FÓSFORO
Este nutriente es extraído en pocas cantidades por el cultivo de Páprika.
Sin embargo, se ha demostrado que estimula el crecimiento radicular,
sirve de regulador del vigor de la planta. Asimismo, tiene importancia en
la floración
del cultivo por la influencia de este nutriente en este
proceso.
28
POTASIO
Es otro de los nutrientes al igual que el nitrógeno que es requerido por la
planta de páprika. El potasio interviene en los procesos de transporte de
carbohidratos dentro de la planta, proceso muy importante durante la
etapa de crecimiento y desarrollo del fruto. La diferencia en la respuesta
de las diferentes fuentes de fertilizantes potásicos en el cultivo de
Páprika, esta determinado por anión acompañante(cloruro, sulfato o
nitrato) del potasio. Esta diferencia determina un balance nutricional
diferencial en la absorción de otros nutrientes, que pueden tener efecto
considerable en el rendimiento final del cultivo.
CALCIO
Existen diferentes desordenes fisiológicos en las hortalizas los cuales se
deben a una deficiencia localizada de calcio en los tejidos.
Normalmente la sintomatología es una necrosis de los tejidos jóvenes.
La severidad de la deficiencia es influenciada por factores como
compactación del suelo, riegos irregulares, rápido crecimiento y
antagonismo catiónico.
Con relación a este nutriente no es tanto por problemas de deficiencia
que se puedan encontrar en el suelo sino por la inmovilidad en el floema,
por
tanto su dificultad de movilizarse hacia las zonas de mayor
crecimiento.
29
MAGNESIO
Las exigencias nutricionales de magnesio por el cultivo de Páprika son
medianas. Sin embargo, se debe considerar que este nutriente es
esencial para las fotosíntesis, proceso vital en la acumulación de
substancias orgánicas.
SÍNTOMAS DE DEFICIENCIA
Los síntomas de deficiencia no deberían ser utilizados para determinar
los requerimientos nutricionales debido a que en el momento en que se
visualizan dichos síntomas, en la planta ya se desarrollaron cambios
fisiológicos, bioquímicos y estructurales.
En el caso del cultivo de páprika se ha determinado algunos síntomas de
deficiencia, como son:
Nitrógeno: La planta presenta una coloración pálida, los síntomas
aparecen en las hojas básales y se mueven desde arriba desde estas.
Es
muy
difícil
encontrar
esta
sintomatología
en
explotaciones
comerciales En almácigos es posible encontrarla, especialmente en
épocas de verano como consecuencia de un excesivo riego para el
control de temperatura.
Tradecorp (2000). Las plantas presentan un
crecimiento reducido y bajo contenido de clorofila. Ramírez (2000)
Fósforo: Presentan manchas intervenales irregulares en las hojas bajas,
de color marrón tabaco, fundamentalmente por el envés. La carencia se
mueve de las hojas inferiores a los superiores, tal como en el caso del
30
nitrógeno. Puede también aparecer en invierno, como consecuencia de
las bajas temperaturas, o como consecuencia excesiva de la aplicación
excesiva de sulfato de potasio. Tradecorp (2000)
Las plantas presentan un crecimiento radicular reducido y pobre
floración. Ramírez (2000)
Potasio: Los síntomas se presentan generalmente en las hojas
inferiores, manifestando una clorosis de los bordes. Esta se mueve hacia
el interior de la lamina y hacia la parte superior de la planta. Produce
enanismo y gran defoliación de las hojas básales. A nivel foliar se
observa un incremento de la concentración de magnesio. Tradecorp
(2000), Clorosis y necrosis de las hojas viejas. Menor calidad de la
cosecha. Ramírez(2000)
Calcio: Presenta decoloraciones blanquecinas en el borde de las hojas
jóvenes. Suele estar acompañada de una quemadura apical de los
frutos. Su incidencia tiene un componente varietal y suele aparecer
sobre todo, por desequilibrios hídricos como inadecuadas frecuencias de
riego y/o problemas de salinidad en el suelo. Esta fisiopatía también se
presenta como consecuencia de una alta relación
K/Ca. También
niveles elevados de nitrógeno amoniacal, provenientes del estiércol
causan esta sintomatología .Tradecorp (2000)
31
El calcio por ser un elemento poco móvil dentro de la planta, es posible
que cause problemas en la interpretación de resultados de un análisis
foliar .Por esta razón, es imprescindible realizar un análisis de suelo para
discernir si la carencia es producto por un nivel alto de salinidad o una
relación K/Ca. Tradecorp(2000). Necrosis en los puntos de crecimiento o
en las puntas de las hojas jóvenes. Ramírez (2000)
Magnesio: La sintomatología aparece en las hojas bajas. Presenta una
decoloración amarillenta internerval, que se mueve desde el centro de la
lamina hacia los bordes y desde las hojas inferiores a las superiores.
Suele estar inducida generalmente por acumulaciones de potasio en el
suelo. Se debe tener mucho cuidado al diagnosticar esta deficiencia,
pues es posible confundirla con una carencia de potasio, lo cual traería
como consecuencia la completa defoliación del cultivo. Tradecorp (2000)
Zinc: La carencia de este elemento se inicia en las hojas inferiores y
medias. Presenta una clorosis internerval, similar a la del magnesio en
sus inicios también se nota un retardo en el crecimiento, ya que este
elemento forma parte de los mecanismos de las auxinas. Tradecorp
(2000)
STATUS NUTRICIONALES
El análisis foliar es una herramienta que puede ser utilizada para
determinar los requerimientos del cultivo. El análisis de planta indica el
abastecimiento de nutriente como es determinado por la planta. El
32
contenido nutricional de las muestras puede ser comparado con rangos
nutricionales críticos para determinar si la planta ha recibido un
adecuado abastecimiento de nutrientes.
El análisis de planta puede ser utilizado para comparar zonas "buenas” y
“malas” dentro de un determinado campo. Ramírez(2000)
A continuación se presenta rangos de niveles adecuados como guía en
el análisis foliar para el cultivo de pimiento, los macronutrientes están
expresados en porcentajes (%) :
Nitrógeno
Fósforo
Potasio
Calcio
Magnesio Azufre
3.0 – 6.0
0.4 – 0.8
4.0 – 6.5
0.75 – 2.50 0.5 – 1.0
0.3 – 0.6
Ramírez (2000)
Y en el caso de los micronutrientes en ppm:
Zinc
Manganeso Cobre
Boro
Hierro
30 – 60
60 - 200
30 – 75
100 - 250
15 - 50
Ramírez (2000)
Como un guía para la toma de muestra foliar en pimiento se debe
considerar:

