universidad autónoma chapingo preparatoria agrícola área de

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO
PREPARATORIA AGRÍCOLA
ÁREA DE AGRONOMÍA
ACADEMIA DE GENÉTICA
MANUAL DE PRÁCTICAS DE INTRODUCCIÓN A LA
GENÉTICA
Mayo 2011
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO
PREPARATORIA AGRÍCOLA
ÁREA DE AGRONOMÍA
ACADEMIA DE GENÉTICA
MANUAL DE PRÁCTICAS DE INTRODUCCIÓN A LA GENÉTICA
Biol. Guadalupe Brito Nájera
M.C. Margarita Soto Aguilar
Dra. Verna Gricel Pat Fernández
2 PRESENTACIÓN
El manual de práctica de Genética, fue elaborado como material de apoyo para el
Curso de Introducción a la Genética, asignatura con carácter optativo que se
imparte a los alumnos del nivel propedéutico de la Universidad Autónoma
Chapingo. Comprende prácticas y actividades que cubren las unidades del
programa de la materia vigente, o del nivel medio superior en cualquier otra
escuela que contenga en su Plan de Estudios los contenidos elementales de la
Genética.
En este manual se encuentran prácticas con humanos, la mosca de la fruta, frijol,
maíz, y otros vegetales, algunas actividades para relacionar los fenómenos
hereditarios y la probabilidad, observaciones de cromosomas, y un apartado de
prácticas de campo, para desarrollarse en el campo o invernadero.
Las actividades planeadas para el aprendizaje del estudiante fueron desarrolladas
a lo largo de los cursos por los profesores que en diferentes momentos hemos
impartido las clases de Genética.
Esperamos que sea útil para los estudiantes y profesores para quienes fue
diseñado.
LOS AUTORES
3 ÍNDICE
Página
PRESENTACIÓN………………………………………………………………...............3
Extracción de ADN…………………………………………………………….….……....6
Polinización en plantas de reproducción sexual……………………………………...12
Identificación y manejo de la Drosophila melanogaster…………………...............26
Cruzamiento dihíbrido con Drosophila melanogaster……………………………….41
Segregación y asociación de genes mediante un modelo……………………..……48
Grupos sanguíneos……………………………………………………………………...56
Ligamiento autosómico con Drosophila melanogaster…………………….…..…...63
Herencia ligada al sexo con Drosophila melanogaster……………………………...70
La síntesis de proteínas en células eucariotas………………………………………76
4 UNIDAD
Unidad I.
Genètica: una
herramienta para
el agrónomo
Unidad II. El
puente de la
herencia.
Unidad III.
Transmisión y
distribución de
los genes.
Unidad III.
Transmisión y
distribución de
los genes.
Unidad III.
Transmisión y
distribución de
los genes.
Unidad III.
Transmisión y
distribución de
los genes.
Unidad IV.
Posición de los
genes en los
cromosomas
Unidad V. Genes
relacionados con
el sexo.
Unidad VI. El
secreto de la
vida
PRÁCTICAS
PROGRAMADAS
Extracción de ADN
Polinización en plantas
de reproducción sexual
Identificación y manejo
de la Drosophila
melanogaster
Cruzamiento dihíbrido
con Drosophila
melanogaster.
Demostración de las
leyes de Mendel.
ÁMBITO DE
DESARROLLO
Práctica de
laboratorio
Práctica de
campo
Práctica de
laboratorio
Práctica de
laboratorio
TIEMPO DE
DESARROLLO
1.5 horas
3er. semana
1.5 horas
5ta. Semana
1.5 horas
7ta. Semana
1.5 horas
8ta. Semana
Práctica de
Segregación y asociación
laboratorio
de genes mediante un
modelo
1.5 horas
10ª. Semana
Grupos sanguíneos.
Determinación de los
grupos sanguíneos en
los sistemas ABO Y Rh.
1.5 horas
12ª. Semana
Ligamiento Autosómico
con Drosophila
melanogaster
Herencia ligada al sexo
con Drosophila
melanogaster.
La síntesis de proteínas
en células eucariotas.
Construcción de un
modelo.
Práctica de
laboratorio
Práctica de
laboratorio
Práctica de
laboratorio
Práctica de
laboratorio
1.5 horas
14ª. Semana
1.5 horas
16ª. Semana
1.5 horas
18ª. Semana
5 PRÁCTICA No 1.
EXTRACCIÓN DE ADN
INTRODUCCIÓN
El secreto de la vida se encuentra en el ácido desoxirribonucleico, abreviado como
ADN. El ADN es un tipo de ácido nucleico, una macromolécula que forma parte de
todas las células. Contiene la información genética usada en el desarrollo y el
funcionamiento de los organismos vivos conocidos y de algunos virus, y es
responsable de su transmisión hereditaria. Desde el punto de vista químico, el ADN es
un polímero de nucleótidos, es decir, un polinucleótido.
En los organismos vivos, el ADN se presenta como una doble cadena de nucleótidos, en
la que las dos hebras están unidas entre sí por unas conexiones denominadas puentes
de hidrógeno.
OBJETIVO
Obtener ADN vegetal para determinar su presencia
MATERIAL
Por equipo
1 agitador de vidrio
Detergente líquido para trastes
1 gradilla o frasco de boca ancha para colocar los tubos
1 cucharita para café desechable
50g hojas de espinacas frescas, lavadas y secas
1 vaso de precipitado de 50 ml
Alcohol de curación NO desnaturalizado y bien frío
3 tubos de ensayo de 7.5 cm x 0.5cm
1 probeta de 10 ml
Enzimas (Ablandador de carnes)
Pipeta Pasteur sellada (o clips comunes)
Por grupo
6 1 licuadora completa
Agua destilada y estéril
2 vasos para papilla
2 vasos de precipitado de 250 ml
Una bolsa de plástico
2 coladeras
Toallas sanitas
PROCEDIMIENTO 11
Se necesita encontrar algo que contenga ADN. Ya que el
ADN es el plano de
instrucciones para la vida, cualquier cosa viviente contiene ADN.
Para este experimento preferimos usar espinacas. Pero también hay montones de otras
fuentes de ADN, como por ejemplo:
ƒ
Chícharos verdes
ƒ
Hígado de pollo
ƒ
Cebollas
ƒ
Brócoli
1) Coloca en una licuadora:
ƒ
Tu fuente de ADN (más o menos 100 ml o 1/2 de taza de espinacas, libres de
1
Basado en: Genetic Science Learning Center (2011, January 24) Cómo extraer ADN de
cualquier
cosa
viviente.
Learn.Genetics.
Retrieved
April
21,
2011,
from
http://learn.genetics.utah.edu/es/units/activities/extraction/
7 nervaduras gruesas y de sus pedicelos.
ƒ
Una pizca grande de sal de mesa (menos de un ml o 1/8 de cucharadita).
ƒ
Agua fría. El doble de la cantidad de tu fuente de ADN (más o menos 200 ml o 1 de
taza).
Licua todo a alta velocidad por 15 segundos.
El licuado separa las células de las espinacas unas de otras, por lo que ahora tienes una
muy diluida sopa de células de espinacas.
Vierte tu sopa de células de espinacas a través de un colador dentro de otro contenedor
(como una taza medidora por ejemplo), para eliminar todos los residuos sólidos.
2) A la sopa de espinacas agrega 1/6 de esa cantidad de detergente líquido (más o
menos 30 ml o dos cucharadas soperas) y mézclalo. Deja reposar la mezcla entre 5 y 10
minutos.
Vierte la mezcla en tubos de ensayo u en otros contenedores pequeños de vidrio, cada
uno como 1/3 lleno.
8 3) Añade una pizca de enzima a cada tubo de ensayo y agítalo suavemente. iSe
cuidadoso! Si lo agitas demasiado fuerte romperás en ADN haciéndolo más difícil de ver.
Usa ablandador de carne como enzima.
4) Ladea tu tubo de ensayo y lentamente vierte el alcohol (isopropílico al 70-95% o
alcohol etílico) sobre la pared del tubo de manera que forme una capa sobre la mezcla
de espinacas. Sigue vertiendo hasta que tengas en el tubo aproximadamente la misma
cantidad de alcohol que de mezcla de espinacas.
El ADN se elevará desde la mezcla de espinacas hasta la capa de alcohol. Puedes usar
9 un palito de madera u otro tipo de gancho para arrastrar el ADN que está en el alcohol.
¿Qué es esa cosa pegajosa?
El alcohol es menos denso que el agua, por lo que flota en la parte superior. Debido a que
se formaron dos capas separadas, toda la grasa y proteína que rompimos con el
detergente y la enzima en los primeros pasos.
En este proceso, la proteína y la grasa irán al fondo, que es la capa acuosa, donde se
sienten más confortables, mientras que el ADN prefiere la capa superior, el alcohol. El
ADN es una larga y pegajosa molécula a la que le gusta formar grumos.
CUESTIONARIO
1. ¿Qué utilidad tiene la extracción de DNA?
2. Describe breve pero sustanciosamente en qué consiste una de las técnicas en la que se
utiliza el DNA extraído.
3. El DNA puro es completamente traslúcido y puede confundirse con el alcohol ¿por qué
entonces tiene color blanco cuando lo extraes del material vegetal?
4. ¿Por qué el DNA puede tener color verde o amarillento al extraerlo?
5. ¿Por qué será tan importante que el DNA de interés el de una bacteria, de una especie
vegetal o, por ejemplo, de un cerdo- no se contamine con DNA extraño (de un patógeno,
del experimentador, etc.)?
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
El alumno deberá entregar reporte de la práctica de extracción de ADN. Con un valor de
1.5 %
BIBLIOGRAFÍA
APA format:
Genetic Science Learning Center (2011, January 24) Cómo extraer ADN de cualquier
10 cosa viviente. Learn.Genetics. Retrieved April 21, 2011, from
http://learn.genetics.utah.edu/es/units/activities/extraction/
MLA format:
Genetic Science Learning Center. "Cómo extraer ADN de cualquier cosa viviente."
Learn.Genetics 21 April 2011 http://learn.genetics.utah.edu/es/units/activities/extraction/
Chicago format:
Genetic Science Learning Center, "Cómo extraer ADN de cualquier cosa viviente,"
Learn.Genetics, 24 January 2011,
<http://learn.genetics.utah.edu/es/units/activities/extraction/> (21 April 2011)
11 PRACTICA No. 2
POLINIZACIÓN EN PLANTAS DE REPRODUCCIÓN SEXUAL
La realización de esta práctica se puede llevar a cabo con maíz (alógama) o con frijol
(autógama), dependerá de las especies de las que dispongamos. Esta es la razón por la
que presentamos dos prácticas, aunque los equipos de estudiantes sólo deberán cumplir
con una, la que indique el profesor.
I. EMASCULACIÓN Y POLINIZACIÓN EN FRIJOL
INTRODUCCIÓN
El frijol, al igual que el chícharo, es una especie que se autopoliniza (autógama). Esto se
debe a la estructura de la flor, donde el androceo y el gineceo se encuentran juntos y
encerrados entre dos pétalos soldados espiralados (quilla); además, las anteras dejan
caer el polen sobre los estigmas dentro de la estructura antes de que la flor abra, lo cual
hace forzosa la autopolinización. Esto determina que las variedades existentes sean
verdaderas líneas puras ante lo difícil de la polinización cruzada en forma natural entre
las variedades de esta especie (Phaseolus vulgaris), la especie más importante desde el
punto de vista agrícola del género Phaseolus.
En México, los métodos que se han usado para obtener variedades mejoradas de frijol
han sido la selección individual y la hibridación, éste último, por el sistema de pedigree. El
Dr. Miranda (1962) sugiere para el mejoramiento de esta especie la metodología de
selección en masa y el método HIMSI (Hibridación, siembra en masa y selección
individual). Por esto, cuando se utiliza la hibridación para el mejoramiento genético, se
requiere efectuar cruzamientos artificiales controlados con la finalidad de obtener nuevas
combinaciones de genes que sinteticen características deseables de dos o más
variedades progenitoras. Otra de las finalidades es estudiar el tipo de herencia que
presentan algunos caracteres del frijol, como color de la semilla, resistencia a
enfermedades, etc. En forma similar como lo hizo Mendel el siglo pasado con la planta del
chícharo.
