1 ESPERMATOGÉNESIS Y OOGÉNESIS DE LA CUCHA VERDE

ESPERMATOGÉNESIS Y OOGÉNESIS DE LA CUCHA VERDE AMARILLA
(Hemiancistrus subviridis) CAPTURADA EN INÍRIDA (GUAINÍA)
PAOLA ALEXANDRA MORENO NÚÑEZ
Aspirante al título de Magíster en Estudios Amazónicos de la
Sede Amazonia de la Universidad Nacional de Colombia
Director
MIGUEL ÁNGEL LANDINES PARRA, Ph. D.
Profesor Facultad de Medicina Veterinaria y de Zootecnia
Universidad Nacional de Colombia
Trabajo presentado para la obtención del título de Magister en Estudios
Amazónicos
Línea Biodiversidad y Conservación
MAESTRÍA EN ESTUDIOS AMAZÓNICOS
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA
SEDE AMAZONIA
1
TABLA DE CONTENIDO
1. INTRODUCCIÓN…………………………………………………………………………………...
2.
JUSTIFICCACIÓN………………………………………………………………………………….
3.
MARCO TEÓRICO…………………………………………………………………………………
3.1.1. Peces Ornamentales……………………………………………………….
3.1.2. Loricarridae………………………………………………………………….
3.1.3. Hemiancistrus subviridis………………………………………………….
3.1.4. Desarrollo Reproductivo en Machos……………………………………
3.1.4.1.
Morfología Testicular…………………………………………
3.1.4.2.
Espermatogénesis…………………………………………….
3.1.5. Desarrollo Reproductivo en Hembras………………………………….
3.1.5.1.
Morfología Ovárica……………………………………………
3.1.5.2.
Oogénesis………………………………………………………
4.
ANTECEDENTES………………………………………………………………………………….
5.
METODOLOGÍA…………………………………………………………………………………...
5.1. Obtención de los Individuos……………………………………...............................
5.2. Clasificación gonadal…………………………………………………………………….
6.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN…………………………………………………………………...
6.1. Clasificación gonadal macroscopica y microscopica….…….............................
6.1.1. Machos…………………………………………………………..….………..
6.1.1.1.
Macroscopica…………………………………………………..
6.1.1.2.
Microscopica……………………………………..........………
6.1.1.2.1. Fase Inicio de maduración…………………………...
6.1.1.2.2. Fase de vacío…………………………………………...
6.1.1.2.3. Descripción células de tejido germinativo………..
6.1.1.2.3.1.
Espermatogonias………………………………….
6.1.1.2.3.2.
Espermatocitos…………………………………….
6.1.1.2.3.3.
Espermátidas y espermatozoides………………
6.1.2. Hembras………………………………………………………….…………..
6.1.2.1.
Macroscopica……………………………………………… ….
6.1.2.2.
Microscopica…………………………………………………...
6.1.2.2.1. Madurando………………………………………………
6.1.2.2.2. Madura…………………………………………………...
6.1.2.2.3. Desovada………………………………………………..
6.1.2.2.4. Descripción de células del tejido germinativo……
6.1.2.2.4.1.
Oocitos perinucleorales………………………….
6.1.2.2.4.2.
Oocitos alvéolo cortical…………………………..
6.1.2.2.4.3.
Oocitos marudos…………………………………..
7.
CONCLUSIONES…………………………………………………………………………………..
8.
BIBLIOGRAFIA…………………………………………………………………………………….
2
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INTRODUCCIÓN
La Orinoquia colombiana cuenta con el 50% de las especies ícticas de agua
dulce registradas para Colombia (Lasso et al., 2004) y junto con la región
amazónica son los lugares con más pesca ornamental en el país (INPA, 1999;
2000; INCODER, 2004).
Dentro de esta zonas, la región de Inírida específicamente, es reconocida como
uno de los lugares de mayor importancia en el mercado de peces ornamentales
(Ramírez–Gil y Ajiaco–Martínez, 2001) ya que, debido a sus condiciones
biogeográficas, cuenta con una vasta red hidrográfica, conformada por ríos,
quebradas, caños y lagos cada uno con características ambientales diferentes,
que permiten establecer una amplia variedad de nichos ecológicos, que
encierran un gran potencial pesquero (Castro, 1994).
Hemiancistris subviridis o cucha verde amarilla es una de especie de alto valor
comercial, que se captura en la Orinoquia. Pertenece al grupo de las llamadas
“cuchas finas”, las cuales son comercializadas con amplia aceptación en los
mercados nacional e internacional. Su comercialización es estacional y se
realiza principalmente en los primeros meses del año (enero – abril), época
durante la cual está sometida a una gran presión de captura, lo que en el
mediano o largo plazo podría comprometer drásticamente su sostenibilidad.
A pesar de lo anterior, no existen estudios completos referentes a la biología
reproductiva de la especie, los cuales serían el punto de partida para la
probable implementación de programas de reproducción en cautiverio;
destinados al repoblamiento o a la producción controlada. En ambos casos,
dichos programas propenderían por el aprovechamiento racional del recurso.
Por lo anterior, este trabajo se enfocó en describir los procesos de
espermatogénesis y oogénesis de la cucha verde amarilla (Hemiancistrus
subviridis) capturada en Inírida (Guainía), determinando las diferencias entre
los distintos tipos celulares en la línea germinativa de la cucha verde amarilla
(Hemiancistrus subviridis) y estableciendo el estado sexual de los individuos
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para cada uno de los sexos de la cucha verde amarilla (Hemiancistrus
subviridis), aspectos fundamentales para la posible implementación de
programas de reproducción bajo condiciones controladas.
JUSTIFICACIÓN
En Colombia la pesca y comercialización de peces ornamentales se han
llevado a cabo por más de 40 años, siendo en su mayoría destinada al
mercado internacional. En los últimos años, la mayor parte del volumen de
exportación provino de la cuenca del río Orinoco, de la cual se extraen
alrededor del 85% del total de peces exportados. Desafortunadamente, dicho
volumen es obtenido totalmente del medio natural, siendo los principales
lugares de captura y acopio, los municipios de Puerto Gaitán, Inírida, Puerto
Carreño, Arauca y Villavicencio.
La extracción de los animales del hábitat natural puede inducir significativos
deterioros de las poblaciones silvestres, considerando las bajas tasas de
supervivencia observadas en la mayoría de las especies explotadas. El recurso
genético se ha visto disminuido dramáticamente en los últimos años (INPA,
1999; 2000), con un gran impacto económico y por ende social en las
comunidades que viven de este recurso. Muestra de ello es que, en los inicios
de la actividad de pesca de peces ornamentales, se observaba un mayor
desarrollo alrededor de puertos; actualmente tanto el esfuerzo de pesca como
la duración de las faenas han aumentado debido, principalmente al
desplazamiento de los pescadores a lugares cada vez más lejanos (Rodríguez,
2005). La falta de conocimientos sobre la biología y la dinámica poblacional de
las especies ornamentales en los diferentes hábitats y durante los ciclos
estacionales anuales no permite una visión clara sobre la sostenibilidad del
recurso.
La cría de los peces en cautiverio podría ser una alternativa para disminuir los
impactos negativos que tiene su extracción sobre el ecosistema. Para ello es
necesario conocer a cabalidad las características ambientales y el desarrollo de
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gametos, por su estrecha relación con las condiciones requeridas para el
cultivo.
Es importante mencionar que este tipo de trabajos puede apoyar a entidades
gubernamentales encargadas de la legislación ambiental, ya que, a partir del
conocimiento básico del comportamiento reproductivo de especies explotadas
comercialmente, se podrían elaborar planes de manejo para la explotación
racional del recurso.