Estado de crecimiento :

Parte de la planta

Número de plantas :
:
A mitad del ciclo del cultivo
Hojas recientemente maduras
40 – 50
Se debe considerar que la mayor absorción de nutrientes ocurre en las
primeras 8 a 14 semanas de crecimiento y nuevamente después de la
33
primera cosecha. Por ello, altos niveles de nitrógeno son requeridos
durante el estado inicial de crecimiento de la planta, con aplicaciones
suplementarias después del estado inicial de fructificación. La misma
tendencia ocurre con el potasio, es por ello que el fraccionamiento del
mismo es adecuado para lograr un abastecimiento constante de estos
nutrientes. Ramírez(2000)
FERTILIZACIÓN BALANCEADA EN EL CULTIVO DE PÁPRIKA
Bajo las condiciones de los suelos de Costa que son de textura ligera a
media, de reacción alcalina, con niveles promedios medios a altos de
conductividad eléctrica, pobres en materia orgánica, niveles bajos a
medios de fósforo y medio a alto de potasio, un nivel de fertilización
promedio estaría en el orden de:
240 – 140 – 260 Kg. de N, P2O5, K2O, 60 MgO y 40CaO por hectárea.
La fuente de nitrógeno podría ser una fuente amoniacal: Urea (46% N),
sulfato de amonio (21% N) sin embargo, para el
resto del plan de
fertilización la fuente ideal de nitrógeno es el Nitrato de Amonio (33,5%
N), por la mayor velocidad de proporcionar el nitrógeno especialmente
nítrico cuando el cultivo lo demanda en mayor proporción.
Para el caso de la fuente de potasio, se debe considerar por la
sensibilidad de cultivo de páprika a la salinidad de debe evitar utilizar el
cloruro de potasio, quedando como fuentes alternativas el sulfato y
34
nitrato de potasio. Para el plan de fertilización, la fuente de potasio
podría ser sulfato de potasio (50% K20).
Como fuente de magnesio se tiene el sulfato de magnesio (16% MgO y
13%S). Se recomienda asimismo adicionar calcio en especial durante la
etapa de fructificación del cultivo de páprika con la finalidad de evitar los
problemas de desórdenes Fisiológicos, para ello se recomienda
adicionar de 60 Kg. CaO/ha, la fuente recomendada es el nitrato de
calcio (15,50-0-26%CaO).
Como fuente de fósforo se tiene el ácido fosforico 85%

La fertilización
foliar de elementos mayores complementa la
nutrición de la planta pero no sustituye la fertilización al suelo, por
ello si deseamos realizar un programa de fertilización foliar
debemos considerar lo siguiente:

Durante el estado inicial , un elemento importante para el
desarrollo de raíces es el fósforo.

Durante el desarrollo de nuevos brotes y ramas, es fomentando
por el nitrógeno.

Para el estado de inicio o pre-floración el fósforo es el nutrientes
que es requerido durante esta

etapa.
Durante el desarrollo y crecimiento de los frutos, el potasio juega
papel importante en este proceso.
35
Finalmente,
debemos
considerar
que
las
recomendaciones
de
fertilización son generales y para casos específicos se debe considerar
lo reportado por el análisis de suelo.
PREPARACIÓN DE TERRENO

El terreno debe ser arado nivelado y subsolado si fuera el caso.

Incorporar MO 30 T/ha, si es necesario aplicar yeso agrícola,
ambos en forma localizada.

Formación de camas de 90cm de ancho y 25cm de alto usando
una plancha metálica, la cual aplana la superficie de la cama.
También se puede preparar en terreno plano.

Tender las cintas de riego y regar aproximadamente 10 días para
descomponer la materia orgánica y lavar sales. (Autor )
SIEMBRA

La siembra recomendada para sistemas de goteo es la siembra
directa.

Se recomienda colocar 3 semillas por golpe.

Cuando las semillas hallan germinado y las plántulas tengan 810cm de alto se procede al desahije dejando 1 plántula por golpe.
Asimismo donde no germinó se realiza el recalce con las
plántulas desahijadas. Cabe destacar que la raíz en el momento
del transplante debe estar completamente recta.