12 La polinización artificial en frijol es laboriosa, por lo que requiere conocimiento de algunos
procesos como la fisiología de la floración, morfología flora, condiciones ambientales, etc.,
para lograr éxito o “pegue” de la polinización efectuada, para lo cual es necesario la
habilidad que se obtiene con la práctica constante. Del dominio de lo anterior y de la
experiencia, depende que el éxito de las polinizaciones fluctúe alrededor del setenta y
cinco por ciento.
OBJETIVOS
1) Realizar polinizaciones cruzadas entre diferentes variedades vegetales (frijol)
para explicar la forma en que se realiza este proceso.
MATERIALES
Plantas de dos variedades de frijol.
Pinzas de disección de punto aguda.
Recortes de papel servilleta de 6 x 15 mm.
Un frasco con agua.
Un frasco con alcohol de 96º
Un vaso encerado
Etiquetas de 2 x 4 cm.
Un lápiz.
PROCEDIMIENTO
El cruzamiento artificial del frijol implica en primer lugar, efectuar la emasculación del
progenitor que se va a considerar como hembra y luego colectar el polen del progenitor
13 masculino para aplicarlo sobre el progenitor femenino. Ambos procesos deben efectuarse
preferentemente por la mañana para evitar polinizaciones indeseables realizadas por
insectos durante el día.
A). Emasculación del progenitor femenino.
A.1. La emasculación consiste en eliminar las anteras de la flor del progenitor antes de
que se efectúe la autopolinización. Para esto, deben seleccionarse botones que vayan a
abrir el día siguiente. De acuerdo a la Figura 1, debe emascularse el botón d, pues la flor
b, que ya abrió, ya se ha autopolinizado.
A.2. Seleccione preferentemente botones del primero o segundo nudo de la
inflorescencia, pues las vainas que se originan de los botones del ápice (Figura 1c),
generalmente sufren abscisión. Del mismo modo, emascule los botones que están “listos”
durante los primeros cinco o seis días desde que abrió la primera flor en la planta, pues se
ha comprobado que las flores que alcanzan la antesis en la segunda mitad del período de
floración, muestran mayor tendencia a sufrir abscisión o formar vainas sin granos (vainas
vanas).
A.3. Debe atraparse el botón floral elegido con los dedos índice y pulgar de la mano
izquierda, fijando con esta mano el tallo de la planta, evitando todo movimiento que dañe
el pedicelo del botón floral.
A.4. A continuación, con la mano derecha se toman las pinzas, las cuales se colocan
cerradas con ligera presión sobre la sutura ventral del botón; al abrirse las pinzas se abre
el estandarte. Este se rompe ligeramente en el ápice para doblar hacia afuera la parte
izquierda del estandarte.
14 A.5. De esta manera quedan descubiertas las alas que se cortan presionando en su base
con las pinzas, dejando al descubierto la quilla, la cual consiste de dos pétalos soldados
espiralados (Figura 2d, 3 y 4a). Esta tiene un orificio pequeño a través del cual se toma
uno de los pétalos con la punta de las pinzas, jalando cuidadosamente hasta eliminar toda
la quilla sin dañar los estigmas ni romper las anteras.
A.6. Al descubrir las anteras y el estigma (Figura 4b y 4c), deben eliminarse las anteras
cortando por su base con las pinzas. Si se observa que se ha derramado polen, o si se
daña el estigma, debe eliminarse este botón y elegir otro. Con la eliminación de las
anteras termina la emasculación.
B). Polinización.
B.1. Después que se emasculó el progenitor femenino, se efectúa la polinización. Para
esto, se cortan flores del progenitor masculino que haya abierto el mismo día
identificándose porque las flores muestran un aspecto turgente y de color vivo (Figura 1b).
Las flores cortadas se colocan en un vaso, manteniéndose en lugar fresco.
B.2. Para obtener el polen, se toma una flor con la mano izquierda fijándola por el
estandarte; con los dedos de la mano derecha se presionan las alas hacia abajo (Figura
2b), observándose que el estigma emerge por el ápice de la quilla. Se sostiene en esta
posición con la mano izquierda y con la derecha se toman las pinzas y se corta
presionándole en su base incluyendo un segmento del estilo. El estigma lleva adheridos
granos de polen que van a ser utilizados para la polinización.
15 Figura 1. Estructura Floral del Frijol:
1.- Inflorescencia: a) vaina en desarrollo; b) flor en antesis; c,d) botones.
2.- Flor en antesis: a) cáliz; b) alas c) estandarte; d) quilla.
3.- Quilla.
4.- Interior de la quilla: a) pétalos de la quilla; b) estilo; c) anteras; d) vaina sin desarrollar;
e) ovario.
5 y 6.- Detalles de la vaina.
7.- Estigma: a) pelos del estigma.
8.- Antera.
B.3. El estigma del progenitor masculino se frota sobre el estigma del botón emasculado
del progenitor femenino, enganchándose ambos, de tal forma que hagan contacto,
dejándose en esta posición par garantizar una mayor seguridad del cruzamiento.
16 B.4. Una vez efectuada la polinización, se cierran los restos del estandarte cubriendo el
botón con un trozo de papel servilleta ligeramente humedecido para proteger el pistilo que
ha sido polinizado.
B.5. Finalmente, se coloca una etiqueta sobre el pedicelo del botón donde deben anotarse
los nombres de los progenitores, la fecha de polinización, nombre del alumno y el número
del grupo para poder observar posteriormente si las polinizaciones realizadas fueron
exitosas.
B.6. Los botones polinizados pueden tener cualquiera de los siguientes destinos:
transformarse en vainas normales, lo cual sería la meta buscada; en vainas sin granos
(vanas), o bien en vainas que se caen unos días después de efectuada la polinización.
CUESTIONARIO
1.- Describa la metodología de mejoramiento denominada selección genealógica o
pedigree.
2.- Si usted realizara una gran cantidad de polinizaciones, ¿cómo podría comprobar con
certeza que el producto obtenido es debido a una polinización controlada y no a una
indeseada?
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
El alumno realizará la polinización.
1.25 %
Entregará reporte de práctica.
2.0 %
BIBLIOGRAFIA
1.- Miranda, C. S. 1962. Mejoramiento genético del frijol en México. En: Producción de
granos y forrajes de Raúl Robles Sánchez (1981). Ed. LIMUSA. México, pp. 553-575.
17 2.- Miranda, C.S. 1965. Herencia del color de la flor en Phaseolus vulgaris L. Memoria del
Primer Congreso de fitogenética. México, D.F. pp. 201-214.
3.- Miranda, S.C. 1969. Estudios sobre la herencia de tres caracteres de frijol.
Agrociencia. Vol. 4: núm. 1: 115-122.
4.- Núñez, G.S. 1979. Cruzamiento artificial en frijol. Tesis de M.C. del Centro de
Genética, C.P. 84 pp.
18 II. POLINIZACIÓN CONTROLADA EN MAÍZ
INTRODUCCIÓN
El maíz (Zea mays) es una especie que fue domesticada en México y Centroamérica hace
aproximadamente 7,000 años, siendo en la actualidad el alimento básico de casi todos los
países de América y uno de los cereales más productivos del mundo.
Con el descubrimiento del maíz híbrido en los Estados Unidos de América en 1909 por el
Dr. G. H. Shull, se aumentó considerablemente la productividad de este cereal, lo cual
propició que la siembra de semilla híbrida en la faja maicera de este país, sea casi del
100% en la actualidad. En México, el mejoramiento genético del maíz inició en 1940, y no
obstante el gran número de variedades híbridas de polinización libre producidas para las
diferentes regiones agrícolas del país, el 90% de las semillas que se siembran son
semillas criollas y únicamente el 10% son híbridos y variedades mejoradas.
El mejoramiento genético del maíz tiene como principal objetivo la obtención de híbridos
y/o variedades mejoradas con alto potencial de rendimiento, las cuales, en lo posible, son
de amplia adaptación, resistentes al acame, a plagas y enfermedades, adaptadas para la
cosecha mecanizada y de alta calidad, considerando el uso al que se destine el grano.
Los principales métodos de mejoramiento que se aplican en estas especies son la
selección masal, la selección familiar (de medios hermanos, hermanos completos y
autohermanos o líneas s1), la selección combinada (que pretende conjuntar las
respuestas de la selección familiar y de la selección masal) y la hibridación, con la cual se
busca explotar el vigor híbrido que se obtiene al cruzar dos líneas, dos variedades o dos
razas de la misma especie.
La comprensión de los métodos de mejoramiento en el maíz depende de la forma de la
polinización. El maíz es una especie monoica y alógama con un 95% de polinización
cruzada y 5% de autopolinización, por ende, el objetivo de la polinización controlada es
incorporar a la progenie características agronómicas deseables, través de un control
19 estricto sobre el manejo de sus progenitores, o bien mantener y aumentar una población
con sus principales características.
OBJETIVOS
1.- Realizar la polinización cruzada entre diferentes variedades vegetales (maíz)
para explicar la forma en que se realiza este proceso.
MATERIALES
Lote de plantas de maíz.
Bolsas de glacine (8 x 20 cm)
Bolsas de papel num. 12 (17 x 40 cm).
Cuchillo o navaja
Engrapadora
Clips.
Lápiz No. 2.
PROCEDIMIENO
El cruzamiento controlado en el maíz implica el jiloteo de las plantas hembras y de la
polinización.
A). Jiloteo
El jiloteo consiste en preparar al jilote (inflorescencia femenina) para ser polinizadas
posteriormente. Consta de los siguientes pasos:
1.- Se seleccionan plantas cuyos jilotes no hayan expuesto sus estigmas, es decir, que no
hayan sido polinizadas.
2.- Se elimina la vaina de la hoja que cubre el jilote para facilitar la operación.
20 3.- Con un cuchillo o navaja se cortan unos dos centímetros de la punta del jilote con el
propósito de que los estigmas emerjan uniformemente, como un cepillo.
4.- Se cubre el jilote con una bolsa de glacine, la cual debe meterse hasta la mitad para
evitar que el crecimiento del jilote la rompa.
5.- De esta manera concluye el jiloteo. Posteriormente, una vez que los estigmas crezcan
lo suficiente (5 u 8 días después o hasta 15 ó 20 si es necesario), puede efectuarse la
polinización.
B). Polinización
Esta consiste en la aplicación de polen sobre los estigmas de las inflorescencias de las
plantas previamente jiloteadas. Debe hacerse por la mañana (5 a 7 a.m.) para obtener el
máximo de polen. Se realizarán tres tipos de cruzamientos: autofecundación (I),
cruzamientos fraternales (II) y cruzamientos planta a planta (III).
a). autofecundación
La autofecundación consiste en el cruzamiento de una planta por sí misma. Se utiliza para
la obtención de líneas puras, que pueden utilizarse en alguna metodología de selección o
bien ser utilizadas, después de varias generaciones de autofecundación, para la
formación de híbridos. Consiste en lo siguiente:
1.- Se cubre la espiga con una bolsa de papel manila para colectar el polen de la misma
planta que previamente ha sido jiloteada. Se toma la planta por la parte superior, con el
jilote hacia el polinizador, y se dobla con cuidado para alcanzar la espiga sobre la cual se
colocará la bolsa indicada, la cual debe cerrarse alrededor del raquis y asegurarse con un
clip.
.
2.- Unas tres o cuatro horas más tarde (10-11 a.m.), después de que el sol ha calentado,
habrá ocurrido la dehiscencia de las anteras, por lo que se procede a colectar el polen.
21 Para esto, se dobla la planta como se indicó en el inciso anterior y se golpea ligeramente
la bolsa (con la espiga dentro) para propiciar que se libere más polen.
3.- Hecho lo anterior, se saca cuidadosamente la espiga para no derramar el polen,
procurando además no abrir la bolsa para evitar contaminación con polen de otras
plantas.
4.- Una vez que el polen se concentró en el fondo de la bolsa, se le hace un doblez por la
mitad. Con la primera mitad deberá cubrirse parcialmente el jilote, que sigue protegido por
la bolsa de glacine. Sin exponer los estigmas, deberá eliminarse esta bolsa para
posteriormente enderezar y sacudir la bolsa de papel sobre el jilote. Esta bolsa deberá
fijarse sobre la planta, doblando sus márgenes alrededor del tallo y fijándolos con una
grapa.