MARCO TEÓRICO
Peces ornamentales
Los órdenes Siluriformes y Characiformes están registrados por FAO (2000)
como los más representativos en la Orinoquía y en la Amazonía. El primero
tiene 17 familias y más de 80 especies y el segundo está compuesto por 11
familias, que agrupan más de 100 especies. Hay que resaltar que de las
especies registradas como ornamentales en Colombia, el 76,0% proviene de la
Orinoquia, el 21,6% es extraído de la zona del Amazonas y el 2,0% restante es
capturado en la región del Pacífico, del Magdalena y de la región Atlántica
(Ajiaco–Martínez et al., 2001).
Hoet (1998) describe a los silúridos como peces de forma alargada, la mayoría
de los cuales tiene el cuerpo casi cilíndrico. Todas las aletas son blandas, pero
en muchas especies se encuentran aletas de uno a tres radios, duros y
osificados y en algunas otras se pueden observar aletas adiposas.
Generalmente tienen la piel sin escamas, sin embargo, algunas especies
presentan placas o escudos (Werneke et al., 2005). Este orden se distribuye
desde Costa Rica hasta el río de La Plata y está presente en todas las cuencas
colombianas (Cala, 1990). Dentro del orden Siluriformes se encuentra la familia
Loricariidae, a la cual pertenece la especie objeto de estudio.
Loricariidae
Esta familia está representada por alrededor de 690 especies en 70 géneros
(Reis et al., 2003), en aguas neotropicales de América del Sur y parte de
5
América Central (Fowler, 1954). Por su amplia distribución está sujeta a la
pesca predatoria y a los efectos de la polución urbana, agrícola e industrial. Los
individuos pertenecientes a esta familia se caracterizan por presentar placas
óseas que cubren su cuerpo, con una boca ventral y labios bien desarrollados
(Nelson, 1994) y específicamente el género Hemiancistrus se caracteriza por la
presencia de manchas en el cuerpo (Werneke et al., 2005).
Estos peces generalmente habitan cerca o en el fondo de ríos y lagunas, que
constituyen su medio predilecto, y en horas nocturnas prefieren capturar a sus
presas como peces y anfibios (Hoet, 1998). También se caracterizan por
alimentarse de algas que cubren algunas superficies, ya sea del medio natural
o en cautiverio (Suzuki et al., 2000). Son peces que se caracterizan por tener
cuidado parental y tener varias estrategias reproductivas, incluso en ocasiones,
los padres transportan los huevos y las larvas adheridos a la parte ventral de la
cabeza (Agostinho et al., 1991).
Hemiancistrus subviridis (Werneke et al., 2005)
Familia: Loricaridae
Subfamilia: Hypostominae
Tribu: Ancistrini (Ambruster, 2004)
Genero Hemiancistrus
Especie: H. subviridis
Especie que en promedio tiene una longitud estándar de 14,9 cm se caracteriza
por presentar un color verde oliva y especialmente por presentar puntos de
color amarillo – oro ubicados en la parte anterior dorsal. Se alimenta
básicamente de material orgánico en el que se han identificado principalmente
plantas vasculares, sin embargo, también se han observado larvas de insectos
y algas filamentosas. Es una especie que se encuentra asociada a ambientes
de aguas con fondos rocosos y con corrientes. Se ha reportado en los ríos:
Orinoco, Iguapo, Ventuari, Casiquiare y Siapa.
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Desarrollo Reproductivo en Machos
Morfología testicular
A pesar de que desde hace cerca de 50 años se ha intentado describir la
estructura testicular de los peces teleósteos (Sneed y Clemens, 1963; Billard,
1969), aun existe controversia sobre la clasificación real que se debe adoptar
para el estudio morfológico de los testículos y en general del sistema
reproductivo de los machos de peces. En primera instancia, varios autores han
descrito que los peces pueden tener dos tipos de testículo: lobular y tubular
(Grier, 1980; 1981; Billard, 1986). En el primer tipo, la espermatogénesis se va
desarrollando en cistos separados y los espermatozoides son liberados en un
lumen que se une a un ducto eferente, ubicado en la parte final del testículo
(Billard, 1986). En el segundo, el túbulo seminífero no tiene lumen y en su
periferia apical se encuentran las espermatogonias, que dan origen a los cistos
en proceso de división celular, para originar los espermatozoides que,
finalmente, serán liberados a un ducto eferente, ubicado en la parte final del
túbulo (Billard, 1986). Adicionalmente, se caracteriza por la presencia de redes
que forman curvas con grandes ramificaciones, las cuales generalmente se
presentan en los peces clasificados en las taxa más bajas (Grier y Uribe, 2009).
Posteriormente, Grier (1993) y Parenti y Grier (2004), coincidieron en una
nueva organización morfológica que dio como resultado que, según la
distribución de las espermatogonias los peces presentaban testículos
espermatogoniales irrestrictos y restrictos.
Espermatogonial
irrestricto:
En
este
tipo,
los
compartimentos
germinativos se extienden hacía la periferia del testículo, formando un lóbulo.
Se caracteriza por la presencia de espermatogonias a lo largo del lóbulo.
Durante la espermiación, los espermatozoides son liberados en el lumen del
lóbulo, para finalmente llegar al ducto eferente.
7
Espermatogonial restricto: Este tipo de testículo es similar al anterior, ya
que los compartimentos germinativos se extienden hacia la periferia del
testículo, pero las espermatogonias nunca se distribuyen a lo largo del lóbulo,
encontrándose restrictas a la parte distal terminal del mismo. En el proceso de
la espermatogénesis el cisto migra hacia el ducto eferente y las células
germinativas maduran dentro.
Por otro lado, en muchos casos es frecuente encontrar estructuras anexas a
los testículos, con participación directa en el proceso reproductivo, tales como
las vesículas seminíferas, comúnmente encontradas en los silúridos (Loir et al.,
1989; Legendre et al., 1996; Batlouni et al., 2005; Mazzoldi et al., 2007).
Espermatogénesis.
La espermatogénesis es una secuencia de cambios morfológicos y fisiológicos
de células germinativas que parten de una espermatogonia diploide y dan
origen a cuatro espermatozoides haploides (Hess y Fraca 2007; Grier y Uribe
2009 y Schulz et al., 2009). En peces, este proceso de división celular ocurre
en cistos, que son formados cuando una espermatogonia es rodeada por las
proyecciones del citoplasma de una o dos células císticas o de Sertoli (Grier, et
al., 1980; De Rooij y Russel, 2000; Ehmcke et al., 2006 y Schulz et al., 2009),
las cuales son consideradas como células madre (Hess y Fraca, 2007). Su
única función está relacionada con el desarrollo de las células germinativas y
se basa en una intensa interacción paracrina (Rüdiger y Miura, 2002).
Durante la diferenciación celular, el testículo, presenta diversos cambios,
pudiéndose identificar diferentes tipos celulares. La división celular comprende
entonces,
varias
células
intermedias
denominadas
espermatogonias,
espermatocitos y espermátides (Schulz et al., 2009). El proceso inicia con las
espermatogonias, las cuales están localizadas en el interior del lóbulo (Weltzien
et al., 2002), lugar en donde por mitosis darán origen a los espermatocitos
(primarios y secundarios); estos a su vez se convertirán en espermátides,
quienes originarán los espermatozoides (Zanuy et al., 2009), luego del proceso
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de espermiogénesis, caracterizado por el gran aumento en el volumen de cada
cisto, anastomosis y liberación celular hacia la luz del lóbulo (espermiación).