Según el sistema de riego proporcionamos las siguientes
densidades usadas:
36
Distancia líneas
(MT)
1
2
2
1.5
1.5
1
Distancia
plantas
Hilera
(MT)
0.25
Simple
0.30
Doble
0.25
Doble
0.30
Doble
0.25
Doble
Una opción de prueba seria
0.30
Doble
Densidad
40,000
33,300
40,000
44,444
53,333
66,666
Esta es sólo una sugerencia que estimamos debería probarse en
pequeño número de hectáreas a fin de determinar el comportamiento del
páprika en alta densidad, su manejo implicaría entre otras cosas el uso
de soportes laterales con estacas.
RIEGOS
Los Riegos deben realizarse según con las condiciones edáficas
(retentividad del suelo) y la Evapotranspiración (condiciones climáticas).
Mes Horas Riego / Día Horas Acumuladas por Mes
1
2.5 - 3.5
75 - 105
2
3 - 4
90 - 120
3
3.5 - 4.5
105 - 135
4
4 - 5
120 - 150
5
3.5 - 4.5
105 - 135
6
3 - 4
90 - 120
7
2.5 - 3.5
75 - 105
TOTAL
660 - 870
Sistema Goteo
*
2MT - Líneas
*
0.3 - Goteros
Volumen de agua a usar 11,000 M³ – 14,500 M³ durante 7 meses.
37
2.7.9. Cosecha y secado.
La cosecha se realiza manualmente, cuando la planta presenta
frutos ligeramente sobremaduros y de color rojo intenso y esta se inicia
aproximadamente de 5to. mes después de la siembra.
El fruto debe estar flácido con la punta algo arrugada, lo cual nos permite
un secado uniforme. Robles (1994)
Antes de alcanzar su completa maduración, los páprikas se presentan
tersos y rojo brillante, pero no están totalmente maduros. Esto puede
comprobarse al abrir los frutos y observar como las placentas están
blanquecinas en lugar de rojas . Este tipo de pimientos deben ser
evitados a la hora de la recolección, pues contienen de un 15% a un 20
% menos de colorantes naturales. Zapata (1992)
Los frutos turgentes son propensos a pudriciones y demoran en el
secado.
El tiempo de secado es variable acorde al clima, pero se estima no
mayor de 7 a 10 días acortándose el secado en los meses de verano.
El color del páprika va cambiando de tonalidad de un rojo intenso en el
momento de la cosecha a un rojo Concho de Vino al momento del
secado.
38
Se recomienda que el área de secado sea una superficie limpia libre de
cualquier tipo de contaminante (Excremento, Metales Pesados) y de
preferencia que el secado se realiza
sobre una superficie limpia
(ESTERAS, MALLA RASCHELL) para que el producto no se impregne
de partículas indeseables.
La separación de todos aquellos frutos que presentan daños por
insectos y/o enfermedades disminuyen la posibilidad de la presencia de
aflatoxinas.
El periodo de cosecha se extiende entre 45 - 60 días.
Los porcentajes de primera están alrededor de 95% del total de la
cosecha.
2.7.10. Rendimientos.
El rendimiento suele oscilar entre 4000 a 4500 kilos de cáscara
(pimiento abierto y desecado) por hectárea, que equivale a 25,000
a30,000 kilos de pimiento fresco. Zapata y Bañon (1992).
Los rendimientos en la zona de villacuri y Pisco oscilan entre 5000 a
7000 kilos de páprika seco al 12% de humedad .
39
2.7.11. Costos.
Los costos del cultivo de páprika en la zona sur del País son
variables debido al nivel tecnológico empleado. En las zonas donde se
siembra bajo goteo el costo por hectárea esta alrededor de 4000 US$
mientras que en áreas con riego por gravedad el costo del cultivo esta
bordeando los 3000 a 3500 US$ por hectárea, este costo del cultivo nos
permite alcanzar altos rendimientos .
Los costos detallados del cultivo se muestran en los anexos tanto para
siembra directa como para siembra con plantines
40
CAPITULO III
PARTE EXPERIMENTAL
3.1.
RECOLECCIÓN DE MUESTRAS.
Las muestras de PAPRIKA empleadas para desarrollar la parte
experimental de la tesis fueron adquiridas en las plantaciones de la
Pampa Villacurí, se tuvo cuidado de que el fruto no esté malogrado,
tenga un tamaño parejo y que todos ellos estén n buenas condiciones.
Se recolectó un total de 10 kg.
3.2.
PREPARACIÓN DE LA MUESTRA PARA EL ANÁLISIS.
Las muestras recolectadas fueron traídas al laboratorio de la Facultad de
Ingeniería Química de la Universidad Nacional “San Luis Gonzaga” de
Ica, donde se procedió a lavarlas, con abundante agua corriente para
eliminar de su superficie la tierra adherida, lo cual se logró rápidamente
aplicando frotación manual sobre la cáscara. Una vez limpias se dejaron
escurrir, para luego proceder al trozado.
Con un cuchillo de acero inoxidable se procedió a trozar en finas láminas
la pulpa, considerando en ellas la cáscara delgada. Luego los trozos se
colocan en la estufa de aire, formando capas delgadas y se procedió a
secarlos a una temperatura de 40°C, operación que duró 2 días,
obteniendo finalmente un material duro pero que fácilmente se quiebra al
presionarlo con la mano, lo que indica que está totalmente seco.
41
El ají seco se partió manualmente en pequeños trozos, que luego
sirvieron para alimentar la tolva del molino de martillo y pulverizar hasta
malla – 100, granulometría adecuada para llevar a cabo los ensayos
correspondientes para caracterizar la muestra a emplear en la parte
experimental.
3.3.
ANÁLISIS PROXIMAL.
Las muestras, se sometieron a ensayo para determinar su composición
proximal. Dichos ensayos se basan en los métodos generales de análisis
propuestos por la A.O.A.C. y que incluyen la determinación de la
humedad por el método de la destilación azeotrópica, (debido a que el
mango posee en su constitución una gran cantidad de agua, este resulta
ser uno de los métodos más adecuados para determinar este
componente), humedad
por el método de
la estufa de aire,
determinación de grasas, determinación de fibras, determinación de
proteínas, determinación de cenizas y determinación de carbohidratos,