5.- Para identificar las polinizaciones realizadas se anota sobre la bolsa el lugar, el signo
que indica autofecundación (
), el nombre del alumno y del grupo y la fecha de la
polinización.
b). Cruzamiento Fraternal
Mediante este tipo de cruza se simula apareamiento aleatorio dentro de una población. Se
utiliza para incrementar semilla de variedades de las que se desea conservar su pureza
genética. Para este tipo de cruzamiento se deben tomar un mínimo de 20 plantas de dos
subpoblaciones de la misma variedad. Consiste en los siguientes pasos:
1.- Una vez que las dos poblaciones han sido jiloteadas, deberán cubrirse las espigas de
las dos subpoblaciones con bolsas de papel manila.
2.- Se colecta el polen de cada planta, y en dos bolsas diferentes se junta el polen de
cada subpoblación.
3.- Una vez concentrado el polen de cada subpoblación, se eliminan las impurezas.
Posteriormente, con cada bolsa se hace un paquete efectuándole dobleces, dejándolas
22 reducidas a un tercio de su tamaño. Se les hace un pequeño corte en una de las esquinas
para que permitan la salida del polen.
4.- Con el polen de la subpoblación (a), se polinizan las plantas de la subpoblación (b), y
viceversa. Para esto se le hace un corte superior a la bolsa de glacine de cada planta
jiloteada, y sin mover la planta para evitar la autopolinización, se espolvorea un poco de
polen sobre los estigmas del paquete de polen respectivo.
5.- Una vez hecho esto, se elimina la bolsa de glacine y se cubre el jilote con bolsa de
manila. Esta bolsa debe fijarse a la planta como se indicó en el caso de la
autopolinización.
6.-En la bolsa de papel debe de indicarse el lugar, el símbolo del cruzamiento fraternal (#),
el nombre y grupo del polinizador y la fecha de polinización.
Deberán realizarse los cruzamientos directos y recíprocos. Cuando sea posible, se
recomienda que se colecte el polen del mayor número de plantas para muestrear con
mayor efectividad la variabilidad genética de la variedad.
c). Cruzamiento Planta a Planta
Este tipo de cruzamiento se realiza con el propósito de controlar los dos progenitores que
intervienen en el cruzamiento. Se utiliza para la formación de familias de hermanos
completos y para estudiar el patrón hereditario de algunos caracteres de interés.
1.- Una vez jiloteadas las dos plantas, se cubren las espigas de ambas con bolsas de
papel manila.
2.- Se colecta el polen de cada planta por separado. Con el polen de la planta uno se
polinizan los estigmas de la planta dos (cruza directa) y con el polen de la planta dos se
polinizan los estigmas de la planta uno (cruza recíproca). Para esto se procede como se
indicó en el inciso b-4.
23 3.- Hecho lo anterior, se procede a cubrir el jilote con la bolsa de manila correspondiente.
En cada bolsa deberá indicarse el lugar, el símbolo del cruzamiento planta a planta (PaP),
el nombre y grupo del polinizador y la fecha de polinización.
CUESTIONARIO
1.- Describa la metodología de selección masal estratificada como se practica en maíz
para mejorar las variedades de polinización libre.
2.- Investigue cual es el promedio de viabilidad de los granos de polen, así como el
período de receptividad de los estigmas en el maíz.
3.- En forma sencilla, explique qué es la endogamia y la heterosis y cómo se obtienen en
la práctica.
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
El alumno realizará la polinización.
1.25%
Entregará reporte de la práctica.
2.0%
BIBLIOGRAFÍA
1.- Jugenheimer, R.M. 1981. Maíz. Editorial Limusa. México.
2.- Márquez Sánchez F. (2) Técnicas de polinización en maíz. Mimeógrafo. Depto. De
Fitotecnia. UACh.
3.- Pohelman, J. M. 1976. Mejoramiento genético de las cosechas. Editorial Limusa.
México. 453 pp.
4.- Robles, S.E. 1982. Producción de granos y forrajes. Editorial Limusa. México 592 pp.
24 5.- Wellhausen, J. E. 1961. El mejoramiento del maíz en México. Avances actuales y
proyección hacia el futuro. Revista de la Sociedad Mexicana de Historia Natural. Tomo
XXI, No. 2.
25 PRACTICA No. 3 IDENTIFICACIÓN Y MANEJO DE Drosophila melanogaster
I.
INFORMACIÓN GENERAL Y TECNICAS PARA EL USO DE Drosophila
melanogaster
INTRODUCCIÓN
Una vez que los experimentos de Mendel se redescubrieron en 1900, se inició el
verdadero desarrollo de la ciencia de la Genética, y desde entonces ha jugado un papel
central la mosca de la fruta Drosophila melanogaster, como organismo experimental.
La primera etapa en el estudio de las leyes de la herencia consiste en cruzar individuos
que difieren en uno o varios caracteres bien definidos, además es necesaria la
observación de varias generaciones cuya descendencia sea numerosa, que su ciclo de
generación sea rápido, que sea fácil de mantener en el laboratorio y se puedan contener
muchos individuos en poco espacio. Estas características las reúne la mosca de la fruta
pues se pueden cultivar en frascos de vidrio, y una sola pareja produce varios cientos de
descendientes en 10 ó 20 días.
Desde el estadio de huevo hasta la mosca adulta, Drosophila pasa por varias fases cuya
duración depende de diversos factores, entre los principales está la temperatura. A 25ºC
el ciclo de vida se completa en 10 días aproximadamente. Mientras que a 20ºC son
necesarios 15 días para ellos. Es importante que los cultivos se mantengan entre los 10 y
27ºC, pues a 30ºC se observan fenómenos de esterilidad y muerte en las moscas, y a
temperaturas bajas se reduce la viabilidad y el ciclo de vida se alarga notablemente.
OBJETIVOS
Identificar líneas silvestres y mutantes, así como el ciclo de vida de la Drosophila
melanogaster para familiarizarse con el uso de este organismo experimental.
26 Figura 1. Ciclo de vida de Drosophila melanogaster
CICLO DE VIDA
Huevo: La oviposición comienza al segundo día de emergencia de la hembra, llegando a
producir e 400 a 500 huevos en diez días. Los huevos son ovoides, pequeños
(aproximadamente de medio milímetro de longitud), y tiene dos filamentos en uno de sus
extremos, que les impiden hundirse en la superficie blanda del alimento donde son
depositados.
Larva: Del huevo emerge la larva, la cual es blanca, segmentada y de forma de gusano.
Sufre dos mudas, por lo que alcanza hasta 4.5 mm de longitud. Esta etapa es la más
afectada por la temperatura, a 20º su duración es de aproximadamente 10 días.
Pupa: Cuando la larva madura está lista para transformarse en pupa, generalmente sube
por las paredes de la botella o por el papel que se ha colocado en el frasco de cultivo, en
busca de un sitio seco. Ahí, la última cubierta larvaria se endurece, oscurece y cambia de
forma a medida que se contrae; en esta etapa ocurre una compleja reorganización de los
tejidos (metamorfosis) y después de 4 días emerge el adulto (Figura 1).
27 Adulto: Al llegar a su fin el estadio de pupa, emerge la mosca adulta rompiendo la
envoltura. Al principio las moscas son muy largas, frágiles, de color muy claro y no
extienden todavía sus alas. Se oscurecen en pocas horas, tomando ya apariencia del
adulto; viven alrededor de un mes. Las hembras no copulan sino después de 8 – 10 horas
de emergidas de la envoltura. Al copular almacenan grandes cantidades de
espermatozoides que fecundan a los óvulos antes de la oviposición. Para llevar el control
de las cruzas es muy importante el aislamiento de las hembras vírgenes que pueden
colectarse sacando del medio a las moscas adultas antes de las 8 – 10 horas siguientes
de su salida de la envoltura. Se separan los machos y las hembras en frascos de cultivos
diferentes hasta que sean usadas para los cruzamientos.
DIFERENCIAS SEXUALES
Se utilizan varios criterios para distinguir las moscas machos de las hembras
1. Tamaño del adulto. La hembra es generalmente más grande que el macho (figura 2).
2. Marcas en el abdomen. En la parte dorsal del abdomen de la hembra se observan
más bandas claras y obscuras, ya que los últimos segmentos del macho están
fusionados (figura 2).
3. Forma del abdomen. La curva del abdomen de la hembra termina en punta; el del
macho es romo y más corto (figura 2).
4. Peines sexuales. En los machos, existe un pequeño penacho de cerdas en el
segmento basal tarsal de cada pata delantera. Este es el método más seguro para
distinguir moscas machos y hembras jóvenes (menos de dos horas de edad), ya que
los otros rasgos adultos no siempre se pueden reconocer a temprana edad (figura 3).
5. Genitales externos en el abdomen. Localizados en la punta del abdomen, el ovipositor
de la hembra es puntiagudo, los claspers del macho son oscuros de forma circular
(figura 4).
6. Órganos sexuales durante la etapa larval. Durante la últimas etapa larvaria los machos
pueden distinguirse por la presencia de una gran masa blanca de tejido testicular, este
se localiza en el tercio posterior de la larva, en los cuerpos grasos laterales, y pueden
verse a través del tegumento. El tejido ovárico de la hembra forma una masa mucho
más pequeña.
28 Figura 2. Dimorfismo sexual en Drosophila melanogaster.
Figura 3. Dimorfismo sexual en Drosophila melanogaster
29 Figura 4. Dimorfismo sexual en Drosophila melanogaster.
Principales características del tipo silvestre
Antes de observar los mutantes es necesario familiarizarse con las características del tipo
silvestre (o más común) de Drosophila. Se conocen cientos de mutaciones pero solo se
mencionan algunas de las más relevantes, las cuales se comparan con el tipo silvestre.
Figura 5. Drosophila melanogaster de tipo silvestre
30 1). Ojos
Silvestres: Color rojo brillante, forma oval y multifacetados.
Mutantes: color blanco, negro, durazno, rojo escarlata, rosa o café; cambios en
la forma y número de facetas.
2). Alas
Silvestres: Superficie lisa, venación uniforme, extendidas hasta afuera del
abdomen.
Mutantes: Cambios en tamaño y forma; ausencia de venas especificas;
cambios en la posición en la que se colocan las alas cuando la mosca está en
reposo.
3). Cerdas
Silvestres: Rectas, largas y lisas (distribución especifica en cabeza y tórax).
4). Color del cuerpo
Silvestre: básicamente gris o café claro, con patrones de áreas claras y
oscuras.
Mutantes: negro en grados variables, amarillo. El color se puede determinar
más claramente en las venas de las alas, en las patas y en el tórax (en
posición dorsal).
En general las características mutantes son recesivas respecto al tipo silvestre,
a menos que se indique lo contrario.
Mutantes de Drosophila melanogaster de uso común en el laboratorio.
A continuación se enlistan algunos de los mutantes de Drosophila con las
características que los distinguen y su posición en el mapa, Los números entre
paréntesis indican el cromosoma en que se encuentra el gene y su posición en
el mapa.
31 White: w
(1 – 1.5) Ojos casi blanco nieve, ocelos y tubo
de malpighi sin color. Aparece con una
frecuencia de 1/30000 moscas normales.
Tiene numerosos alelos entre el blanco y el
normal.
(3 – 26.0)El color de los ojos al emerger es
café rojizo transparente y se oscurecen hasta
el sepia, posteriormente se torna café en los
adultos. Los ocelos son de tipo normal.
Sepia: se
Scarlet: st
Barra: B (3 – 44.0) Ojos color amarillo – rojizo muy
brillante y se oscurecen un poco con la edad.
Ausencia de color en los ocelos. La
combinación st/st, bw/bw produce ojos
blancos.
(1 – 57.0) Ojos barra. El número de facetas en
el ojo se reduce a 68 en el homocigoto(BB),
en el heterocigoto (B+B) es de 358,
comparado con el promedio de 779 en el tipo
silvestre (B+B´). Se considera una mutación
semidominante. La visibilidad es buena.
(2 – 67.0) Alas atrofiadas en diferentes
grados, alterios muy reducidos. Hay varios
alelos, viabilidad reducida
Vestigial:vg
Curly: cy Dumpy: dp
(2 – 7.0) Alas completamente curvas hacia
arriba. Generalmente es letal la condición
homocigotica.
(2 – 13.0) Alas recortadas y reducidas en su
longitud a dos terceras partes de la del tipo
normal; los vellos y setas torácicas también
resultan afectadas por este gene. Buena
viabilidad.