Desarrollo Reproductivo en Hembras
Morfología ovárica
En teleósteos los ovarios se diferencian por la estacionalidad del desarrollo, por
la época de transformación de los oocitos y por la distribución de los mismos
dentro del ovario. Esto ha dado como resultado el reconocimiento de cuatro
tipos de desarrollo ovárico (Carrillo y Zanuy, 1993; Vazzoler, 1996).
Ovario sincrónico en un grupo: se puede identificar un solo lote de
oocitos, los cuales se van desarrollando de manera sincrónica y homogénea
hasta alcanzar la maduración. En este tipo de ovario no existen oocitos en
stock de reserva, pues las especies que los poseen desovan una única vez.
Ovario sincrónico en dos grupos: se pueden identificar claramente dos
lotes de oocitos, el primero de los cuales se va desarrollando de manera
sincrónica y homogénea hasta que todos sus oocitos alcanzan la madurez,
momento en el cual se realiza un desove total. El segundo lote corresponde al
stock de reserva que será utilizado durante el siguiente periodo reproductivo.
Ovario sincrónico en grupos: se pueden identificar más de dos lotes de
oocitos; el primer lote se va desarrollando de manera sincrónica y homogénea
hasta que todos sus oocitos alcanzan la madurez; los lotes restantes van
madurando, también de manera sincrónica y a medida que cada lote alcanza la
madurez se realiza el desove de ese lote (especies de desove múltiple o
parcelado).
Ovario asincrónico: No se pueden identificar lotes de oocitos definidos.
Por el contrario, se observan oocitos en todos los estadios de maduración y es
evidente que su desarrollo no es homogéneo ni sincrónico. Cuando un número
9
significativo de oocitos alcanza la madurez, tiene lugar el desove (especies de
desove intermitente).
Oogénesis.
La oogénesis es el proceso mediante el cual las células de la línea germinativa
completan su desarrollo, dando lugar a la célula de mayor tamaño que el
individuo puede producir, el óvulo. En términos generales, la oogénesis es la
transformación de oogonias en oocitos, proceso que se cumple cíclicamente en
el ovario del pez durante toda su vida reproductiva (Harvey y Carolsfeld, 1993;
Landines, 2005).
En las lamelas ovígeras, se inicia el proceso de crecimiento primario (mitosis
de las oogonias). En segunda instancia, aparecen los oocitos primarios, los
cuales posteriormente pasarán por una serie de transformaciones hasta
convertirse en óvulos. Dichas transformaciones comprenden varios estadios de
desarrollo, a saber: cromatina nucleolar, perinucleolar, alveolo cortical,
vitelogénesis, maduro y finalmente, llegar a la fase de folículos postovulatorios
(Palmer et al., 1995; Romagosa et al., 2002; Landines, 2005; Medina et al.,
2007; Mañanós et al., 2009).
Cromatina nucleolar. Son células que permanecen agrupadas y se
localizan en las regiones vascularizadas de las lamelas ovígeras. Poseen poco
citoplasma y un núcleo redondeado, fuertemente basófilo y por lo general con
un único nucleolo (Vazzoler, 1996; Carrillo y Rodríguez, 2001).
Perinucleolar. En esta fase, las células han adquirido mayor tamaño, su
citoplasma es basófilo y de tamaño superior (Vazzoler, 1996). Histológicamente
se reconocen fácilmente por la presencia de numerosos nucléolos en la
periferia del núcleo (Utoh et al., 2004).
Alveolo cortical: Durante esta fase el oocito presenta vacuolización,
principalmente cerca de la membrana citoplasmática y se inicia la síntesis de
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vesículas de vitelo, siendo evidente la formación de alvéolos corticales,
fundamentalmente en inmediaciones de la célula micropilar (Guraya, 1986;
Kunz, 2004; Landines, 2005).
Vitelogénico: En esta etapa existe presencia densa de gránulos de vitelo
en el citoplasma, ahora abundante y con afinidad acidófila. Los gránulos de
vitelo van avanzando centrípetamente desplazando hacia el centro de la célula
a las vacuolas que estaban periféricas. El núcleo se torna irregular y aun
presenta nucléolos en la periferia (Vazzoler, 1996).
Maduro: El oocito aumenta rápidamente de tamaño en función del
aumento de los gránulos de vitelo. El núcleo se encuentra desplazado hacia la
periferia y su contorno es irregular. Los oocitos están listos para liberarse del
folículo ovárico y ser fertilizados.
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ANTECEDENTES
Existen trabajos clásicos sobre el desarrollo de las células germinativas en
peces como los de Grier (1975; 1976). En el primero se presentan los
resultados de su investigación en la espermiogénesis de Gambusia afinis,
enfatizando en la caracterización de los microtúbulos. En el segundo se explica
el desarrollo del esperma en peces, teniendo como caso de estudio Oryzias
latipes. Posteriormente, Selman et al. (1988) realizan una descripción de
oogénesis en Fundulis heteroclitus. También Wallace y Selma (1981) describen
la dinámica del crecimiento de los oocitos en peces, a partir de los mecanismos
hormonales reguladores de la maduración. Otros trabajos importantes son los
de Schulz et al. (2002 y 2009). En el primero realizan un análisis del sistema
endocrino de la espermatogénesis y en el segundo una recopilación del todo lo
relacionado a la espermatogénesis en peces.
Vicentini et al. (2001) publican su investigación sobre la morfología y
ultraestructura testicular en Prochilodus scrofa, que contribuyó al conocimiento
sobre el tipo de testículo tubular y la estructura de los tubos seminíferos. Mack
y Segner (2003) publican el desarrollo morfológico de las gónadas en zebrafish,
donde identifican los diferentes tipos celulares en machos y hembras. Con esta
especie trabajó el grupo de investigación liderado por Leal et al., (2009),
quienes realizaron un estudio sobre la espermatogénesis, enfatizando el
desarrollo
de
las
espermatogonias,
usando
marcadores
moleculares,
determinando la duración de las fases meioticas y espermiogénicas. En cuanto
al desarrollo de células germinativas en hembras, Lubzens et al. (2009)
incluyen información de maduración y ovulación, además de anotar algunas
diferencias entre los oocitos en peces.
Suzuki et al. (2000) registran la relación existente entre la morfología de los
oocitos y la estrategia reproductiva. También Duarte y Araujo (2002) aportan
conocimiento sobre la relación entre el desarrollo ovárico y la fecundidad con
respecto a la longitud total, el peso total y el de la gónada. Adicionalmente
Acosta y Gerson (1999) y Favaro y De Tarso (1999) publicaron la biología
reproductiva de Hemiancistrus sp. y una caracterización de algunos aspectos
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morfológicos y citoquímicos de la oogenesis de Hypostomus cf. tietensis,
repectivamente.
Mazzoni
y
Caramashi
(1997)
trabajaron
con
Hypostomus
luetkni,
y
establecieron que presenta un periodo reproductivo largo, que va desde junio
hasta abril, cuando los niveles pluviométricos son bajos para la zona del río
Paraiba do Sul. En Venezuela, García et al. (1984) estudiaron la biología
reproductiva de Hypostomus watwata y para Colombia, específicamente,
algunos trabajos versan sobre la biología reproductiva de Ancitrus triradiatus y
de Chaetostoma fischeri (García, 1981; 1990).
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METODOLOGÍA
Obtención de individuos
Fueron colectados noventa peces en la ribera alta del río Orinoco. Fueron
pescados con método de buceo una a una por los pescadores de la región y
luego fueron enviados vivos, por vía aérea, hasta la ciudad de Bogotá, donde
fueron trasladados al laboratorio de ictiología de la Facultad de Medicina
Veterinaria y de Zootecnia de la Universidad Nacional de Colombia, para iniciar
su procesamiento.