métodos que se describen a continuación:
a.
Determinación de humedad por el método de destilación
azeotrópica.
Fundamento:
En la determinación de la humedad por destilación con tolueno,
se coloca la muestra en un matraz y se cubre con tolueno; al
aplicar calor la humedad de la muestra comenzará a evaporarse.
Los vapores de agua y tolueno pasan a un condensador donde se
42
enfrían y licuan y luego ambas al estado líquido se colectarán en
una trampa calibrada. En vista que el agua tiene mayor peso
específico y que los líquidos no son miscibles, el agua se queda
en el fondo de la trampa graduada y puede ser fácilmente medible
mientras que el tolueno retorna al matraz de destilación. Aunque
el tolueno es el líquido que con más frecuencia se usa, también es
posible emplear otros líquidos (xileno, heptano) que tengan las
mismas características (hervir a una temperatura más alta que el
agua, tener un peso específico menor que el agua, y ser no
miscible en ella).
Materiales:
Equipo de destilación:
-
Fuente de calor (hornillas regulables)
-
Trampa con columna de 10-25 mL de capacidad y uniones
esmeriladas.
-
Condensador, de tubo recto y unión inferior esmerilada.
-
Tolueno, xileno o heptano purificados anhidros.
Procedimiento:
-
Se realiza una destilación de tolueno en blanco para
comprobar si está completamente libre de agua. Si el
líquido colectado queda completamente claro durante 30
minutos de destilación, puede considerarse anhidro.
43
En el caso de que tome una coloración blanquecina
o se colecte agua en la trampa, hay que extraer el agua
antes de usar el tolueno, esto se logra pasando el líquido
por una columna de sulfato de sodio anhidro.
-
Se pesa una cantidad de muestra suficiente que permita
colectar una cantidad de agua que llene la trampa hasta
más o menos 3/4 de su capacidad. La cantidad exacta de
muestra dependerá del tamaño de la trampa y de un
conocimiento
previo
del
porcentaje
aproximado
de
humedad en la muestra. Se pesa la muestra con una
precisión de 0,1 g directamente al matraz. (Asegúrese de
que todo el material de vidrio esté limpio y seco antes de
usarse).
Normalmente se hace el análisis en duplicado pero
en algunos casos, es aconsejable hacerlo por triplicado o
cuadriplicado, compensándose con ello la dificultad que
pueda
tenerse
al
tratar
de
tomar
una
muestra
representativa.
-
Se echa tolueno al frasco en cantidad suficiente para cubrir
la muestra, pero en exceso. Hasta este momento es de
suma importancia proteger la muestra contra la posibilidad
de evaporación o transpiración de agua; pero una vez
44
cubierta con tolueno, se puede dejar por varias horas sin
destilar, sin que ello afecte el análisis.
-
Se unen el matraz, la trampa y el condensador y se ubica
todo el aparato sobre la cocinilla, de tal manera que la
trampa colectora este exactamente vertical. Antes de
conectar las uniones de vidrio esmerilado es aconsejable
frotarlas con un lápiz (N°2) y mojarlas con tolueno para
facilitar su desconección posterior-mente.
-
A través del tubo condensador, desde la boca superior, se
agrega una cantidad de tolueno suficiente para llenar la
trampa.
-
Se calienta lentamente al principio hasta que la mayor
parte del agua sea destilada, luego se incrementa el calor
hasta terminar la destilación. Se continúa hasta obtener
lecturas constantes de agua a intervalos de cinco minutos.
Después de apagar las hornillas se enjuaga el tubo
condensador con una pequeña cantidad de tolueno, si
fuera necesario para hacer bajar las últimas gotitas de
agua (Si el agua queda en el tubo en ésta forma, es signo
que el tubo está algo sucio y necesita una limpieza).
Normalmente la destilación se completa en un lapso de 30
a 90 minutos (es menos en el caso de heces).
-
Se deja el aparato conectado hasta que la trampa alcance
la temperatura ambiente, luego se realiza la lectura con
una precisión de 0,1 mL. Al mismo tiempo se hace una
45
lectura de la temperatura ambiente y se corrige el volumen
de agua colectada por su densidad a esa temperatura.
-
El porcentaje de humedad y de materia seca en la muestra
original se calcula así:
Peso (g) de H2O colectada
%H = ---------------------------------------- x 100
Peso (g) de la muestra
% MS = 100% - %H
b.
Determinación de la Humedad.
(Método de la estufa de aire).
Se pesó un vidrio de reloj y se agregó a este 5 g de muestra, para
luego colocarlos en una estufa a 110°C por 3 horas. Transcurrido
este tiempo se retiró de la estufa y se dejó enfriar en el
desecador. Se pesó y se repitió el procedi-miento por media hora
a la misma temperatura, hasta obtener peso constante. Luego por
diferencia de pesos se calculó el porcentaje de humedad y el
porcentaje de materia seca de la muestra, con ayuda de las
siguientes expresiones:
Peso del agua
%H = ----------------------------- x 100
Peso de la muestra
% Materia Seca = 100 - % de la Humedad
46
c.
Determinación de grasa total.
(Método de Soxhlet).
Para la determinación de grasa por este método se debe usar
muestra deshidratada por cualquier método indicado por la AOAC,
pero en lo posible, la muestra debe ser previamente secada a
peso constante a 110°C. por un período de 3 horas y enfriada
posteriormente en una campana que contenga una sustancia
deshidratante. Poner a secar en una estufa a 110°C el matraz
que va a usar. Luego de una hora, sacar el matraz de la estufa y
ponerlo a enfriar en una campana. Pesar el matraz frío.
Pesar 10 g de muestra secada como se indica más arriba,
empaquetándola en un pedazo de papel filtro Whatman N°2.
Seguidamente, conectar la fuente de calor. El solven-te (hexano)