(2 – 48.7) Color del cuerpo, trazos y venas de
las alas son de color negro.
Ebony: e 32 II. Drosophila melanogaster: UN ORGANISMO EXPERIMENTAL
Antes de comenzar las cruzas experimentales con la mosca de la fruta, es necesario
conocer bien el organismo y su ciclo de vida. Este insecto se utiliza ampliamente en los
estudios genéticos por varias razones: el ciclo vital es corto, puede mantenerse gran
número de individuos en espacio reducido y a bajo costo, su descendencia es numerosa y
tienen la gran ventaja de presentar características hereditarias bien definidas, con
mutaciones evidentes que facilitan su seguimiento de generación en generación.
Materiales
Un frasco de vidrio de boca angosta
Tapón de algodón y gasa para el frasco
Plátano maduro
Cultivos de líneas mutantes
Procedimiento
Coloque en el frasco un pedazo de plátano maduro; cuando observe moscas de la fruta
en su interior, cúbralo con el tapón de algodón y gasa, y comience sus observaciones
registrando los cambios que se producen en el mismo.
Anote las fechas en que observe las diferentes etapas de desarrollo y esquematice cada
una. Lleve su cultivo al laboratorio cuando se lo indique el profesor para revisar las
moscas.
Los organismos obtenidos se denominan silvestres (+).
Observe y esquematice las
siguientes características: color de los ojos, color del cuerpo (dorsal y ventral) y forma de
las alas.
Las moscas tienen dimorfismo sexual; consulte y auxíliese de los esquemas, para separar
las hembras de los machos. Cerciórese de que las separó correctamente consultando
con el profesor.
33 Una vez identificadas las características silvestres, observe bajo el microscopio, las
moscas mutantes que se le proporcionaron y clasifíquelas de acuerdo a las características
contrastantes que presenten respecto al silvestre.
Complete el cuadro que se le presenta con un esquema y el símbolo que le corresponde a
cada mutante. Reporte por escrito sus observaciones, el cuadro de los esquemas y el
cuestionario.
Identifique y dibuje las características fenotípicas de los caracteres silvestres o mutante
que se indican a continuación: a) color de los ojos: silvestre, White, sepia y scarlet; b)
forma de los ojos: silvestre y bar; c) color del cuerpo: silvestre, black, yellow y ebony, y d)
forma de las alas: silvestre, dumpy y vestigial.
Esquematice las características fenotípicas silvestres o mutantes que se indican con base
en las observaciones directas de los organismos y anote la simbología correspondiente.
COLOR DE LOS OJOS
SILVESTRE__________
WHITE ____________
SEPIA _____________
COLOR DE OJOS
FORMA DE LOS OJOS
SCARLET_______________________
BAR______________________________
34 COLOR DEL CUERPO
SILVESTRE_______________________
BLACK___________________________
COLOR DEL CUERPO
YELLOW_________________________
EBONY____________________________
FORMA DE LAS ALAS
SILVESTRE___________
DUMPY_______________
VESTIGIAL___________
35 III. MANEJO DE Drosophila melanogaster
Para el inicio de toda cruza experimental, con Drosophila melanogaster es conveniente
tener conocimientos de ciertas actividades que son de uso rutinario en el laboratorio. A
continuación se explican, haciendo énfasis en el objetivo que se persigue con cada una
de ellas, así como la forma de llevarse a cabo. Es necesario llevar una bitácora en la cual
se deben registrar todas las actividades que se realicen así como la fecha en que se
hicieron.
Obtención de hembras vírgenes
Es requisito indispensable que al iniciar toda cruza, la hembra que fungirá como
progenitor sea virgen. Estas se seleccionan pocas horas después de emergidas debido a
que no copulan sino hasta después de 8 a 12 h. Al copular se almacenan una gran
cantidad de espermatozoides que fecundan a los óvulos antes de la ovoposición. Estas
hembras pueden colectarse antes de que emerjan de la pupa o en las primeras horas del
día. No es necesario que los machos sean vírgenes.
Inicio de la cruza (siembra)
Se seleccionan los progenitores (
y
), se colocan dos parejas en un frasco con
cultivo fresco. Estos frascos se etiquetan indicando el genotipo de los progenitores,
número de grupo, equipo y fecha de la siembra.
Po. _________ X ________ Grupo__________ Equipo_______ Fecha de siembra______________ 36 Eliminación de progenitores
Una vez se observen larvas en el medio de cultivo, elimine a los progenitores
(transfiriéndolos
a
la morgue) para evitar que
se crucen con la descendencia
(Retrocruza). Estas larvas corresponden a la primera generación (F1).
Trasvase
Emergida la F1 revise y anote las características que presenta. Transfiérala a otro frasco
de cultivo con alimento fresco (debe etiquetarse como se muestra adelante) y espere a
que aparezcan larvas en el alimento, éstas corresponden a la segunda generación (F2).
Cuando tenga certeza de la presencia de la F2 es necesario eliminar a los adultos de la F1
que les dieron origen, para evitar retrocruza.
Genotipo de F1 X F1 ________________ Fecha de trasvase __________________ Grupo______________ Equipo _______
Eterización y reeterización
Las moscas se anestesian con vapores de éter o cloroformo para observar sus
características. Para ello se transfieren a los organismos a frascos vacios, semejantes a
los del cultivo; se debe tener cuidado de no dejar escapar a las moscas. Posteriormente
se tapa el frasco con un tapón de algodón y gasa al que se le han agregado tres gotas de
éter o cloroformo. Después de 15 a 30 segundos, las moscas dormidas están listas para
su observación. Si las moscas se despiertan antes de tiempo anestésielas con un
reeterizador.
Antes de regresarlas a su frasco de cultivo, coloque las moscas en un frasco vacio para
que se recuperen. De no ser así se corre el riesgo de que se peguen en el alimento y
mueran.
37 Conteos
Antes de realizar el primer conteo debe desarrollarse en su cuaderno la cruza teórica de
la que se trate, desde P0, hasta la obtención de F2, para determinar cuáles son los
fenotipos que deben registrarse. Al emerger la F2, se cuenta el número de moscas de cada
fenotipo. Son necesarios por lo menos tres conteos, para acumular un número de
alrededor de 300 moscas de cada cultivo
Las moscas anestesiadas se colocan en una caja de Petri y se manipulan con un pincel
fino. Se observan con una lupa o con el microscopio estereoscópico. Deseche las moscas
de cada conteo depositándolas en la morgue1
Figura No. 7 Esquema general de los experimentos
Registro
Cada equipo
debe registrar cuidadosamente las observaciones realizadas en su
cuaderno (bitácora).
38 Además de lo indicado, tome en cuenta que los cultivos deben mantenerse en estado
sólido y libre de bacterias y hongos, para lo cual es conveniente que atienda las
siguientes recomendaciones:
•
Lavarse las manos con jabón antes de manipular los frascos que contienen el medio
de cultivo. Tenga en cuenta que el medio de cultivo se esterilizó, antes de iniciar los
cultivos, con el propósito de eliminar los microorganismos que pudieran desarrollarse
en él.
•
Limpiar perfectamente, con agua jabonosa y cloro, la zona de trabajo.
•
Cuando se destapen los frascos mantener los tapones sostenidos entre los dedos,
para evitar que estén en contacto con la mesa de trabajo.
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
El alumno entregará reporte de la práctica sobre la identificación de la Drosophila
melanogaster.
3.3%
BIBLIOGRAFÍA
1. Demerec, M. y B.P. Kaufman. 1961. Introducción a la genética y citología de
Drosophila
melanogaster. Traducción R.F. Estrada, 1975. Instituto Nacional de
Energía Nuclear. 7ª. Ed. México. 56pp.
2. Strickberger. M.W. 1962. Experiments in genetics with Drosophila. John Whiley
and Sons, Inc. USA.144pp.
39 Figura 6. Mapa de ligamiento de algunos de los genes más importantes de los cuatro
cromosomas de Drosophila melanogaster. Nótese que hay una variedad de genes que
pueden afectar a un carácter específico como el color de los ojos, la forma de las alas, las
quetas, etc. Strickberger, 1984.
40 PRÁCTICA No. 4 CRUZAMIENTO DIHÍBRIDO CON Drosophila melanogaster
DEMOSTRACIÓN DE LAS LEYES DE MENDEL
INTRODUCCIÓN
Gregorio Mendel, al realizar sus experimentos con chicharos, diseñó una forma de trabajo
que consistió en la cruza de variedades puras que diferían en una o varias características
contrastantes bien definidas. Analizó la descendencia de varias generaciones y elaboró
un modelo para explicar sus resultados. Sus trabajos fueron redescubiertos en 1900 y, al
realizar cruzas experimentales con diversos organismos, se reconoció que los principios
planteados por él, para explicar la herencia en el chícharo, eran extensivos a los demás
organismos. Estos principios los conocemos ahora como Leyes de Mendel.
La mosca de la fruta Drosophila. melanogaster ha sido ampliamente usada en las cruzas
experimentales por las características de su ciclo de vida, fácil manejo y por que presenta
caracteres hereditarios contrastantes bien definido y fáciles de seguir de generación en
generación.
OBJETIVOS
1. Demostrar las Leyes de Mendel mediante cruzas con Drosophila melanogaster para
comprobar la segregación y distribución independiente.
MATERIALES
1 frasco con alimento fresco, con 2 ó 3 parejas de moscas
1 frasco vacio con tapón de gasa
1 caja de Petri
1 Pincel
1 frasco gotero con cloroformo
Etiquetas adhesivas y lápiz
Microscopio estereoscópico
41 PROCEDIMIENTO
A. Identificación de los organismos. Inicio del cruzamiento
Los frascos de cultivos proporcionados, fueron sembrados con parejas de moscas
silvestres y mutantes. Para identificar el sexo y las características contrastantes es
necesario anestesiarlas y observarlas con microscopio.
Observe las características que presentan y llene el siguiente cuadro:
CARÁCTER
COLOR DE OJOS
COLOR DE CUERPO
FORMA DE LAS ALAS
Símbolo __________
Símbolo __________
Símbolo __________
Características
Características
Características
__________________
___________________ SEXO
MACHO
___________________
Símbolo
HEMBRA
__________ Símbolo
__________ Símbolo __________
Características
Características
Características
___________________
___________________
___________________
Nombre del cruzamiento _________________________________________________
Cuando un cruzamiento experimental se observa solamente un carácter contrastante el
cruzamiento
se
denomina
MONOHIBRIDO,
si
se
utilizan
dos
características
contrastantes, recibe el nombre de DIHIBRIDO.
Una vez identificado el cruzamiento correspondiente, regrese las moscas al frasco vacio
para que se despierten y posteriormente a su frasco de cultivo.
Etiquete su frasco con los siguientes datos:
Genotipo ______________ X _______________ Grupo __________________ Equipo __________________ Fecha_______________ Cruza _______________________ 42 Coloque sus frascos etiquetados en el sitio que le indique el profesor.
Figura No.1 Esquema general del experimento
B. Actividades posteriores con los cultivos
Revise su cultivo dos veces por semana y anote los cambios que se registren (cuadro 1).
Cuando observen en el cultivo, elimine a los progenitores para evitar que se crucen con
su descendencia (retrocruza). Al emerger la primera generación filial (F1) revísela y anote
las características que presentan; transfiéralas a un frasco con alimento fresco y
etiquételo, indicando claramente el genotipo de la F1. Al observar larvas en el frasco,
elimine a los individuos F1 que sembró para evitar la Retrocruza.
Cuando la F2 emerja realice tres conteos en días diferentes, para acumular por lo menos
300 moscas. Registre sus observaciones en la hoja de registro que se anexa.
Conteos: antes de iniciar el primer conteo, plante la hipótesis de trabajo. Desarrolle el
cruzamiento para determinar los fenotipos y la proporción esperada de estos en F1 y F2
43 Cuadro 1. Registro de las actividades realizadas en el cruzamiento dihíbrido
ACTIVIDADES
Inicio del cruzamiento
FECHA
OBSERVACIONES
Genotipo __________________
Eliminación de los progenitores
Trasvase de la F1
Genotipo __________________
Eliminación de la F1
Conteos de F2
1°
2°
3°
44 HOJA DE REGISTRO
GRUPO_______________________
EQUIPO______________________________
CRUZAMIENTO (Genotipo y Fenotipo) ________________________________________
FECHA DE INICIO ________________________________________________________
OBSERVACIONES DE F1 (Indicar genotipo y fenotipo) ___________________________
________________________________________________________________________
F2: Fecha de inicio del cruzamiento ___________________________________________
CONTEO DE F2
NÚMERO DE MOSCAS DE CADA FENOTIPO
FECHAS:
TOTAL
Nota: Los conteos no tendrán valor si no llevan la firma del Técnico. Favor de no tirar las
moscas a la morgue hasta que no sean revisadas por el técnico o profesor.