Los peces colectados fueron sacrificados con una sobredosis de anestésico
(Metasulfonato de tricaina: 0,5 g/L). Posteriormente, se les realizó un corte en
la médula espinal, teniendo en cuenta las consideraciones éticas propuestas
por el International Council for Laboratory Animal Science (Close et al., 1996).
Finalmente, se extrajeron las gónadas para su correspondiente fijación y
análisis.
Clasificación gonadal
Macroscópica:
Los peces fueron disectados y según la observación macroscópica realizada
tanto para hembras como para machos, se clasificaron en diferentes estadios
de maduración gonadal, según escalas de Agostinho (1987); Vazzoler (1996) y
Duarte et al. (2007).
Microscópica: Análisis histológico
Luego de extraídas, las gónadas fueron fijadas en solución de Karnovsky
modificado (pH 7,4), durante 24 horas; posteriormente se hicieron lavados con
búfer fosfato durante dos días y finalmente fueron conservadas en alcohol
etílico (70%) (Prieto, 2002).
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Posteriormente, las muestras se sometieron a una rutina de deshidratación en
concentraciones crecientes de alcohol, para ser incluidas en Historresina
Leica®. Se obtuvieron cortes de 3µm de espesor, utilizando un micrótomo
Leica® RM 2265. Los cortes fueron coloreados con azul de toluidina y con
hematoxilina-eosina (H&E). Con la placas ya terminadas se realizó la
clasificación microscópica del desarrollo gonadal de los individuos según las
escalas de Leino et al. (2005); Duarte et al. (2007); Grier et al., (2009) y Grier y
Uribe (2009).
Finalmente, se tomaron fotografías con una cámara digital Cannon®, con
adaptación para microscopio óptico. Las imágenes fueron analizadas con el
programa Image Pro Plus® 4.1.
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RESULTADOS Y DISCUSIÓN
CLASIFICACIÓN GONADAL MACROSCÓPICA Y MICROSCÓPICA
MACHOS
Macroscópica:
Macroscópicamente, los machos de Hemiancistrus subviridis presentan un par
de testículos bilobulados, localizados en la pared dorsal de la cavidad
abdominal, unidos por el mesorquio y localizados a ambos lados de la vejiga
gaseosa, dorsalmente al intestino. Son independientes, pero se encuentran
fusionados hacía la parte caudal en un sólo espermiducto, que confluye en la
papila urogenital.
Al observar las gónadas de H. subviridis se identificaron tres estadios de
maduración: inmadura, en maduración y madura. La gónada clasificada como
inmadura es elongada, aunque se nota una aumento de tamaño en la parte
craneal (Figura 1A). En los individuos clasificados como en maduración (Figura
1B), la gónada aumentó su tamaño haciéndose más notoria en la parte craneal
y en algunas se observó la presencia de pliegues en la parte media. Finalmente
las gónadas maduras presentaron un mayor volumen con respecto a la anterior
y todo el tiempo se observaron pliegues en la parte media (Figura 1C).
B
A
B
C
Figura 1. Gónadas de macho Hemiancistrus subviridis. A. Madura, B. Madurando, C. Inmadura.
Clasificación según escala de Duarte et al. (2007).
Microscópica: Análisis histológico
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Cuando se realizó el análisis histológico de las gónadas, se encontró que el
97,3% de los machos estaban en una fase de vacío (Figura 2A) y el 2,63%
estaban en fase de maduración (Figura 2B), resultado que no coincidió con la
clasificación macroscópica, ya que las gónadas que fueron clasificadas como
en maduración y maduras realmente se encontraban en fase de vacío y las que
fueron clasificadas como inmaduras realmente se encontraban en la fase de
inicio de maduración.
En
el
primer
estadio
se
pudo
observar
la
presencia
de
algunos
espermatozoides en la luz del lóbulo seminífero y unos cistos de
espermatocitos primarios (Figura 2A). En cuanto al estadio de inicio de
maduración, se diferenciaron pocos espermatozoides en la luz del lóbulo
seminífero y se observaron espermatogonias primarias y algunos cistos de
espermatocitos primarios y de espermátidas (Figura 2B).
Ts
cp
cp
Ls
z
z
cd
gp
B
A
Figura. 2. Gónadas de macho Hemiancistrus subviridis. A. Estadio vacío. Túbulo seminífero (TS),
espermatozoides (z), cistos de espermatocitos primarios (cp). B. Estadio en maduración. Túbulo
seminífero, espermatozoides (z), espermatogonias primarias (gp), cistos de espermatocito primario (cp) y
de espermátidas (cd).
Fase Inicio de Maduración.
En esta fase se identificó un compartimento germinativo y uno intersticial. El
primero está compuesto de células en proceso de espermatogénesis. Se
observaron
espermatogonias
(primarias y secundarias),
espermatocitos
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(primarios, en división y secundarios). En esta fase se siguen observando la
presencia de espermatidas y espermatozoides en la luz del túbulo (Figura 3B).
En cuanto al compartimento intersticial, se identificaron células de Sertoli,
células mioides y vasos sanguíneos (Figuras 3A, B, C, D y E).
La irrigación en esta fase es elevada, ya que se observa un número
considerable de vasos sanguíneos y además es evidente la luz en el túbulo
seminífero (Figura 3A). Ambas características no son comunes en otras
especies en esta fase de desarrollo.
A
Figura. 3. A. Espermatogonias primarias (gp) y secundarias (gs), células de Sertoli, vasos sanguíneos
(vs). Luz en el túbulo seminífero (L). B. Espermatogonias secundarias (gs), cistos de espermatocitos
primarios (cp) y espermátidas (cd), posibles espermatozoides (z) en la luz del túbulo. C. Cistos de
espermatocitos primarios (cp) y secundarios (cs), cistos de espermátidas (cd). D. Espermatogonias
secundarias (gs), cistos de espermatocitos primarios (cp) y en división (cpd). E. Espermatogonias
primarias (gp), espermatogonias secundarias (gs), cisto de espermátidas (csd), células de sertoli y
18
mioides. Amplia luz en el túbulo seminífero. F. Espermatogonias primarias (gp), espermatogonias
secundarias (gs), cisto de espermatocitos primarios en división (cpd), vasos sanguíneos (vs) sigue la luz
dentro del túbulo seminífero.
Fase de vacío
El testículo de Hemiancistrus subviridis presentó los mismos compartimentos
(intersticial y germinativo), en los cuales se encontraron: espermatogonias
primarias, espermatogonias secundarias y algunos cistos de espermatocitos
primarios y en división. Se observó anastomosis y algunos espermatozoides en
la luz del túbulo. El epitelio germinativo es aplanado y ordenado, se observa un
gran
espacio
(luz
de
túbulo
semínifero)
para
el
depósito
de
los
espermatozoides y adicionalmente dentro de este espacio se observa la
presencia de un líquido de consistencia viscosa, que puede tratarse de líquido
seminal (Figura 4). Durante esta fase, también se observa la presencia de
numerosas células miodes.