al calentar se evapora y asciende a la parte superior del equipo.
Allí se condensa por refrigeración con agua y cae sobre la
muestra,
regresando
posteriormente
al
matraz
por
sifón,
arrastrando consigo la grasa, el ciclo es cerrado, y la velocidad de
goteo del hexano debe ser de 45-60 gotas por minuto.
El proceso dura 3 horas. El matraz debe sacarse del aparato
cuando contiene poco hexano (momentos antes de que éste sea
sifoneado desde la cámara extractora). Evaporar el hexano
47
remanente en el matraz en una estufa y enfriarla en una campana
que contenga sustancias deshidratantes.
Cálculos:
%G
d.
Peso de la grasa
= ------------------------------ x 100
Peso de la muestra
Determinación de las Cenizas.
(Método de la mufla eléctrica).
Se coloca un crisol limpio y tarado con 2 g de muestra
desgrasada en el horno de mufla a 600°C durante 12 horas.
Después se traslada el crisol a un desecador para enfriar a
temperatura ambiente, cuando está frío, se pesa el crisol tan
pronto como sea posible para prevenir la absorción de humedad.
Se repite la operación las veces que sean necesarias para tener
peso constante, luego se calcula el porcentaje de cenizas con la
fórmula siguiente:
Peso de la ceniza
% = ----------------------------- x 100
Peso de la muestra
e.
Determinación de Proteínas.
(Método microKjeldahl).
Principio.
Se digesta la muestra en ácido sulfúrico, utilizando sulfato de
cobre pentahidratado como catalizador sulfato de potasio como
elevador del punto de ebullición, para liberar el nitrógeno de la
48
proteína y retener el nitrógeno como sal de amonio. Se añade
NaOH concentrado para liberar amonía-co, el cual es destilado y
recolectado en solución de ácido bórico y luego titulado.
Equipo.
-
Matraces de digestión Kjeldahl. De vidrio duro, con un
espesor moderado y bien reconocido. Capacidad total de
aproximadamente 100 mL.
-
Matraces de destilación del mismo tipo con capacidad para
500 mL y cuello esmerilado que se adapta a un sistema
que posee un embudo dosificador de NaOH y una trampa
para evitar el arrastre del hidróxido de sodio durante la
destilación. Conectar el extremo superior del bulbo al tubo
condensador mediante una tubería de caucho. Utilizar un
matraz Erlenmeyer de 125 mL, graduado para recolectar el
destilado. Colocar la salida del condensador de tal manera
que se asegure la absorción total de NH3 destilado en
ácido bórico.
-
Bureta de destilación clase A o equivalente.
Reactivos:
-
Acido sulfúrico al 98% libre de nitrógeno.
-
Catalizador de sulfato de cobre y sulfato de potasio libre de
nitrógeno.
-
Solución de hidróxido de sodio al 50% p/p libre de nitrato.
49
-
Solución indicadora de rojo metilo. Disolver 0,2 g de rojo
metilo y diluir a 100 mL en etanol al 95%.
-
Solución de ácido bórico al 2%.
Preparación de la muestra.
Se pesó 1 g del catalizador conteniendo 0,05 g de sulfato de
cobre y 0,95 de sulfato de potasio y se echó en el matraz de
digestión limpio y seco. Se agregó 0,3 g de la muestra y
finalmente se agregó 4 mL de ácido sulfúrico puro para análisis
de 98% de concentración y 1,84 g/mL de densidad.
Digestión. Se colocó el matraz en una posición inclinada sobre el
calentador dentro de la campana extractora. Se comenzó a
calentar a fuego lento de tal forma que no forme espuma en el
cuello del matraz Kjeldahl. A esa temperatura se dirigió
aproximadamente 20 minutos o hasta que apare-cieron los humos
blancos, luego se incrementó el calor. Una vez que la muestra se
aclaró (hasta que alcanzó un color azul-verde claro), se siguió
hirviendo durante 1 hora y media a máxima temperatura.
Al término de la digestión, la muestra digestada debe estar clara y
libre de material sin digestar. Se dejó enfriar la muestra digestada
hasta temperatura ambiente aproximada-mente durante 25
minutos. Luego se agrega 50 mL de agua destilada y se agitó con
50
movimientos giratorios para mezclar, luego se adicionó 50 mL
más. Se dejó enfriar la mezcla antes de destilarla.
Destilación. Se conectó el agua corriente al condensador del
equipo. Se añadió 50 mL de ácido bórico con indicador rojo metilo
en un Erlenmeyer de 125 mL graduado, el cual se colocó en la
punta del condensador de tal forma que el terminal de éste último
éste inmerso en el líquido. Se dejó caer el hidróxido de sodio que
se ha llenado en el embudo dosificador y se calentó el contenido
del matraz hasta que se haya destilado todo el amoníaco (mayor
o igual a 125 mL de destilado). Una vez alcanzado este volumen
se bajó el Erlenmeyer y se dejó drenar el líquido por la punta del
condensador. Se desconectó el calentador.
Titulación. El destilado se pasó a un Erlenmeyer de mayor
capacidad (250 mL) y se tituló con ácido sulfúrico 0,1N hasta
coloración roja inicial
Cálculo.
El porcentaje de proteínas presente en el mango se calcula con la
fórmula:
Vol H2SO4 x N x Meq.N x F
% P = ------------------------------------- x 100
P muestra
Donde:
Vg
= ml. de H2SO4 gastados.
51
N
= Normalidad del ácido.
Meq N = Miliequivalente del nitrógeno (0,014)
f.
Pm
= Peso de la muestra.
F
= Factor de la muestra.
Determinación de la Fibra Cruda
Se pesó un gramo de muestra y se echó en un vaso de 600 mL
para que hierva durante 30 minutos con 200 mL de H 2SO4 al 1,25
%. Durante la ebullición hay que cuidar de que no descienda el
nivel del líquido por evaporación constante, agregando pequeñas
porciones de agua destilada caliente al vaso. Luego filtrar y lavar
con agua destilada caliente hasta neutralizar la acidez. El residuo
sólido se puso nuevamente en el vaso de 600 mL, se añadió 200
mL de NaOH 1,25 % y se mantuvo en ebullición por 30 minutos