Registro de los conteos de la F2 del cruzamiento dihíbrido.
FECHA
NÚMERO DE MOSCAS DE CADA FENOTIPO
C. Análisis de resultados
Con el propósito de determinar si las proporciones observadas corresponden a las
esperadas, apliquen la prueba de X2 a los datos del equipo. Compare las proporciones de
45 cada uno de los caracteres estudiados, por separados, con la proporción esperada para
un cruzamiento dihíbrido.
Prueba de X 2 :
FENOTIPOS
VALORES
OBSERVADOS
ESPERADOS
(O-E)
(O-E)2
(O-E)2
E
TOTAL
CUESTIONARIO
1. Defina los siguientes conceptos:
2.
a) Homocigótico
e) Línea pura
b) Heterocigótico
f) Dominante
c) Genotipo
g) Recesivo
d) Fenotipo
h) Alelo
Aplique la prueba de
X2
a
los
resultado de su equipo
y del grupo ¿Existe
diferencias significativa entre los valores esperados y los observados para el equipo?
¿Para el grupo? Si es así, explique las causas posibles. Si no es así ¿Qué significa?
3. Analice el desarrollo del trabajo del equipo y señale los posibles factores que pudieron
afectar los resultados. ¿Cómo se puede mejorar estas prácticas?
4. Al cruzar moscas hembras silvestres, con machos de alas recortadas (dumpy) la F1
tiene alas normales. ¿Qué resultados y en qué proporción se espera n la F2?
46 Esquematice la cruza reciproca y resuma los fenotipos esperados en la F2. ¿Hay
diferencia en la descendencia esperada? ¿Por qué?
5. Al comparar los valores obtenidos para cada carácter, por separado, con la proporción
esperada para un cruzamiento monohíbridos. ¿Qué se obtuvo?
6. Investigue lo relativo a los genes que regulan las características estudiadas
(cromosomas en que se encuentra, posición en el mapa, que otros efectos origina en
el organismo, etc.); ¿Considera que se manifestó algún efecto pleiotrópico? ¿Por qué?
7. ¿Es válido extrapolar los resultados del cruzamiento en la mosca a otros organismos,
incluso el humano? Explique por qué
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
El alumno entregará reporte de la práctica realizada.
3.3%
BIBLIOGRAFÍA
1. Garder, E. 1977. Principios de Genética. Ed. LIMUSA. México.
2. Strickberger, W.M: 1983. Genética, Ed. Omega, España.
3. Valadez, E. 1987. Manual de Prácticas de Genética. Dpto. de Preparatoria
Agrícola UACh. México.
47 PRACTICA No 5. SEGREGACIÓN Y ASOCIACIÓN DE GENES MEDIANTE UN
MODELO
INTRODUCCIÓN
Los estudios que Gregorio Mendel llevó a cabo en el chícharo (Pisum sativum) para
analizar el comportamiento de las características contrastantes en cruzamientos
monohíbridos y dihíbridos le permitieron describir el principio de la segregación
independiente. Este principio dio origen a la Primera Ley de Mendel, que establecía
básicamente que los factores (alelos) opuesto de un mismo carácter, se separan al
formarse las células sexuales (polen y óvulo). A su vez dichos factores separados se
reúnen durante la fecundación con los del sexo opuesto recombinándose al azar,
fundamento en el cual se basa la Segunda Ley de Mendel. Como consecuencia de esta
recombinación genética, se originan fenotipos nuevos en proporciones específicas, que
dependen del número de características que se consideren en el cruzamiento.
PROPORCIONES
TIPO DE CRUZA
FENOTÍPICA
Monohíbrida
3:1
1:2:1
Dihíbrida
9:3:3:1
4:2:2:2:2:1:1:1:1
GENOTÍPICA
OBJETIVO
Analizar el comportamiento de los genes (segregación y asociación independiente),
mediante un modelo para determinar las variaciones estadísticas asociadas a la expresión
génica.
PRIMERA PARTE: CRUZAMIENTO MONOHÍBRIDO
48 Materiales:
Un metro de franela
Dos urnas de plástico o vasos de unicel
Cuatro canicas, dos negras y dos blancas
Un plumón de tinta indeleble
Tarjetas con las combinaciones que se pueden producir
Tabla de registro por equipo y por grupo
Procedimiento.
1. Con los materiales mencionados se pretende establecer un modelo probabilístico de los
fenómenos de segregación y recombinación, considerando que los genes se encuentran
agrupados en pares en el genotipo de los individuos.
Las canicas representan los alelos responsables de las características contrastantes; de
esta manera un par de canicas del mismo color constituyen una línea pura conteniendo
sólo un tipo de alelos (las canicas negras simbolizan los alelos dominantes, responsables
del carácter dominante; y las blancas a los recesivos, que a su vez determinan el carácter
recesivo.
Los estudiantes trabajaran en pares, cada pareja representará las dos líneas puras
colocando las canicas negras en un vaso y las blancas en otro. Los gametos que cada
individuo puede formar son de un tipo: dominante (canica negra) o recesivo (canica
blanca).
2. Al realizar el cruzamiento de dos líneas puras de características contrastantes, se
obtienen híbridos F1, que poseen un alelo de cada tipo (heterocigotos). Los alumnos
representarán la formación de los híbridos depositando en los dos vasos una canica
negra y una blanca, de tal manera que cada vaso representará a un individuo de la F1,
éstos se utilizarán para obtener la F2.
3. Cada vaso representa un heterocigoto para un carácter (monohíbrido) y forma dos tipos
de gametos: negro (dominante A) o blanco (recesivo a). Recuerde que los genotipos que
se presentan en este modelo son diploides, originados por la unión de dos gametos
provenientes de los progenitores monohíbridos.
49 Los alumnos marcarán un vaso con el número 1, que colocarán del lado izquierdo y el
otro con el número 2 que colocarán del lado derecho. Revolverán las canicas en los
vasos y extraerán una canica de cada recipiente para formar un par, observar que
combinación se produjo y anotar. Devolver las canicas a sus respectivos depósitos para
realizar 20 repeticiones. (Nota: tener mucho cuidado en devolver las canicas a sus
recipientes correspondientes).
1 2
P0
X
= A (dominante)
= a (recesivo)
F1 x F1
x
1 2
Individuo I F2
Individuo II
Ind. I
Ind. II
AA
Aa
aA
aa
Resultados.
Los datos deben manejarse por equipo y después formar un cuadro general para el grupo.
Al comparar los datos del equipo con los del grupo comprobaran que a medida que la
muestra es mayor, también es mayor la aproximación a las relaciones genotípicas y
fenotípicas esperadas: 1: 2: 1 y 3: 1
50 Tabla 1. Cruzamiento monohíbrido. Resultados del equipo
FENOTIPO
Dominante
Dominante
Dominante
Recesivo
GENOTIPO
AA
Homocigoto
dominante
Aa
Heterocigoto
aA
Heterocigoto
aa
Homocigoto
recesivo
Número de
repeticiones
Tabla 2. Cruzamiento monohíbrido resultados del grupo
FENOTIPO
GENOTIPO
Dominante
Dominante
Recesivo
AA
Homocigoto
dominante
Aa
Heterocigoto
aa
Homocigoto
recesivo
Equipo
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
total
51 Análisis de resultados.
Una vez que haya comprendido el modelo propuesto para demostrar la segregación y la
recombinación independiente de los genes, plantee la hipótesis de trabajo
correspondiente para esta parte de la práctica: cruzamientos monohíbrido. Analice los
datos esperados y observados. Estos datos también los deberá analizar mediante la
prueba de ji – cuadrada (X2), una vez que este tema se aborde en el curso.
SEGUNDA PARTE: CRUZAMIENTO DIHÍBRIDO.
Materiales:
Un metro de franela
Cuatro urnas de plástico o vasos de unicel
Ocho canicas, dos negras, dos blancas, dos azules y dos rojas
Un plumón de tinta indeleble
Tarjetas con las combinaciones que se pueden producir
Tabla de registro por equipo y por grupo
Procedimiento.
1. Asignar a cada canica una letra, asociándolas por parejas, ya que se representarán
dos pares de características. Los símbolos A (negra) y a (blanca) y B (roja) y b (azul)
representan los dos pares de alelos que se seguirán en la cruza representada.
2. Para representar al individuo que posee los caracteres dominantes y en línea pura, hay
que depositar las canicas negras en el vaso marcado con el número1 y las rojas en el
vaso 3; para mostrar al individuo con se colocarán las canicas blancas en el vaso 2 y las
azules en el vaso 4.
Así, cada individuo queda representado con dos vasos, al que posee las dos
características dominantes (AABB) y con los otros dos
al que tiene las dos
características recesivas (aabb). Se muestran así las dos líneas puras contrastantes.
Cada individuo produce sólo un tipo de gametos AB y ab. Recuerde que cada gameto
lleva un alelo representante de cada par.
3. Para representar a los individuos de la F1 se debe tomar una canica del vaso 1 y una
del 2 , una del 3 y otra del 4 para después agruparlas con los colores contrastantes y
depositarlas en sus respectivos recipientes. De esta manera se simulan los dihíbridos.
52 Para realizar la cruza y obtener la F2, se necesitan dos dihíbridos. Cada dihíbrido puede
formar cuatro tipos de gametos AB, Ab, aB y ab y al simular la fecundación se obtienen
16 combinaciones posibles, que se mostrarán más adelante.
4. Para obtener la F2, se representa a un progenitor dihíbrido con dos vasos marcados
con los números 1 y 3 y se coloca del lado derecho; al otro dihíbrido con los vasos 2 y 4
que se sitúan del lado izquierdo. Se extrae una canica de cada urna (gameto con un
representante de cada par de alelos) formando así el doble par. Observar que
combinación se produjo y anotar los resultados, posteriormente devolver las canicas a sus
respectivos vasos. Cada pareja debe realizar 20 repeticiones.
= A (dominante)
1 P0
3
X
2
4
= a (recesivo)
= B (dominante)
= b (recesivo)
1 F1
3 2
x
4
Individuo II Individuo I Tabla 3. Cruzamiento dihíbrido. Resultados del equipo
Ind.
F1
II
com
bina
cio
nes
re
peti
cio
nes
AB
AB
AB
AB
Ab
Ab
Ab
Ab
aB
aB
aB
aB
ab
ab
ab
ab
AB
1
Ab
2
aB
3
ab
4
AB
5
Ab
6
aB
7
ab
8
AB
9
Ab
10
aB
11
ab
12
AB
13
Ab
14
aB
15
ab
16
¥
AA
BB
●
AA
Bb
♣
AaB
B
β
Aa
Bb
●
AA
Bb
π
AA
bb
β
Aa
Bb
╫
Aa
bb
♣
AaB
B
β
Aa
Bb
ψ
aaB
B
■
aa
Bb
β
Aa
Bb
╫
Aa
bb
■
aa
Bb
Ω
aa
bb
I
II
Fecundación (F2)
I
GAMETOS
53 Tabla 4. Cruzamiento dihíbrido. Resultados del grupo
Ind.
F1
I
II
Com
bin
Equip
GAMETOS
AB
AB
AB
AB
Ab
Ab
Ab
Ab
aB
aB
aB
aB
ab
ab
ab
ab
AB
1
Ab
2
aB
3
ab
4
AB
5
Ab
6
aB
7
ab
8
AB
9
Ab
10
aB
11
ab
12
AB
13
Ab
14
aB
15
ab
16
¥
AA
BB
●
AA
Bb
♣
Aa
BB
β
Aa
Bb
●
AA
Bb
π
AA
bb
β
Aa
Bb
╫
Aa
bb
♣
Aa
BB
β
Aa
Bb
ψ
aaB
B
■
aa
Bb
β
Aa
Bb
╫
Aa
bb
■
aa
Bb
Ω
aa
bb
I
II
1
2
3
5
6
7
8
Fecundación (F2)
4
9
10
11
12
total
RESULTADOS
Registre las frecuencias genotípicas obtenidas por el equipo en la tabla que se muestra
arriba y resúmalas en una tabla general del grupo.