19
A
C
E
B
D
F
Figura. 4. A. Espermatogonias primarias (gp), espermatogonias secundarias (gs), espermatozoides (z) en
la luz del túbulo, líquido seminífero (Ls). Indicios de anatomosis. B. Espermatogonias secundarias (gs),
cistos de espermatocitos primarios (cp), espermatozoides (z) y líquido seminal (Ls). C. Espermatogonias
primarias (gp), espermatogonias secundarias (gs), espermatozóides (z), células miodes (m) y líquido
seminal (Ls). D. Epiltelio germinativo aplanado y ordenado (Eg), espermatogonias primarias (gp),
espermatogonias secundarias (gs) y espermatozoides (z) dentro del líquido seminal. E. Espermatogonias
primarias (gp), espermatogonias secundarias (gs), células de sertoli (S) y miodes (m), espermatozoides
(z) en la luz de túbulo, presencia de líquido seminal (Ls) e indicios de anastomosis. F. Espermatogonias
secundarias (gs), células de sertoli (S), cistos de espermatocitos primarios (cp) y en división, (cpd)
espermatozoides (z) en la luz del túbulo seminífero y se observa líquido seminífero (Ls).
Descripción de las células del tejido germinativo:
Espermatogonias:
En el análisis histológico de testículo de H subviridis, fueron diferenciadas
espermatogonias primarias y secundarias. Las primeras se caracterizan por ser
20
las células de mayor tamaño en el proceso de espermatógenesis. Presentan un
núcleo pequeño con respecto al citoplasma con la presencia de nucleólos, se
encuentran rodeadas por las proyecciones de las células de Sertoli. En cuando
a las espermatogonias secundarias, se diferencian porque son células de
menor tamaño, su núcleo tiene una mayor área con respecto al citoplasma y
presenta varios nucleólos (Figura 5).
A partir de las imágenes se realizaron medidas de células y núcleos y se
estableció que las espermatogonias primarias tiene un área promedio de
124,34 ± 17,6 µm2 y un diámetro promedio de 12,47 ± 0,8 µm. Para el caso de
la espermatogonias secundarias, no se diferenció el citoplasma, por lo que se
midió el núcleo dando como resultado un área de 35,11 ± 6,6 µm2 y diámetro
de 6,6 ± 0,6 µm.
gs
gp
A
vs
B
Figura 5. A. Espermatogonias primarias (gp) y B.secundarias (gs) de H. subviridis.
Espermatocitos:
Son el resultado de la división mitótica de las espermatogonias; se encuentran
en cistos ubicados casi siempre en la periferia del testículo. Se observó la
presencia de espermatocitos primarios, que son células con un núcleo de
menor tamaño con respecto a las espermatogonias y adicionalmente no se
diferencia muy bien el citoplasma. Presentan un área 33,96 ± 3,6 µm2 con un
diámetro de 6,50 ± 0,3 µm.
También se hallaron espermatocitos secundarios, los cuales poseen un núcleo
aún más condensado y son de menor tamaño. Aunque su diferenciación dentro
21
del proceso de espermiogénesis es difícil, se logró encontrar dentro de la fase
de inicio de maduración. Adicionalmente se diferenciaron espermatocitos
secundarios en división meiótica que finalmente darán origen a las
espermátidas (Figura 6).
Figura 6. Espermatocitos primarios (cp), espermatocitos secundarios (cs) y espermatocitos secundarios
en división (csd) de H. subviridis.
Espermátidas y espermatozoides:
Las espermátidas son células con un núcleo redondeado y denso; se
encontraron en cistos ubicados en mayor porcentaje a lo largo de la periferia de
la gónada. Los espermatozoides fueron encontrados en la luz del túbulo dentro
del líquido seminífero. Su cabeza es redonda y el núcleo es denso. Es
importante destacar la presencia de posibles cistos de espermatozoides (Figura
7).
cd
cd
A
B
22
Z
cpd
C
Fig 7. A y B. Espermatidas (cd) C. Espermatocitos primarios en división y espermatozoides
DISCUSIÓN:
Hemiancistrus subvidis pertenece a la familia de los silúridos uno de los grupos
más diversos en aguas marinas y continentales (Nelson, 1994) y de amplia
distribución en la regiones tropicales del mundo (Teugels, 1996 y Ferraris,
1998), por lo tanto, cuenta con una diversificación en la morfología testicular
(Lopes et al., 2004), que puede ir desde simples bolsas elongadas que
convergen en una papila urogenital a órganos compuestos por prolongaciones
o franjas con función espermatogénica, además de tener zonas con funciones
especificas de secreción o almacenamiento (Ortiz, 2008).
En el caso de esta especie, el testículo presenta una estructura elongada que
no tiene vesícula seminal ni proyección alguna, características que se le suman
a las anteriormente descritas y que coincide con lo reportado por Lior et al.
(1989) y con las descripciones de morfología testicular en los estudios de
Verissimo – Silveira (2003), Gumarães-Cruz et al. (2005); Duarte et al. (2007);
Cek y Yilman (2007) y Grier y Uribe (2009).
En cuanto al análisis histológico, H. subviridis presenta un testículo de tipo
espermatogonial irrestricto que se caracteriza porque el tejido germinativo está
dispuesto a manera de red, formando curvas desde la periferia hasta el
conducto eferente (Grier, 1993; López et al., 2004 y Grier y Uribe, 2009), las
espermatogonias se presentan a lo largo del lóbulo y durante la espermiación
los espermatozoides son liberados en el lumen para llegar al conducto eferente
(Grier, 1993 y Parenti y Grier, 2004), característica propia de especies en taxas
23
primitivas como los silúridos (Parenti y Grier, 2004 y Grier y Uribe, 2009). Se
trata entonces de un testículo cuyos compartimentos germinativos forman
lóbulos y las espermatogonias se distribuyen a lo largo de ellos, por lo tanto es
un testículo espermatogonial irrestricto (Grier, 1981; Grier, 1993 y Parenti y
Grier, 2004). A diferencia de un testículo restricto, donde en el proceso de
espermatogénesis el cisto migra al ducto eferente y las células germinativas
maduran dentro.
Esta especie independientemente del tipo testicular, presenta un proceso de
espermatogénesis cística, ya que el desarrollo celular germinativo ocurre
dentro de cistos delimitados por células de Sertoli y presentan diferenciación
sincrónica, como lo reportado por Mattei et al. (1993) y Guimarães-Cruz et al.
(2005). El rompimiento del cisto sólo ocurre cuando las espermatidas ya se han
dividido dado origen a los espermatozoides que son finalmente liberados en la
luz del túbulo seminífero.
En cuanto a las fases de desarrollo gonadal (Inicio de maduración y vacío)
Veríssimo-Silveira (2003), afirma que la fase de inicio de maduración en este
tipo de testículo, se caracteriza por contar con un epitelio germinativo activo y
continúo, además se pueden observa túbulos con luz en las porciones de la
periferia, lo que coincide con lo observado en esta especie. Sin embargo, los
túbulos con luz no se limitan a la periferia sino que se observan a lo largo de la
gónada.
Otros estudios de desarrollo gonadal en machos como los de Alexandrino et al.
(1985); Vicentinni (2002) y Duarte et al. (2007), afirman que en esta fase de
maduración, la gónada cuenta con todos los tipos celulares del proceso de la
espermatogénesis, incluyendo la presencia de algunos espermatozoides, tal y
como se observó en esta especie. Sin embargo, no reportan la presencia de
túbulos con luz, ni en la periferia ni a lo largo de la gónada.
Lo anterior, puede indicar que H. subviridis tarda mucho en pasar de la fase de
vacío a la fase de inicio de maduración nuevamente, pues comienza su
proceso de división celular para el siguiente ciclo reproductivo, existiendo aún,
24
luz en los túbulos seminíferos que hace parte del ciclo anterior. Dicho atraso
posiblemente se deba a que la gónada es muy anastomosada y por lo tanto, el
proceso
de
regeneramiento
tisular
sea
lento;
esta
característica
de
anastomosis entre tubos seminíferos también fue reportada por GuimarãesCruz et al. (2005) en Loricaria lentiginosa. Este proceso de anastomosis y de
regeneramiento del tejido, puede a su vez explicar la alta presencia de vasos
sanguíneos, ya que se necesitan ciertos niveles nutricionales para completar
dicha labor.