más (cuidando durante todo este tiempo que el nivel del líquido no
descienda por evaporación). Filtrar al vacío en una cápsula de
cerámica porosa lavando con agua destilada caliente. Luego
poner a la estufa por 2 horas y pesar (P1) . Luego se coloca a
mufla para eliminar la materia orgánica y se pesa nuevamente
(P2).
Cálculos:
P1 - P2
%F = ----------------------------- x 100
Peso de la muestra
52
g.
Determinación de carbohidratos.
Los carbohidratos presentes en la muestra de ají paprika, se
determinaron por diferencia, sumando los valores de las
determinaciones anteriores y restando de 100.
%Carb. = 100 - (%H + %G + %P + %F + %C)
3.4.
DETERMINACIÓN
DE
LOS
PARÁMETROS
ÓPTIMOS
PARA
EXTRAER LA OLEORRESINA.
Ya que La oleorresina es una sustancia altamente sensible, a la cual la
afectan el calor, el oxígeno del aire, el pH del medio, etc. Entonces para
la extracción de este es preciso tener una serie de cuidados, a fin de no
desmejorar su calidad; por ello previamente a la extracción definitiva se
realizaron una serie de ensayos tendientes a establecer los parámetros
adecuados para dicha extracción. Los ensayos realizados constituyen
varios, en un número no menor de cinco para cada una de las
operaciones estudiadas y fueron los siguientes:
3.4.1. Determinación de la temperatura óptima de secado.
Uno de los parámetros que más influyen en la extracción de
oleorresina es la temperatura ya que al elevarla inmediatamente
comienza la descomposición del caroteno, por ello nos vimos precisados
a determinar la mínima temperatura, que permita secar el ají sin afectar
el caroteno presente en la pulpa. Para ello, se trozó el ají en rodajas
finas que se colocaron sobre una bandeja y se llevaron a la estufa de
secado a varias temperatura de ensayo: 40, 50, 60, 70 y 80°C. Una vez
53
seco el material se procedió a la extracción y finalmente se cuantificó el
caroteno presente en la muestra secada a esa temperatura, con ayuda
del espectrofotómetro Spectronik-D20, a una longitud de onda de 475
nm.
Estos ensayos nos permitieron establecer que la temperatura más
adecuada para el secado del mango es de 50°C, la cual no afecta a los
carotenos y se puede obtener un máximo de ellos.
3.4.2. Determinación del tiempo de secado.
La exposición de la oleorresina, durante mucho tiempo a
temperaturas moderadas, también afecta su constitución, haciendo de
que este se descomponga formando otros compuestos químicos
diferentes, lo que se manifiesta durante los ensayos de reconocimiento
como una disminución en su contenido.
Para evitar este inconveniente, se controló el tiempo de secado a la
temperatura seleccionada, de tal forma que sea la mínima y reporte una
humedad de equilibrio tal que no afecte la extracción del caroteno. Los
tiempos estudiados fueron de: 12, 16, 20, 24, 28 y 32 horas.
3.4.3.
Evaluación del porcentaje de humedad del ají durante el
secado a la temperatura seleccionada, con relación al tiempo.
Para que la extracción sea eficiente y no haya formación de
emulsiónes agua-colorante o agua- solvente, es preciso retirar toda el
54
agua que contiene el ají, hasta dejar la mínima permisible, que se
denomina agua o humedad de equilibrio. Durante el secado a 50°C, y a
evaluación del tiempo también se tuvo en consideración el porcentaje de
humedad que quedaba en el material seco para el análisis. Los ensayos
se hicieron en relación al tiempo de secado y dichos tiempos fueron los
mismos que del caso anterior es decir: 12, 16, 20, 24, 28 y 32 horas. Los
resultados indicaron que en 24 horas de secado ininterrumpido se logra
una humedad de 4,16%, con la que se puede proceder a la extracción
sin ningún problema.
3.4.4. Influencia del tamaño de la partícula en la cantidad de
caroteno a obtenerse.
Cuanto mayor es la superficie de contacto entre la partícula sólida
y el solvente, más eficiente es la extracción ya que el solvente con
mayor rapidez puede ingresar a la célula vegetal y disolver el caroteno y
luego arrastrarlo hacia la fase de menor concentración o lavar y disolver
el caroteno que queda parcialmente libre al romper las células durante la
molienda. Para estos ensayos se tomaron en cuenta los siguientes
tamaños de partículas: 0,5; 1,0; 1,5; 2,0; 3,0; 4,0 y 5,0 mm.
Según los ensayos realizados se pudo comprobar que trabajando con
partículas de un tamaño promedio de 0,5 mm y menores a ella la
extracción es mucho más eficiente y más rápida.
55
3.4.5. Relación muestra sólida:solvente.
Con el fin de lograr una extracción eficiente en la cual el solvente
no se sature rápidamente, evitando de esta manera una extracción total
de la oleorresina; o que haya una excesiva cantidad de solvente que
luego de la extracción demande un mayor gasto de energía y tiempo
para recuperar el solvente y dejar libre el colorante, se hicieron ensayos
tendientes a establecer cual es la mínima cantidad de solvente para
llevar a cabo la extracción
con excelentes resultados; para ello se
ensayaron relaciones peso/volumen de: 1:2; 1:3; 1:4; 1:5; 1:6 y 1:7,
indicando los resultados que una relación de 1:5 es la óptima para este
tipo de extracción, lo que quiere decir, que 100 g de la muestra sólida se
extrae con 500 mL de solvente que para este caso se ha empleado el
éter de petróleo, ya que por su selectividad hacia el caroteno, es el más
adecuado.
3.4.6. Influencia del tiempo de maceración en la cantidad de
caroteno extraído.
El método de extracción empleado exige la previa maceración de
la muestra sólida para ayudar a la extracción bajo temperaturas
ambiente, para determinar el tiempo mínimo necesario para una máxima