Compare los valores obtenidos por el equipo con los del grupo y determine si al aumentar
el tamaño de la muestra las proporciones genotípicas y fenotípicas observadas no se
desvían significativamente de las proporciones esperadas 4:2:2:2:2:1:1:1:1 y 9:3:3:1
respectivamente.
54 Determine si los resultados observados concuerdan con los esperados (proporción
genotípica y fenotípica) de acuerdo con las hipótesis de trabajo planteadas anteriormente.
Estos datos los deberá analizar mediante la prueba de ji – cuadrada (X2), una vez que
este tema se aborde en el curso.
CUESTIONARIO
1. Escriba y explique las Leyes de Mendel.
2. En los resultados de la cruza monohíbrida ¿Qué proporciones genotípicas y
fenotípicas se esperan? ¿Se ajustan los datos de su equipo y los del grupo a los
esperados? Explique
3. En los resultados de la cruza dihíbrida ¿Qué proporciones genotípicas y
fenotípicas se esperan? ¿Se ajustan los datos de su equipo y los del grupo a los
esperados? Explique
4. Mencione que factores pudieron influir en el desarrollo de la práctica para modificar
las proporciones esperadas.
5. Explique que representan las canicas en cada parte de la practica
6. ¿Qué proporciones genotípicas y fenotípicas se esperan al realizar un cruzamiento
trihíbrido?
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
El alumno entregará el reporte de la práctica.
3.3%
BIBLIOGRAFÍA
1. Gardner, E:J: 1979. Principios de Genética. Ed. Limusa. México. 716 pp.
2. Strickberger, M:W: 1974. Genética. Ed. Omega. Barcelona, España. 916 pp.
3. Winchester, A:M: 1976. Genética. Un estudio de los principios de la herencia.
CECSA, México. 576 pp.
55 PRACTICA No 6. GRUPOS SANGUINEOS. DETERMINACIÓN DEL TIPO
SANGUÍNEO EN LOS SISTEMAS ABO Y Rh Y CÁLCULO DE LAS FRECUENCIAS
GÉNICAS DE ALELOS MÚLTIPLES EN EL SISTEMA ABO
INTRODUCCIÓN
La sangre humana es muy semejante en todas las personas: es roja, fluye por los vasos
sanguíneos y transporta sustancias a todas las partes del cuerpo. Sin embargo, en la
sangre se encuentra gran variación de elementos que difieren de una persona a otra, lo
cual determina la existencia de varios tipos sanguíneos, los cuales son muy estables y
libres de los efectos de la edad, de enfermedades y de la influencia de otros genes. Por
su estabilidad, diversidad y patrones de herencia simple, la herencia de los tipos
sanguíneos es un campo de estudio muy favorable para realizar estudios de genética
humana y genética de poblaciones.
Dentro de los diferentes sistemas de clasificación de la sangre, debido a los elementos
que la constituyen destacan dos: el ABO y el Rh. Esta tipificación se basa en la presencia
o ausencia de los antígenos A y B y sus respectivos anticuerpos en el sistema ABO; y en
la presencia o ausencia del antígeno Rh en el sistema Rh
Un ejemplo clásico de alelos múltiples en humanos es el sistema sanguíneo ABO, en el
cual se encuentran involucrados un mínimo de tres alelos. El alelo IA codifica la proteína
A (antígeno A), el alelo IB codifica el antígeno B, mientras que el alelo i no especifica
ningún antígeno. Los alelos IA e IB son codominantes entre sí, pero dominantes sobre el
alelo i, por lo tanto, un individuo de tipo sanguíneo A puede ser homocigótico (IA IA) o
heterocigótico (IA i). Del mismo modo, los individuos con tipo sanguíneo B también puede
presentar cualquier de los siguientes genotipos IB IB e IB i, mientras que los individuos de
tipo sanguíneo AB u O, solamente presentan un genotipo: IA IB e i i, respectivamente.
Los antígenos son sustancias de naturaleza proteica que estimulan la producción de
anticuerpos, y se encuentran en la superficie de los glóbulos rojos. Los anticuerpos son
proteínas del plasma sanguíneo que en la mayoría de los casos, se forman solo cuando
las células son expuestas a un antígeno extraño. Los anticuerpos específicos contra el
56 antígeno A y el B se llama Anti A y Anti B, respectivamente, y se producen en el
organismo sin el estimulo previo de los antígenos correspondientes, por esto se les
considera antígenos naturales.
En el sistema Rh, la tipificación se basa en la presencia o ausencia del antígeno Rh (tipo
D) y su respectivo cuerpo Anti Rh (D). Las personas que lo tienen se clasifican como Rh
positivo (Rh+) y las que carecen de él se denominan Rh negativo (Rh-). En general, este
carácter está determinado por un par de alelos, R y r, respectivamente, siendo el Rh+
dominante sobre el negativo; sin embargo, se ha planteado que están involucrados una
serie de tres alelos (C, D y E) en la determinación de este carácter.
OBJETIVOS
1. Identificar el tipo sanguíneo de los estudiantes en el sistema ABO y Rh para
determinar cómo se distribuye este fenotipo entre los alumnos del grupo.
MATERIALES
Antisueros A, B, y Rh
Portaobjetos
Lancetas
Alcohol
Algodón
Palillos
Guantes de uso médico
PROCEDIMIENTO
1. Limpiar con algodón y alcohol la yema del dedo pulgar.
2. Con una lanceta, hacer una punción en el dedo pulgar y colocar tres gotas de sangre,
separadas, sobre el portaobjetos.
57 3. Mezclar cada gota con un tipo diferente de antisuero con un palillo limpio. La
aglutinación de los glóbulos rojos se señalará como positiva y la no aglutinación como
negativa.
4. En las personas con tipo sanguíneo O, como no tienen ninguno de los antígenos, no
habrá aglutinación al aplicar los antisueros A y B. En las personas con tipo sanguíneo
A, como tienen el antígeno A, se presentará aglutinación al aplicar el antisuero A; y en
las personas con tipo sanguíneo AB, habrá aglutinación
positiva al aplicar los
antisueros A y B, ya que tienen ambos antígenos en sus glóbulos rojos.
5. Si al aplicar el antisuero Rh (D) a la tercer gota de sangre, hay aglutinación de
glóbulos rojos, el individuo tendrá Rh positivo debido a que tiene el antígeno Rh (D) en
sus glóbulos rojos.
Para la mejor compresión de los sistemas sanguíneos ABO y Rh, complete la información
que se solicita en el Cuadro 1.
Cuadro 1. Tipificación de los grupos sanguíneos de acuerdo a la presencia o
de los antígenos A, B y Rh (D) y sus respectivos
GRUPO
SANGUÍNEO
ANTÍGENOS
ANTICUERPOS
anticuerpos
REACCIÓN CON
ANTI-A
ANTI-B
ausencia
ANTI-Rh
GENOTIPOS
PROBABLES
A
B
AB
O
Rh+
Rh-
RESULTADOS
Determine el tipo sanguíneo por cada integrante del equipo y vacíe esta información en el
cuadro 2. Posteriormente cada equipo escriba sus resultados en el cuadro 3, y con esta
información calcule (por grupo), la frecuencia génica de los alelos IA , I
B
e i como se
indica más adelante.
58 Cuadro 2. Tipo sanguíneo de los integrantes del equipo
TIPO SANGUÍNEO
ALUMNO
A
B
AB
O
1
2
3
4
5
TOTAL
Cálculo de frecuencia génicas en el sistema ABO.
Para calcular las frecuencias génicas de los tres alelos involucrados en el sistema
sanguíneo ABO, se procede como sigue:
Para calcular las frecuencias génicas de los tres alelos involucrados en el sistema
sanguíneo ABO, se procede como sigue:
1. Si p, q y r representan respectivamente las frecuencias de los alelos IA, IB e i en la
población, la distribución de genotipos se puede encontrar desarrollando el trinomio (p
+ q + r)2 , como se ilustra a continuación:
p IA
pI
A
2 A A
qIB
A
ri
B
pr I A i
p I I
pq I I
qIB
pq IA I B
q2 I B I B
qr I B i
r i
pr IA i
qr IB i
r2 ii
Resumiendo: (pIA + qI B + ri) 2 = p 2IA IA + 2 pqIA I B + 2 prIA i + q2 I B I B +2qriBi + r2ii
59 Como los alelos IA e I
B
son codominantes entre sí, y dominantes sobre el alelo i, la
relación de genotipos y fenotipos es la siguiente:
Cuadro 2. Relación de frecuencia genotípicas, genotipos y fenotipos en el
sistema
sanguíneo ABO
FRECUENCIA
GENOTÍPICAS
(TIPO SANGUÍNEO)
p2
IA IA
A
2pr
IA i
A
2 pq
q
2.
FENOTIPOS
GENOTIPOS
2
A
I I
B
AB
B
B
B
I I
2 qr
IB i
B
r2
ii
O
Supóngase que a, b y o representan las frecuencias fenotípicas de los grupos
sanguíneos A, B, Y O, respectivamente.
Como el único genotipo homocigótico, inidentificable es el i i, cuya frecuencia es
r2, la frecuencia del alelo i será igual a la raíz
individuos con tipo sanguíneo O, es decir:
cuadrada del porcentaje de
R=
r2 = 0
Dado que (p + q + r) = 1, y que p2 + 2pr + r2 = (p +r)2, y como
P+ r = 1- 1, la frecuencia del alelo IB se calcula como sigue:
q=1–a+o
del mismo modo (p + q + r) = 1, y que q2 + 2qr + r2 = (q +r)2, y como q + r = 1p, la frecuencia del alelo IA se calcula de la siguiente manera:
p= 1 -
b+o
3. Determine el tipo sanguíneo por cada integrante del equipo y vacíe esta información
en el cuadro 3. Posteriormente cada equipo escriba sus resultados en el cuadro 4, y
con esta información calcule (por grupo), la frecuencia génica de los alelos IA I B e i.
60 Cuadro 3. Tipo sanguíneo A, B, AB y O por grupo
EQUIPO
TIPO SANGUÍNEO
A
B
AB
O
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
FRECUENCIA
GENICA
CUESTIONARIO
1. ¿Cómo se originan los alelos múltiples y como deben simbolizar? ¿Hasta qué
punto representan alteraciones del mismo fenotipo? ¿Cómo podría descubrirse la
naturaleza alélica por métodos genéticos?
2. Explique cómo se determina el tipo sanguíneo utilizado los antisueros A, B y Rh
¿Qué indica la reacción de aglutinación?
3. Un hombre de apellido Pérez, resulta muy lesionado en un accidente y necesita
con urgencia una transfusión de sangre. Un amigo de apellido Sánchez se ofrece
para donar la sangre y la transfusión se hace con éxito. Dos años después
Sánchez necesita una transfusión y Pérez, deseando devolver el favor, se ofrece
como donador, sin embargo, después de analizar, su sangre, es rechazado.
61 Ambos desean saber por qué, ¿Qué les diría usted? Exponga sus razones
basadas en los dos sistemas de antígeno en la sangre.
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
Entregar reporte de la práctica.
2.0%
BIBLIOGRAFÍA
1. Ayala, J. F. y J. A. Kiger 1984. Genética moderna. Ed. Fondo Interamericano.
México 836 pp.
2. Garder, J. E. 1964. Principios de Genética. Ed. LIMUSA. México. 551 pp.
3. Stanfield, D. W. 1982. Genética. Serie Schaums. Ed. McGraw Hill. México.
298 pp.
4. Winchester, A.M. 1977. Genética. Ed. CECSA: México, 576 pp.
62 PRACTICA No 7. LIGAMIENTO AUTOSOMICO CON Drosophila melanogaster.
INTRODUCCIÓN
En 1906 Bateson y Punnett en experimentos con chícharos, observaron una desviación
de la distribución independiente. Al cruzar plantas de flor morada y granos de polen
largos, con plantas de flores rojas y granos de polen redondos, la F1 se parecía al primero
de estos progenitores. Cuando la F1 era entrecruzada, la relación de F2 difería de la
clásica (9:3:3:1) encontrada por Mendel. Los resultados mostraban un exceso de los dos
tipos parentales, morado largo y rojo redondo.