En cuanto a la fase de vacío, H. subviridis presenta algunos espermatozoides
distribuidos al azar libremente en los túbulos seminíferos, como lo reportan los
estudios de Duarte et al. (2007) para Loricariichthys spixii y Soares et al. (1995)
para Shizodon knerii y Leporinus piau, pero no cumple con lo señalado por
Verissimo-Silveira (2003), quien asegura que para este tipo de testículo (tubular
anastomosado), el tejido germinativo es discontinuo, ya que se observan
espermatogonias dispersas y adicionalmente se presenta una reducción en la
luz de los túbulos seminíferos.
Teniendo en cuenta lo anterior, se puede afirmar que durante esta fase de
desarrollo gonadal, esta especie presenta algunos espermatozoides libres,
pero las espermatogonias no están dispersas, sino que se presentan alineadas
en forma de rosario y finalmente los túbulos no están reducidos, sino que
presentan una amplia luz.
Es importante destacar que dentro de estos túbulos se pudo establecer la
presencia de un líquido PAS positivo, lo que según Guimarães-Cruz et al.
(2005), puede tratarse de una glicoproteína, utilizada por las células
germinativas como sustancia nutritiva o también puede ser una secreción que
facilita la salida de los espermatozoides en el proceso de espermiación.
Aunque pueden ser muchas las teorías con respecto a la función de esta
secreción, lo que si se pude establecer en este estudio, es que esta sustancia
da la apariencia de una gónada madura si se realiza solamente una
clasificación gonadal macroscópica, por lo tanto, la presencia de este líquido en
25
la gónada fue el responsable de que la clasificación macroscópica y
microscópica no coincidieran, pues daba la apariencia de una gónada
voluminosa y con una irrigación sanguínea, destacadas características de una
gónada madura.
HEMBRAS
Macroscopica:
Macroscópicamente, las hembras de Hemiancistrus subviridis presentan un
ovario bilobulado, donde la gónada izquierda es de mayor tamaño que la
derecha. Los dos ovarios están ubicados en la pared dorsal de la cavidad
abdominal y dorsalmente al intestino. Se encuentran fusionados hacía la parte
caudal en un sólo oviducto (Figura 8).
A
B
C
Figura 8. Gónadas de hembra de Hemiancistrus subviridis. A. Madurando, B. Desovada, C. Madura.
Clasificación según escala de Vazzoler (1996).
En la clasificación macroscópica se utilizó la escala de Vazzoler (1996), con
ésta, se estableció que las gónadas se encontraban en tres estadios:
madurando (46,2%), madura (30,8%) y desovada (23,1%), teniendo en cuenta
un n de 50 individuos.
La gónada madura ocupa tres cuartas partes de la cavidad abdominal, se
caracteriza por la presencia de oocitos de gran tamaño, es de color amarillo
intenso y se encuentra muy irrigada (Figura 8C). La gónada en estadio de
maduración, ocupa menos espacio en la región abdominal, tiene oocitos en
crecimiento y su color es amarillo opaco (Figura 8A). En desove, las gónadas
26
se presentan como dos bolsas flácidas, delgadas y de un color amarillo
transparente (Figura 8B). En contraste con lo encontrado en machos, los
estadios macroscópico y microscópicos de las hembras, si coincidieron.
Microscópica: Análisis histológico
En el análisis histológico de los ovarios de Hemiancistrus subviridis, realizado
durante el tiempo de estudio (enero – abril), se estableció que los ejemplares
colectados estaban en tres fases de desarrollo: Madurando (Figura 9), madura
(Figura 10) y desovada (Figura 11).
Madurando:
Este estadio se caracterizó por la presencia de oocitos perinucleolares y en
alvéolo cortical. Específicamente en los individuos encontrados, los oocitos en
alvéolo cortical están en la fase inicial de su desarrollo, ya que el número
presente es poco con relación a los perinucleolares (Figura 9).
p
P
Ac
Ac
A
Figura. 9. Gónadas madurando. A. Oocitos en alvéolo cortical (Ac) y en perinucleolar (P). 200X
Madura:
Los individuos encontrados en este estadio, se caracterizaron por la presencia
de oocitos en estado maduro; sin embargo, en el lumen ovárico se observó la
presencia de oocitos perinucleolares, que darán origen al siguiente lote de
oocitos en el siguiente ciclo reproductivo. En los oocitos se pudo diferenciar la
27
teca y la capa granulosa, además de los gránulos de vitelo. Es importante
mencionar que por el tamaño de las células germinativas maduras no se pudo
obtener una imagen del área total, solo de parte de ellas, pero que teniendo en
cuenta la presencia de vitelo y su tamaño, se pudo establecer que son oocitos
maduros (Figura 10).
T
m
m
G
GV
P
L
L
P
V
P
m
L
m
Figura 10. Hembra madura. Oocitos en estadio maduro (m) y en perinucleolar (p). Se observa el Lumen
(L), la capa granulosa (G) , la Teca (T) y en detalle 20X Gránulos de vitelo (GV).
Desovada:
En este estadio se observó una gónada vacía, presentando folículos
postavulatorios separados de la membrana basal, también se observó la
presencia de uno o dos oocitos vitelogénicos y mayor cantidad de
perinucleolares, pero no ubicados sobre el lumen ovárico, como en la fase
anterior. Es importante mencionar que en esta fase se encontraron oocitos en
estadio perinucleolar, lo que puede dar indicios, de que se inicia el nuevo ciclo
reproductivo (Figura 11).
28
V
F
V
P
F
F
P
Ac
P
F
Figura 11. Hembra Desovada. Oocitos en estadio vitelogénico (V), en perinucleolar (P) y el alveolo cortical
(Ac). Foliculos posovulatorios (F).
Descripción de las células del tejido germinativo:
Oocitos perinicleolares:
Son los oocitos en el proceso de oogénesis de menor tamaño (Figura 12).
Tienen un núcleo con nucléolos en la periferia, su citoplasma es basófilo y a
partir de las imágenes se estableció que tienen un área de 138 µm2.
P
GV
P
A
B
Figura 12. Oocitos perinucleolar (P). Se pueden observar gránulos de vitelo (GV) en la figura A.
29
Oocitos alvéolo cortical:
Un oocito de mayor tamaño con respecto al anterior estadio, se caracteriza
principalmente por la presencia de vesículas en el citoplasma y por la reducción
del núcleo con respecto al tamaño del citoplasma (Figura 13). A partir de las
imagines se estableció un área de 254 µm2.
Ac
Figura 13. Oocitos en estadio alveolo cortical (AC).
Oocitos maduros
Son los oocitos de mayor tamaño dentro del proceso de maduración. Se
caracterizan por la acumulación de glóbulos de vitelo en el citoplasma y el
núcleo es de difícil definición (Figura 14). En H. subviridis estos oocitos son de
color amarillo fuerte y tienen un diámetro promedio de 3,58 ± 0,35 mm.
V
Figura 14. Oocitos en estadio vitelogénico (V)
C
30
DISCUSIÓN
El ovario de H. subviridis en un órgano pareado en forma de saco que se
encuentra sostenido por un mesenterio. Los dos ovarios se ubican en la
cavidad abdominal y están unidos por un oviducto corto como los reportados
por Agostinho et al. (1979); Grizzler (1979); Agostinho et al. (1987); Lieno et al.
(2005) y López et al. (2006).