extracción bajo esas condiciones, se llevaron a cabo ensayos
controlando el tiempo de maceración en relación con la cantidad de
carotenos extraídos en cada uno de ellos. Los tiempos ensayados fueron
de: 2, 4, 6, 8, 10 y 12 horas.
56
Las pruebas realizadas nos indican que con 10 horas de maceración se
logra extraer una cantidad de carotenos que alcanza los 671 mg/100 g.
3.4.7. Tiempo de extracción.
La extracción se debe de realizar también en caliente a la
temperatura de ebullición del solvente éter de petróleo, es decir entre los
45 y 48°C, entonces se precisa determinar el tiempo mínimo que permite
una extracción máxima de los carotenos. Los tiempos ensayados fueron
de: 10, 20, 30, 40 y 50 minutos. Según los resultados obtenidos se ha
seleccionado 30 minutos como el tiempo óptimo para la extracción en
caliente.
3.5.
OBTENCIÓN EXPERIMENTAL DE LA OLEORRESINA.
La extracción de la oleorresina a partir del ají páprika, a nivel
experimental se llevó a cabo de acuerdo al siguiente procedimiento:
RECOLECCIÓN.
El ají empleado en la extracción del caroteno se recolecto en las
Pampas Villacurí. Los ajíes ya maduros de un color rojo, fueron
colocados en una cesta para luego trasladarlos al laboratorio de la
Facultad de Ingeniería Química.
SELECCIÓN.
Ya en el laboratorio los ajíes se seleccionaron eliminando aquellos que
presentaban magulladuras, estaban picados, o eran demasiado
pequeños.
57
LAVADO.
El ají seleccionado se lava con abundante agua para eliminar la
suciedad que trae del campo. Para optimizar el lavado se procede a
frotar la cáscara del fruto con la mano o con un paño. Luego se escurre
el agua de lavado.
TROZADO.
Una vez limpio el ají este se troza en finas rodajas separando las pepas.
La operación se lleva a cabo con ayuda de un cuchillo de acero
inoxidable y la razón de los trozos delgados es para ayudar a que la
evaporación del agua sea más rápida.
SECADO.
Las rodajas finas resultantes del trozado se colocan en una bandeja de
porcelana y se llevan a la estufa la cual se gradúa a una temperatura de
50°C. Allí se deja durante 24 horas, obteniéndose un material seco que
se rompe fácilmente al presionar con la mano.
MOLIENDA.
La pulpa seca del ají se muele en un molino de martillo, reduciéndola a
un tamaño promedio de 0,5 mm, para lograr este tamaño de partícula se
selecciona la malla del molino..
58
MACERACIÓN.
Del material molido se toman 100 g y se colocan en un matraz redondo
agregándole los 500 mL de éter de petróleo y colocándolo luego en un
soporte. Sobre el matraz con ayuda del esmeril se adapta un tubo
refrigerante de reflujo el cual se carga con agua corriente y se deja allí
durante 10 horas para que por maceración el solvente extraiga el
colorante, mediante ósmosis.
EXTRACCIÓN EN CALIENTE.
Terminada la maceración se procede a calentar la carga del matraz por
media hora a una temperatura de ebullición del solvente (45-48°C). Al
término de la media hora, se retira la cocinilla y se deja enfriar el equipo
para luego desmontarlo y retirar la mezcla del matraz.
FILTRADO.
Una vez frío el equipo, se desmonta y se filtra el contenido del matraz
para separar la parte sólida del extracto líquido, en el filtro con una
pequeña porción del solvente limpio se lavan los sólidos para arrastrar el
colorante que queda en su superficie. El sólido agotado se desecha.
SEPARACIÓN.
El extracto etéreo se lleva a destilación para recuperar el solvente y
concentrar la oleorresina que se recibe, en calidad de extracto
concentrado. El solvente recuperado se devuelve al frasco del reactivo o
se vuelve a emplear en otra extracción.
59
3.6.
ANÁLISIS Y CONTROL DE CALIDAD DE LA OlEORRESINA.
IDENTIFICACIÓN.
Los espectros en la región visible de los carotenoides son muy
característicos entre 400 y 500 nm, con un pico mayor alrededor de los
475 nm, que es particular para el caroteno.
ENSAYO DE CARR-PRICE.
A una alícuota del extracto etéreo se le adiciona 1 mL del reactivo de
Carr-Price. La aparición de una coloración verde azulada
indica la
presencia del caroteno.
El reactivo de Carr-Price se prepara disolviendo 20 gramos de cloruro
de antimonio en 100 mL de cloroformo o tetracloruro de carbono.
60
CAPITULO IV
TRATAMIENTO DE DATOS
4.1.
RESULTADOS OBTENIDOS.
a.
Del análisis de la materia prima.
TABLA 4.1
COMPOSICIÓN PORCENTUAL DEL AJÍ PÁPRIKA
COMPONENTE
CANTIDAD
Agua, %
83,53
Carbohidratos, %
13,44
Fibra, %
0,71
Proteínas, %
0,58
Grasa, %
0,30
Cenizas, %
1,56
Caroteno, mg /100 g
855
Fuente: Elaboración propia de los autores.
61
b.
De los estudios previos.
TABLA 4.2
INFLUENCIA DE LA TEMPERATURA DE SECADO DEL AJÍ SOBRE LA
CANTIDAD DE OLEORRESINA OBTENIDA.
TEMPERATURA, °C
CAROTENO, mg/100 g
40
842
50
842
60
832
70
821
80
794
Fuente: Elaboración propia de los autores.
62
TABLA 4.3
INFLUENCIA DEL TIEMPO DE SECADO DEL AJÍ SOBRE LA
CANTIDAD DE OLEORRESINA OBTENIDA.
TIEMPO, Horas
CAROTENO, mg/100 g
12
843
16
843
20
843
24
842
28
836
32
835
Fuente: Elaboración propia de los autores.
Temperatura De operación: 50°C
63
TABLA 4.4
RELACIÓN ENTRE EL TIEMPO DE SECADO Y LA HUMEDAD
RESIDUAL DEL AJI
TIEMPO DE SECADO, Horas
% DE HUMEDAD
12
16,25
16
12,01
20
7,27
24
4,16
28
3,91
32
3,74
Fuente: Elaboración propia de los autores.
Temperatura De operación: 50°C
Muestra tomada : 100 g
64
TABLA 4.5
INFLUENCIA DEL TAMAÑO DE PARTÍCULA EN LA EXTRACCIÓN DE
LA OLEORRESINA
TAMAÑO DE PARTÍCULA, mm
OLEORRESINA, mg/100 g
0,5
842
1,0
825
1,5
812
2,0
802
3,0
783
4,0
750
5,0
729
Fuente: Elaboración propia de los autores.
Muestra tomada : 100 g
65
TABLA 4.6
RELACIÓN ENTRE EL MATERIAL SÓLIDO Y EL SOLVENTE
DURANTE LA EXTRACCIÓN
RELACIÓN, p/v
OLEORRESINA, mg/100 g