Cuando la F1 de otro cruzamiento (morado redondo x rojo largo) era entrecruzada,
nuevamente se observaba un predominio de los tipos parentales. Sin embargo, los genes
morado y rojo, y los genes largo y redondo segregaban en la proporción 3:1 en la F2 lo
cual confirmaba que el color de la semilla estaba determinado por un par de alelos y la
forma por otro.
En 1910 T.H. Morgan dio una explicación a estos resultados indicando que los pares de
alelos que no se distribuyen independientemente, se conservan unidos o ligados debido a
que están en el mismo cromosoma; y que los recombinantes se producen por otro
mecanismo que rompe el ligamiento entre ellos, dicho mecanismo se denomina
entrecruzamiento o recombinación.
El criterio principal para detectar el ligamiento es realizar la cruza de prueba al dihíbrido.
La proporción 1:1:1:1 es característica de la distribución independiente, mientras que la
desviación de dicha proporción es indicativa de ligamiento.
63 OBJETIVOS
1. Calcular el valor de ligamiento y entrecruzamiento de los genes considerados mediante
una cruza de prueba.
MATERIALES
1 frasco de cultivo con 2 parejas de moscas
1 frasco vacío con tapón de algodón y gasa
Microscopios estereoscópicos
Cloroformo
Pincel, etiquetas y lápiz
PROCEDIMIENTO
A.- Inicio del cruzamiento.
Pase las moscas del frasco de cultivo al frasco vacío, anestésielas, y revíselas con el
microscopio estereoscópico, registrando sus características en cuanto a ojos, cuerpo y
alas. Una vez despiertas, regréselas al frasco de cultivo.
Aunque en esta práctica se manejarán dos características, los dos genes involucrados se
encuentran en el mismo cromosoma, es decir, en el mismo grupo de ligamiento, por esta
razón el cruzamiento recibe el nombre de LIGAMIENTO AUTOSOMICO.
64 Etiquete su frasco con los siguientes datos:
Genotipo ______________ X _______________ Grupo __________________ Equipo __________________ Fecha_______________ Cruza: _______________________ B.- Cruzamiento de prueba
Al observar larvas en el medio, elimine los progenitores y al emerger la F1, determine su
fenotipo. Seleccione tres hembras vírgenes de esta población y crúcelas con machos
doble recesivos para las características que se estén siguiendo (cruza de prueba).
Etiquete sus frascos de manera que no se confundan.
de la F1
x
doble recesivos
___________ x _______________
Grupo_______ Equipo__________
Fecha___________________________
Cruzamiento de prueba
65 Esquema general del cruzamiento.
Lleve el control del cruzamiento con un cuadro de registro de actividades.
Recuerde que, en los cultivos, cuando aparezcan larvas en el medio, deben eliminarse
las moscas adultas que les dieron origen para evitar retrocruzas.
Investigue en qué cromosomas se encuentran los genes considerados en este
cruzamiento y la distancia entre ellos. Con esta información desarrolle el cruzamiento de
prueba al dihíbrido, y plantee las hipótesis correspondientes, indicando los fenotipos que
se esperan en la descendencia.
66 Cuadro 1. Registro de las actividades realizadas en el cruzamiento de prueba
ACTIVIDAD
FECHA
a) Inicio del cruzamiento
OBSERVACIONES
Hembras F1 del cruzamiento
anterior con machos doble
recesivos
b) Eliminación de los progenitores
e) Conteos de descendencia
1º
2º
3º
CRUZAMIENTO DE PRUEBA
HOJA DE REGISTRO
GRUPO______________________________EQUIPO_________________________
CRUZAMIENTO (Genotipo y Fenotipo)_________________________________
FECHA DE INICIO:____________________________________________________
CONTEOS DE LA
DESCENDENCIA
NÚMERO DE MOSCAS DE CADA FENOTIPO
FECHAS
TOTAL
67 Prueba de X2c:
FENOTIPOS
VALORES
OBSERVADOS ESPERADOS
(O-E)
(O-E)2
(O-E)2 / E
TOTAL
Nota: Los conteos no tendrán valor si no llevan la firma del Técnico o del profesor. Favor
de no tirar las moscas a la morgue hasta que no sean revisadas por el Técnico o profesor.
C. Análisis de los resultados
a) Corrobore mediante X2 que las proporciones observadas se desvían significativamente
de las esperadas 1:1:1:1 en la descendencia de este cruzamiento.
b) Calcule la fuerza de ligamiento, el porcentaje de entrecruzamiento y las unidades mapa
que separan a los genes localizados en el mismo grupo de ligamiento.
c) Compare el valor de unidades mapa observado con el reportado en el mapa
cromosómico de Drosophila. Utilice X2 para comparar las proporciones observadas con
68 las esperadas. Estas últimas calcúlelas mediante la distancia mapa reportada en el mapa
cromosómico.
CUESTIONARIO
Defina los siguientes términos:
a) Grupo de ligamiento
e) acoplamiento
b) Genes ligados
f) repulsión
c) Entrecruzamiento
g) fuerza de ligamiento
d) Unidades de mapa
2.- Describa de qué manera se determina la posición relativa de los genes en un
cromosoma.
3.- Cuando los genes están ligados ¿Se cumplen las Leyes de Mendel?.
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
Se evaluará con reporte de la práctica.
3.3 %
BIBLIOGRAFÍA
Ayala, F.J. y Kiger, J.A. 1984. Genética moderna. Fondo Educativo Interamericano.
México. 939 pp.
Strickberger, M.W. 1976. Genética. Ed. Omega, España. 937 pp.
69 PRACTICA No. 8.
HERENCIA LIGADA AL SEXO CON Drosophila melanogaster
INTRODUCCIÓN
Desde la antigüedad los filósofos griegos habían notado que algunos caracteres de los
humanos que se presentaban en el padre, no aparecían en sus hijos, pero reaparecían en
los varones de la siguiente generación.
A finales del siglo XVIII, se contaba con detalladas descripciones de caracteres
hereditarios como el daltonismo y la hemofilia, que presentaban este tipo de especial
transmisión de abuelos a nietos. Sin embargo, fue hasta 1910 cuando T.H. Morgan logró
explicar este fenómeno al encontrar un carácter equivalente en D. melanogaster que
consistía en que las moscas portadoras de un gene mutante presentaban ojos de color
blanco.
Conjuntando el análisis de los cruzamientos de este mutante con moscas silvestres y las
observaciones citológicas, Morgan logró determinar que este gene se encontraba ubicado
en el cromosoma X. Debido a lo anterior se le llamó carácter ligado al sexo. A diferencia
de los caracteres autosómicos, en este caso la cruza recíproca no origina la misma
descendencia que la cruza original:
En la actualidad se conocen en humanos alrededor de 120 caracteres ligados al sexo,
como los mencionados antes, además el glaucoma juvenil, la estenosis mitral, la miopía,
la distrofia muscular juvenil, etc., por lo cual se comprende la gran importancia que se ha
dado al estudio de este patrón hereditario especial.
OBJETIVO
1. Analizar el patrón hereditario de un carácter recesivo ligado al sexo en Drosophila
melanogaster para determinar la forma en la que ocurre.
MATERIALES
1 frasco de cultivo con 2 parejas de moscas
70 1 frasco vacío con tapón de gasa
Cloroformo o éter
Microscopio estereoscópico
Pincel, etiqueta y lápiz
PROCEDIMIENTO.
A.- Inicio del cruzamiento.
Pase las moscas presentes en el cultivo al frasco vacío para anestesiarlas y revisarlas
con el microscopio estereoscópico.
Separe las hembras y los machos, y determine sus características de ojos, cuerpo y alas
como en las prácticas anteriores. Espere a que despierten y regréselas a su frasco de
cultivo. Etiquete su frasco, como se muestra a continuación:
Genotipo ______________ X _______________ Grupo __________________ Equipo __________________ Fecha_______________ Cruza _______________________ Coloque su frasco de cultivo
en el lugar que le asigne
su profesor
y revíselo
periódicamente.
Esquematice en su cuaderno el cruzamiento que se asignó a su equipo y determine los
fenotipos y genotipos esperados en F1 y F2, así como las proporciones correspondientes.
Establezca la hipótesis de trabajo.
Una vez que se observen larvas en el frasco, elimine a los progenitores para evitar la
Retrocruza. Al emerger la F1, revísela y transfiera estas moscas a otro frasco de cultivo
con alimento fresco; al observar larvas en este nuevo cultivo, elimine la F1 que le dio
origen, y espere a que emerja la F2.
71 Realice por lo menos tres conteos de las moscas F2, hasta acumular por lo menos 350
moscas; registre el sexo y características de los ojos.
Figura No.1 Esquema general del experimento
B. Actividades posteriores con los cultivos.
Cuadro 1. Registro de las actividades realizadas en este cruzamiento
ACTIVIDADES
FECHA
OBSERVACIONES
Siembra
Eliminación de progenitores
Trasvase de la F1
Eliminación de individuos
F1
Obtención de F2
1er. conteo
2do. conteo
3er. conteo
72 HOJA DE REGISTRO
GRUPO_______________________
EQUIPO______________________________
OBTENCIÓN DE F1
CRUZAMIENTO REALIZADO___________________________________
FECHA DE INICIO DEL CRUZAMIENTO ________________________________
: OBTENCION DE F1 ____________________________
CARACTERISTICAS
SILVESTRES
MUTANTES
HEMBRAS
MACHOS
OBTENCIÓN DE F2
CRUZAMIENTO REALIZADO___________________________________
FECHA DE INICIO DEL CRUZAMIENTO ________________________________
FECHA DEL
CONTEO
NÚMERO DE MOSCAS
MACHOS
SILVESTRE
MUTANTE
HEMBRAS
SILVESTRE
MUTANTE
TOTAL:
73 C. Análisis de los resultados
Para determinar si las proporciones observada coinciden con las esperadas, aplique la
prueba de X2 , comparando las proporciones de los sexos y de las características del color
de los ojos.
VALORES
FENOTIPOS
(O-E)
OBSERVADOS
ESPERADOS
(O-E)2
(O-E)2
E
CUESTIONARIO
1. Esquematice el cruzamiento efectuado y el cruzamiento reciproco. ¿Se esperan
los mismos resultados en ambos? ¿Por qué?
2. ¿Qué significa el término hemicigótico? Explique la herencia ligada al sexo en
relación con este concepto.
3. ¿En qué sexo se presentan con mayor frecuencia los caracteres recesivos ligados
al sexo? ¿Por qué?
4. ¿Qué carácter ligado al sexo se utiliza como “marcador” en las aves. Describa el
mecanismo.
EVALUACIÓN
Se evaluará el contenido, la claridad y la limpieza del reporte de las prácticas, así como la
discusión de los resultados.
74 Se evaluará con reporte de la práctica.
3.3%
BIBLIOGRAFÍA
1. Garder, E.J. 1977. Principios de Genética, Ed. LIMUSA, México.
2. López R., J. 1985. Genética General. Preparatoria Agrícola, UACh.
3. Valadez M., E. 1987. Manual de Practicas de Genética Preparatoria Agrícola.
UACh.
4. Winchester, A.M.1981. Genética. CECSA, México.
75 PRÁCTICA 9. LA SÍNTESIS DE PROTEÍNAS EN CÉLULAS EUCARIOTAS
CONSTRUCCIÓN DE UN MODELO
INTRODUCCIÓN
Las proteínas son los materiales que desempeñan un mayor número de funciones en las
células de todos los seres vivos. Por un lado, forman parte de la estructura básica de los
tejidos (músculos, tendones, piel, uñas, etc.) y, por otro, desempeñan funciones
metabólicas y reguladoras (asimilación de nutrientes, transporte de oxígeno y de grasas
en la sangre, inactivación de materiales tóxicos o peligrosos, etc.). También son los
elementos que definen la identidad de cada ser vivo, ya que son la base de la estructura
del código genético (ADN) y de los sistemas de reconocimiento de organismos extraños
en el sistema inmunitario.
OBJETIVO
Elaborar un modelo que represente la síntesis de proteínas, para tener una mejor
compresión de este proceso.
MATERIAL
Por grupo
Proyector multimedia
Computadora
Por equipo integrado por cinco alumnos
Un esquema de una célula eucariota.
Tarjetas de 20 colores diferentes. Cada tarjeta tiene el nombre de uno de los 20
aminoácidos. (repetir dos tarjetas por aminoácido x 20 = 40 tarjetas).