En cuanto al análisis histológico se estableció que H. Subviridis presentó tres
de los cinco tipos de células germinativas que comúnmente son definidas en
teleósteos: oocitos perinucleolares, oocitos en alveolo cortical y oocitos
maduros y que han sido reportados por Wallace y Selman (1981); Agostinho et
al. (1987); Palmer et al. (1995); Romagosa et al. (2002); Montoya – López et al.
(2006); Medina et al. (2007) y Duarte et al. (2007).
Asimismo, los ejemplares capturados se encontraron en tres fases de
desarrollo reproductivo: madurando, madura y desovada, definidos por el tipo
de células de la línea germinativa encontrado en cada una de ellas. La gónada
madurando cuenta con oocitos en estado perinucleolar y de alveolo cortical; en
la madura se observaron oocitos maduros y perinucleolares; finalmente en la
desovada se ve claramente la presencia de oocitos previtelogénicos y como en
los dos anteriores hay oocitos perinucleolares. Estas características coinciden
con lo descrito por Agostinho et al. (1987) y Vazzoler (1996) y con lo reportado
para H. ternetzi, M. aculeatus y R. aspera (Suzuki et al., 2000; Agosthino et al.,
1987).
Según la descripción anterior se puede observar que la gónada de H subviridis
evidencia la presencia de oocitos perinucleolares en las etapas del ciclo de
reproducción estudiado. Esto puede indicar que la especie cuenta con un stock
de reserva, característica común ya que es fácil encontrar especies con oocitos
previtelogénicos (perinucleolares, alveolo cortical) en todos las fases de la
oogénesis y que desovan en repetidas ocasiones durante todo el año (Deza et
al., 2005).
31
A partir de las fases de la oogénesis, en los teleósteos se establece un patrón
de desarrollo ovárico. Wallace y Selman (1981) reportan ovarios Sincrónicos,
Sincrónicos en grupos y Asincrónicos; mientras que Grier et al., (2009),
establecen la existencia de ovarios sincrónicos en grupos y asincrónicos. Como
ya se ha observado H. subvidiris, presenta por lo menos dos tipos celulares
germinativos en cada uno de los estadios encontrados, por lo tanto y teniendo
en cuenta las clasificaciones anteriores, presenta un ovario sincrónico en
grupos.
Adicionalmente en los teleósteos las especies pueden ser clasificadas en
desovadores totales o parciales. Se sabe que durante la fase de maduración
las hembras presentan cambios en el folículo ovárico. Éste inicia con cambios
nucleares, seguido de cambios citoplasmáticos con la acumulación de vitelo en
el citoplasma y finalmente se registra un desarrollo de la pared folicular
(Wallace y Selman, 1981; Agostinho et al., 1987; Domitrovic, 1990; Palmer et
al., 1995; Romagosa et al., 2002; Montoya – López et al., 2006; Medina et al.,
2007 y Duarte et al., 2007). Este desarrollo oocitario relacionado con la
frecuencia de los desoves dentro de un periodo de reproducción y el número de
reproducciones realizadas durante su ciclo de vida determina el tipo de
desovador; es así como se tienen especies con más de un lote de oocitos
eliminado en cada periodo de reproducción (desovadores parciales) y los que
en el ciclo expulsan solo el lote de oocitos maduros (desovadores totales)
(Vazzoler, 1996). Teniendo la información anterior y lo observado para H.
subviridis tenemos entonces un desovador total, como lo reportado para
Hemiancistrus sp. (Ramos y Konrad, 1999) y para Rhinelepis aspera y
Megalancistrus aculeatus (Vazzoler, 1994), especies que pertenecen a la
familia Loricarridae.
En relación al tamaño de los oocitos encontrados, es importante saber que en
las fases de desarrollo (proceso de oogénesis) se cumple un proceso cíclico en
el ovario del pez durante toda su vida; éste, inicia con oogonias que gracias a
divisiones mitóticas y meióticas pueden aumentar hasta 100 veces su tamaño
al final del ciclo (Harvey y Carolsfeld, 1993). El crecimiento del oocito se da
32
gracias a la acumulación de vitelo en el ooplasma que es definida como
“material nutritivo” y que se convierte en un recurso nutricional y de aporte de
energía para el embrión luego de la fertilización (Grier et al., 2009). Lo que
explica el tamaño de los oocitos maduros encontrados en las gónadas maduras
de esta especie, ya que los oocitos perinucleolares registraron una área media
de 138 µm2 y los oocitos maduros finalizan en promedio con un área de
11246,9 ± 0,35 µm2. Este crecimiento oocitario se ha registrado del mismo
modo en Rhinelepis aspera (familia loricarridae), con un área inicial de 1256,6
µm2 (perímetro es de 400 µm) para perinucleolares y finalizan con áreas
medias de 4172,4 µm2 para los oocitos maduros.
El tamaño de los oocitos en esta familia puede ser debido a la estrategia de
reproducción, la cual generalmente se caracteriza por presentar cuidado
parental (Winemiller, 1989 y Agostinho et al., 1991). Esto explicaría el bajo
número de oocitos por ciclo, pues la especie le apuesta al cuidado y no al
número.
La estrategia reproductiva en las especies tropicales depende de las lluvias y la
temperatura (Duarte et al., 2007), las condiciones del río (aguas altas o bajas),
el comportamiento social y la disponibilidad de alimentación (Polenov y
Guerbilski, 1975; Chaparro, 1994; Vazzoler, 1996; Araujo, 2001; Urbinati, 2005
y Duarte et al., 2007). La captura de los ejemplares H. subvidiris se realizó en
época seca o de aguas abajo, por lo tanto, puede ser que el periodo
reproductivo este influenciado por las condiciones del río y por la disponibilidad
de alimento que aseguraría el desarrollo de las nuevas poblaciones.
CONCLUSIONES
1. El estado sexual de los individuos encontrados durante la investigación
fueron: madurando, maduros y en desove para hembras y en proceso de
espermiación y vacío para machos.
2. Los mahos de Hemiancistrus subviridis presentaron un testículo del tipo
espermatogonial irrestricto.
33
3. El testículo presentó un líquido (PAS positivos), que afecta la morfología
macroscópica de la gónada.
4. Las hembras de H subviridis presentaron un ovario sincrónico en grupo
5. Es una especie clasificada como desovador total.
BIBLIOGRAFÍA
Ambruster JW. 2004. Pseudancistrus sidereus, a new species from southern
Venezuela (Siluriformes: Loricariidae) with a redescription of Pseudancistrus.
Rev. Zootaxa 628:1-15p.
Agostinho AA, Barbieri CM, Barbieri G, Agostinho, C. 1987. Biologia
reproductiva de Rhinelepis áspera (Agassiz, 1829) (Teleostei, Loricariidae) no
Rio Paranapanema. Estructura dos ovários e estadios de maturação. Rev.
Brasil Biologia. Rio de Janeiro. 47 (3): 319-328p.
_____________, Hanh, NS, Agostinho CS. 1991. Ciclo reproductivo e primeira
maduracão de fêmeas de H. commersonii (Valenciennes, 1840) (Siluriformes)
no Reservatório Capivari - Cachoeira, PR. Rev. Brasil. Biol., Rio de Janeiro,
51(1):31-37.
_____________ 1979.
Ajiaco-Martínez R, Blanco-Castañeda M, Berreto-Reyes C, Ramírez-Gil H.
2001. Las exportaciones de peces ornamentales. En: Ramírez, G. H y R. E.
Ajiaco. 2001. La pesca en la baja Orinoquia colombiana: una visión integral.