1:2
625
1:3
698
1:4
752
1:5
842
1:6
842
1:7
842
Fuente: Elaboración propia de los autores.
Muestra tomada : 100 g
66
TABLA 4.7
INFLUENCIA DEL TIEMPO DE MACERACIÓN SOBRE LA
EXTRACCIÓN DE LA OLEORRESINA
TIEMPO DE MACERACIÓN, Horas
OLEORRESINA, mg/100 g
2
352
4
405
6
479
8
525
10
671
12
671
Fuente: Elaboración propia de los autores.
Muestra tomada : 100 g
Volumen del solvente: 500 mL
Temperatura de ensayo: 50°C.
67
TABLA 4.8
TIEMPO MÍNIMO DE EXTRACCIÓN EN CALIENTE
TIEMPO DE EXTRACCIÓN, Min
OLEORRESINA, mg/100 g
10
811
20
820
30
842
40
800
50
727
Fuente: Elaboración propia de los autores.
Muestra tomada : 100 g
Volumen del solvente: 500 mL
Temperatura de ensayo: 45-48°c
68
C.
De los parámetros óptimos para la extracción de la
oleorresina a partir del ají páprika.
TABLA 4.9
PARÁMETROS OPTIMOS PARA LA EXTRACCIÓN DE LA
OLEORRESINA
PARÁMETRO
MAGNITUD
Temperatura de secado del AJÍ, °C
50
Tiempo de secado, Horas
24
Humedad residual del ají, %
4,16
Tamaño de partícula, mm
0,5
Relación sólido-solvente
1:5
Tiempo de maceración, horas
10
Tiempo mínimo de extracción en caliente, min
30
Cantidad de muestra sólida, g
100
Volumen de solvente, mL
500
Solvente utilizado:
éter de petróleo
Fuente: Elaboración propia de los autores.
69
d.
Del análisis de la oloerresina obtenida.
TABLA 4.10
RESULTADOS DEL ANÁLISIS DE LA OLEORRESINA
ANÁLISIS
RESULTADO
Longitud de onda, λ, nm
475
Reacción de Carr-Price
Positiva
Aspecto
Liquido
Consistencia
Aceitoso
Color
Amarillo
Olor
Inodoro
Sabor
Insípido
Fuente: Elaboración propia de los autores.
70
4.2.
INTERPRETACIÓN DE LOS RESULTADOS.
El estudio experimental para la extracción de oleorresinas a partir del ají
páprika, permitieron determinar por ejemplo cual es la composición del
ají, el cual según los resultados promedios dados en la tabla 4.1, indican
que poseen una cantidad apreciable de carotenos que alcanza los 855
miligramos para cada 100 gramos de muestra seca.
La tabla 4.2. muestra los resultados de los ensayos hechos para
establecer la mínima temperatura que permita obtener un máximo de
oleorresinas, sin producir en ellos descomposición alguna. Como se
puede observar la temperatura de 50°C permite obtener un máximo de
este producto igual a 842 mg/100 g de pulpa. Si la temperatura aumenta
entonces comienza una masiva degradación de los carotenos y su
contenido en la pulpa disminuye.
Se pudo comprobar que a una temperatura moderada de 50°C, el tiempo
influye en la degradación de los carotenos, como podemos ver en la
tabla 4.3, en donde se puede apreciar que conforme el tiempo se
prolonga la degradación de los carotenos es mínima pero progresiva.
En el secado del ají si bien es cierto es primordial controlar el contenido
de los carotenos y evitar a toda costa su degradación, también es
importante considerar el contenido de humedad ya que el agua a altas
temperatura forma emulsión con los lípidos y el solvente, por ello se tubo
que determinar la mínima humedad en el ají que según los reportes
71
debe de ser no mayor de 4,16. Este porcentaje de humedad se consigue
después de 24 horas de exposición al calor a una temperatura de 50°C.
La tabla 4.5. nos muestra los resultados de ensayos de muestras con
partículas de diferentes tamaños, para establecer con cual de ellas se
puede obtener mayor cantidad de oleorresinas. En ella se puede ver que
con partículas de 0,5 mm se extrae una gran cantidad de oleorresinas.
La relación material sólido- solvente, es de vital importancia en la
extracción sólido-líquido ya que cantidades menores de solvente
rápidamente se saturan y o permiten extraer la oleorresina en su
totalidad, perdiéndose colorante. Y si se emplean cantidades mayores se
va ha tener el inconveniente de un mayor gasto de combustible o
energía para recuperar el solvente; a parte de que el caroteno se va ha
descomponer estando mayor tiempo expuesto a altas temperaturas
durante la destilación. La tabla 4.6 nos nuestra estos resultados.
A fin de no descomponer los carotenos se macera primero el ají seco y
pulverizado, durante 10 horas tal como se muestra en los resultados de
la tabla 4.7. Esta maceración permite apurar la extracción en caliente a
la vez de que reduce el tiempo de exposición a temperaturas altas.
Después de macerar la extracción en caliente es más rápida y eso
permite obtener un colorante de alta calidad y de alto contenido. La tabla
4.8 no muestra el tiempo mínimo que debe estar el extracto expuesto a
72
ebullición, después de este tiempo se inicia una descomposición masiva
del colorante y por tanto su cantidad y calidad disminuyen.
Los análisis al caroteno (oleorresina) obtenido nos indican que es un
producto similar al que se encuentra en el mercado y por tanto se puede
emplear para uso alimentario.
73
CONCLUSIONES
1.
A partir del ají páprika se ha obtenido oloerresina en una cantidad de
842 mg por cada 100 gramos de pulpa seca y pulverizada.
2.
Los parámetros adecuados para obtener la oleorresina a partir del ají
páprika son los siguientes:
Secado del mango: 50°C
Tiempo de secado: 24 horas
Humedad residual : 4,16%
Tiempo de maceración: 10 horas
Relación muestra-solvente: 1:5
Tiempo de extracción en caliente: 30 minutos.
3.
La oleorresina obtenida es de calidad apreciable, similar a los extractos
que se expenden en el mercado.
74
RECOMENDACIONES
Se recomienda hace el correspondiente estudio de pre-factibilidad para
establecer si es o no rentable la instalación de una planta piloto para la
obtención de oleorresinas a partir del ají páprika que se produce en el
departamento de Ica.
75
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