Círculos de 20 colores diferentes. Cada círculo representa una molécula de RNA de
transferencia (tRNA). (Repetir dos círculos por tRNA x 20 =40 círculos).
PROCEDIMIENTO
76 Esquemas
de transcripción y traducción, basados
en: Anónimo. Principios de
Bioquímica. Síntesis de proteínas. 2011. Consultado 21 de abril de 2011.
(http://www.angelfire.com/magic2/bioquimica/sintesis_de_prote_nas.htm).
Esquema general del flujo de información en células eucariotas.
1. Coloca en el citoplasma las tarjetas
y círculos que representan a los
aminoácidos y a cada uno de los tRNA.
2. La transcripción ocurre en el núcleo y el mARN, luego de sufrir un
procesamiento, se dirige al citoplasma donde se produce la síntesis de
proteínas.
Representa la transcripción
La transcripción del DNA A RNA mensajero
77 El movimiento de mRNA al citoplasma llevando el mensaje genético.
Agarre del mRNA a varios ribosomas formándose los polisomas.
3. Traducción. Implica la transformación del lenguaje de ácidos nucleicos en la
molécula de mRNA al lenguaje de aminoácidos de la proteína. La traducción
se da en tres etapas.
Representa la traducción con sus tres etapas:
a) Iniciación.
b) Elongación
c) Terminación
La síntesis de proteínas ocurre en varias etapas: a) Iniciación. La subunidad ribosómica
más pequeña se une al extremo 5' de una molécula de mRNA. La primera molécula de
tRNA, que lleva el aminoácido modificado fMet, se acopla con el codón iniciador AUG de
la molécula de mRNA. La subunidad ribosómica más grande se ubica en su lugar, el
complejo tRNA-fMet ocupa el sitio P (peptídico). El sitio A (aminoacil) está vacante. El
complejo de iniciación está completo ahora.
78 Un segundo tRNA, con su aminoácido unido, se coloca en el sitio A y su anticodón se
acopla con el mRNA. Se forma un enlace peptídico entre los dos aminoácidos reunidos en
el ribosoma. Al mismo tiempo, se rompe el enlace entre el primer aminoácido y su tRNA.
El ribosoma se mueve a lo largo de la cadena de mRNA en una dirección 5' a 3', y el
segundo tRNA, con el dipéptido unido, se mueve desde el sitio A al sitio P, a medida que
el primer tRNA se desprende del ribosoma. Un tercer aminoacil-tRNA se coloca en el sitio
A y se forma otro enlace peptídico. La cadena peptídica naciente siempre está unida al
tRNA que se está moviendo del sitio A al sitio P y el tRNA entrante que lleva el siguiente
aminoácido siempre ocupa el sitio A. Este paso se repite una y otra vez hasta que se
completa el polipéptido.
79 Cuando el ribosoma alcanza un codón de terminación (en este ejemplo UGA), el
polipéptido se escinde del último tRNA y el tRNA se desprende del sitio P. El sitio A es
ocupado por un factor de liberación que produce la disociación de las dos subunidades
del ribosoma.
EVALUACIÓN
El alumno elaborará un modelo que represente la síntesis de proteína.
3.3%
BIBLIOGRAFÍA
Anónimo. 2011 Principios de Bioquímica. Síntesis de proteínas. Consultado 21 de abril de
2011. (http://www.angelfire.com/magic2/bioquimica/sintesis_de_prote_nas.htm)
80 Oliver, F. 1982. Fundamentos de genética. México,McGRAW-HILL. 394 p.
Klug, W. y R. Cummings. 1999. Conceptos de genética. 5a ed.
Trad. De José Luis
Ménsua Fernández y David Bueno Torrens. Madrid, Prentice Hall Iberia. 840 p.
81 ANEXO
82 ELABORACION DEL CARIOTIPO HUMANO
INTRODUCCIÓN
Un cariotipo es la descripción física del complemento cromosómico somático de un
organismo. Cada especie presenta una constitución cromosómica característica, no sólo con
respecto al número, longitud y forma de los cromosomas, sino también con referencia a la
naturaleza y sucesión de los genes que contiene cada uno.
En un estudio cariotipo se toman en cuenta las siguientes características de los
cromosomas: 1) Número de cromosomas; 2) Número de genomios; 3) Tamaño absoluto; 4)
Longitudes relativas; 5) Posición del centrómero; 6) Constricciones secundarias; 7) Otras
regiones diferenciadas que pueden ser aparentes o inducidas como la distribución de
eucromatina y heterocromatina o la distribución de bandas mediante procedimientos
especiales de tinción.
En ocasiones los cromosomas del juego haploide se pueden representar mediante un
diagrama en el que se disponen en una serie decreciente por su longitud, indicando la
localización del centrómero, constricciones secundarias, satélites u otras estructuras
conspícuas. A esta representación diagramática del cariotipo se le llama idiograma.
OBJETIVO
Que el alumno conozca qué es un cariotipo, cómo se elabora y qué utilidad tiene, así como
algunas de las técnicas empleadas para su elaboración.
MATERIALES
Información bibliográfica y esquemas de cromosomas humanos.
1.- Preparación de los cromosomas para su estudio
El estudio de los cromosomas sólo se efectúa en células bajo división, generalmente a partir
de los cromosomas en metafase. Para cultivos rápidos, se emplean glóbulos blancos o
leucocitos de la sangre, ya que los eritrocitos o glóbulos rojos, carecen de núcleo. De
tejidos como la piel, que además es de fácil obtención, se pueden derivar cultivos de largo
plazo, ya que estas células (principalmente los fibroplastos) son capaces de una
multiplicación continua in vitro durante muchas generaciones.
Cuando se efectúan estudios cariotípicos en fetos, se extrae una muestra de líquido
amniótico mediante punción en el vientre de la madre (amniocentesis), ya que en este
líquido flotan células fetales.
83 Las células se cultivan bajo condiciones estériles. Induciendo la división celular
adicionando un agente mitogénico (que estimula la mitosis). Cuando se tiene una población
abundante, se agrega colchicina al medio para aumentar el número de células en metafase
y facilitar la dispersión de los cromosomas.
Posteriormente se fija, se tiñen con un colorante adecuado y se extienden en un
portaobjetos colocando un cubreobjetos encima. Con el microscopio se observan las
preparaciones para elegir la que presente la mejor disposición de los cromosomas, a la que
se le toma una fotografía (5 por preparación) que se amplifica, y de la cual se recortan
individualmente los cromosomas para después agruparlos por pares y de acuerdo a la
clasificación de la Conferencia de Chicago (1966) sobre genética humana.
2.- Técnicas de bandeado
Para poder distinguir un par de cromosomas homólogos de otro par, desde 1970 se han
desarrollado nuevas técnicas que permiten su identificación por su patrón característico de
bandas transversales, las que se ponen de manifiesto con métodos de tinción especiales, dos
de los cuales se mencionan a continuación:
a) Fluorescencia de la quinecrina. En este método, los cromosomas se tiñen con
mostaza de quinecrina y luego se examinan en el microscopio de fluorescencia;
cada para aparece teñido según un patrón específico de bandas claras y obscuras
(bandas Q).
b) Bandeado de Giemsa. Loa cromosomas se tratan con tripsina y luego se tiñen con
colorante de Giemsa, originando un patrón característico de bandas llamadas G,
para cada par de homólogos (Fig. 1).
84 Figura 1. Cariotipo masculino normal con bandas de Giemsa (G). Cada par de cromosomas
presenta un bandeado característico que permite su identificación. Los cromosomas se
ordenan según las convenciones establecidas en congresos internacionales.
3.- Aplicaciones de los estudios cariotípicos.
El estudio cariotípico es una herramienta citogenética de multiples aplicaciones, de las
cuales las más importantes son:
a) Estudios evolutivos. La comparación de cariotipos de especies diferentes permite
trazar las relaciones filogenéticas entre estas.
b) Taxonomía. Los cariotipos aportan información para la clasificación de las especies,
subespecies, razas, etc.
c) Medicina. Algunos defectos y malformaciones genéticas en humanos, como los
síndromes de Down, Klinefelter, Turner y otros, pueden detectarse a tiempo
mediante análisis cariotípico de las células del feto.
d) Mutagénesis. El efecto de los agentes mutagénicos físicos y químicos, puede ser
visualizado en algunos casos en las aberraciones cromosómicas como delecciones,
translocaciones y otras, que se ponen de manifiesto al estudiar los cromosomas de
los tejidos afectados.
4.- Aplicaciones en medicina y genética humana.
85 Hacia mediados de la década de 1950, se pensaba que l número cromosómico somático en
humanos era de 48. En 1956, J. H. Tjio y A. Levan, publicaron en Suecia sus
investigaciones en las cuales establecían que el número cromosómico es 2n = 46.
En 1960 se llevó a cabo la conferencia de Denver en la cual los citogenetistas adoptaron un
sistema para clasificar e identificar a los cromosomas humanos de acuerdo a su longitud y
posición del centrómero. Este sistema fue perfeccionado posteriormente
en las
Conferencias de Londres (1963) y Chicago (1966).
Hasta entonces sin embargo, era imposible identificar consistentemente a cada par de
cromosomas homólogos, lo cual se superó con el advenimiento de las técnicas de bandeado
de Giemsa (Bandas G) y de quinacrina (Bandas Q).
Con estos avances, en la actualidad es posible detectar anormalidades en los cromosomas
como la deleción del brazo corto del cromosoma 5 que produce el síndrome de cri-duchat o
la presencia del cromosoma Filadelfia con una deficiencia en el cromosoma 23 que se
asocia con la leucemia granulocítica crónica.
Los síndromes que en los humanos se asocian a aneuploidias cromosómicas (cromosomas
de más o de menos en el complemento somático), se detecta fácilmente mediante análisis
cariotipico. Algunas de estas anormalidades se enlistan a continuación:
Fórmula cromosómica
Nomenclatura
cromosómica
Síndrome clínico
(47, + 21)
Down
(47, + 18)
Edwards
(47, + 13)
Patau
2n – 1 (46, X)
(46, X)
Turner
2n + 1 (47, XXY)
(47, XXY)
Klinefelter
2n + 1 (47, XXX)
(47, XXX)
Triple X
2n + 1 (47, XYY)
(47, XYY
Macho XYY
2n + 1
2n + 1
2n + 1 (47, + 13)
86 En general estas aneuploidias en humanos están asociadas a características fonotípicas
anormales en individuos que las padecen.
Por ejemplo, un cromosoma extra del par 21 en el síndrome de Down, origina individuos de
ojos oblicuos, retraso mental, baja estatura, hiperflexibilidad en las articulaciones, pliegue
tipo simio, propensión a las cataratas, leucemia y al envejecimiento prematuro.
Esta anormalidad en el cariotipo puede detectarse en la etapa fetal de gestación mediante el
estudio de las células del producto obtenidas por amniocentesis.
PROCEDIMIENTO
Leer y analizar la información proporcionada y a continuación elaborar los
cariotipos problema que se presentan utilizando como referencia el cariotipo normal.
Describir el sexo y las características fenotípicas que presentan los individuos afectados del
síndrome detectado en cada cariotipo.
CUESTIONARIO
1) ¿Qué características se toman en cuenta para agrupar a los cromosomas en pares
homólogos?
2) ¿Qué técnicas facilitan la identificación de los cromosomas?
3) Investigue el número cromosómico de alguna especie vegetal y mencione alguna
anomalía causada por falta o exceso en su número cromosómico.
4) Describa qué es la no disyunción en la meiosis y ejemplifique cómo se origina uno
de los síndromes anotados antes.
87 CARIOTIPO HUMANO NORMAL (MASCULINO)
88 A
89 B
90 C
91 D
92 E
93 F
94 G
95 BIBLIOGRAFIA
1.- Gardner, E. J. 1982. Principios de genética. Ed. Limusa, México. 716 pág.
2.- López, R. J. et al, 1985. Genética general. Depto. De Preparatoria Agrícola, UACH.
342 pág.
3.- Mckusick, V. 1970. Genética humana. Ed. Hispanoamericana, México.
4.- Patterson, D. 1987. Las causas del síndrome de Down. Investigación y ciencias. 33, 2835.
5.- Winchester, A. M. 1981. Genética. C.E.C.S.A. México, 576 pág.
96