Ministerio de agricultura, Programa Nacional de Transferencia y Tecnología
Agropecuaría, Colciencias e INPA. Editorial Produmedios. Bogotá. 211-217p.
Batlouni SR, Carreño FR, Romagosa E y Borella MI. 2005. Cell junctions in the
germinal epithelium may play an important role in spermatogenesis of the
catfish P. fasciatum (Pisces, Siluriformes). J Mol Hist. 36:97-110p.
Billard R. 1969. La espermatogénesis de Poecilia reticulata. Ann Biol. Anim.
Bioch. Byphys. 9(2):251-271p.
Cala P. 1990. La ictiofauna dulceacuícola de Colombia; una visión histórica y
su estado actual. Revista de la Academia Colombiana de Ciencias Exactas,
Físicas y Naturales. 17: 62p.
34
Castro DM. 1994. Peces del Putumayo. Sector Puesto Leguízamo.
Corporación Autónoma Regional del Putumayo. Editorial Servigráfico S.A.
Mocoa Putumayo. 3 p.
Carrillo M, Zanuy S. 1993. En: Catello. F. Acuicultura Marina. Fundamentos
biológicos y tecnología de la producción. Universidad de Barcelona (ed).
Barcelona. 133p.
Carrillo MA y Rodríguez J. 2001. Bases fisiológicas de la reproducción de
peces tropicales.189-217 p. En: Rodríguez, H.; P. Victoria y M. Carrillo (Eds).
Fundamentos de Acuicultura Continental. Instituto Nacional de Pesca y
Acuicultura, INPA. Bogotá, D.C., Colombia. Segunda edición. 423 p.
Chaparro N. 1994. Reproducción artificial y manipulación genética en peces.
Editorial Mejoras. Barranquilla. Colombia. 17- 43p.
Close B, Banister K, Baumans V, Bernoth E, Bromage N, Buyan J, Erhardt W,
Flecknell P, Gregory N, Hackbarth H, Morton D, Warwickk C. 1996.
Recomendaciones para la eutanasia de los animales de experimentación. Lab.
Animals. 30:293-316p.
De Rooij DG, Russel LD. 2000. All you wanted to Kwon about spermatogonia
but were afraid to ask. J Androl. 21:776-798p.
Deza S, Bazán R, Culquichicón, Z. 2005. Biología y pesquería de
Pseudoplastystoma fasciatum (Linnaes, 1766; Pises), Doncella, en la región de
Ucayali. Folia Amazónica. 14(2):5-17p.
Duarte, S. y Araújo, F. 2002. Fecundity of the Hypostomus affinis (Siluriformes,
Loricariidae) in the Lajes Reservoir, Rio de Janeiro, Brazil. Rev. Biol. Trop.
50(1): 193-197.
________, Araújo F, Sales A, Bazzoli N. 2007. Morphology of Gonads, Maturity
and Spawning Season of Loricariichthys spixii (Siluriformes, Loricariidae) in a
Subtropical Reservoir. Brazilian archives of biology and technology an
international journal. 50(6):1019-1032p.
Ehmcke J, Wistuba J, Schlatt S. 2006. Espermatogonial stem cell: questions,
models and perpectives. Hum Reprod Update. 12:275-282p.
FAO, Dgis, Fundación Fiduciaria Dr. Manuel Pérez. 2000. Diagnóstico de los
recursos hidrobiológicos del amazonas. En: Memorias Institucionales con las
publicaciones de 1990 –1999. Archivo Pdf.
35
Favaro LF y De Tarso Cunha P. 1999. Aspectos morfológicos y citoquímicos
da ovogénesis de Hypostomus cf teitensis (Loricariidae) so Lago Igapó
(Londrina, PR, Brazil). Acta Biol. Par., Curituva. 28 (1,2,3,4):125-139.
Fowler H. 1954. Os peixes de água doce do Brasil. Arq. Zool. São Paulo: I-XII.
1-4000.
García H. 1990. Biología reproductiva de Ancitrus triradiatus (Loriicariidae).
Tesis para el titulo de Biólogo Marino. Universidad Jorge Tadeo Lozano.
Bogotá.
García L, Quiñones G, Friso G. 1984. Biología reproductiva de Hypostomus
watwata (Osteichthyes - Loricariidae), armadillo pintado del lago de Maracaibo,
Venezuela. Centro de aprendizaje agropecuario Don Bosco. Venezuela.
García T. 1981. Contribución al estudio biológico pesquero de la cucha
Chaetostoma fischeri, (Steindachner, 1879). Tesis para obtener el titulo de
Biólogo Marino de la Universidad Jorge Tadeo Lozano.
Grier, HJ. 1975. Spermatogenesis in the teleost Gambusi affinis with particular
reference to the role played by microtubules. Cell Tiss Res. 165:89-102p.
_________. 1976. Sperm development in the teleost Oryzias latipe. Cell Tiss
Res. 168:419-431p.
_________, Lonton Jr, Leantherland Jf, De Vlaming Vl. 1980. Structural
evidence for two different testicular types in teleots fishes. Amer. J. Anat.
159:331-345p.
GRIER 1981
__________. 1993. Comparative organization of Sertoli cells including the
Sertoli cell barrier. In: Russell LD, Griswold MD (eds) The Sertoli cell. Cache
River Press, Clearwater. 704–739p.
_________, Uribe, MC. 2009. The testis and spermatogenesis in teleosts. En:
Barrie, GM (Ed). Reproductive biology and phylogeny of fishes (Agnathas and
bony fishes). 120-142p.
_________, Uribe MD, PAtino R. 2009. The ovary, folliculogenesis and
oogenesis in teleosts.- En: Barrie, GM (Ed). Reproductive biology and
phylogeny of fishes (Agnathas and bony fishes). 25-84p.
Guimarães-Cruz RJ, dos Santos JE y Santos GB. 2005. Gonadal structure and
gametogenesis of loricaria Lentiginosa isbrücker (pisces, teleostei, siluriformes).
Rev. Bras. Zool. 22:556-564p.
36
Guraya S. 1986. The cell and molecular biology of fish. Oogenesis.
Monographs in developmental biology. New York. Vol 28. 82p
Hess RA y França LR. 2007. Spermatogenesis and cycle of the seminiferous
epithelium. In: Cheng CY (ed) Molecular mechanisms in spermatogenesis.
Landes Bioscience. 1–15p.
Harvey, B. y Carolsfeld, J. (1993). Induced Breeding in Tropical Fish Culture,
Ottawa:International Development Research Centre.
Hoet M. 1998. Tratado de Piscicultura. Tercera edición. Ediciones Mundiprensa. Madrid, Barcelona.
Incoder. 2004. Peces ornamentales de Colombia. Archivo en CD.
Inpa. 1999-2000. Boletín estadístico pesquero colombiano. Ministerio de
Agricultura. Instituto Nacional de Pesca y Acuacultura. Bogotá.
Kunz YW. 2004. Developmental biology of teleost fi shes. Springer Edit.
Noruega. 638 p.
Landines MA. 2005. Mecanismos celulares de la reproducción de los peces.
Capitulo I En: Daza, p.; Landines, M. A. y Sanabria, A. (eds). 2005.
Reproducción de peces del trópcio. Incoder y Universidad Nacional de
Colombia. Bogotá.
Lasso CA, Mojica JI, Usma JS, Maldonado-Campo JA, Donacimiento C,
Taphorn DC, Provenzano F, Lasso-Alcalá OM, Galvis G, Vásquez L, Lugo M,
Machado-Allison A, Royero, R, Suárez C, Ortega-Lara, A. 2004. Peces de la
cuenca del Río Orinoco. Parte I. Lista de distribución por subcuencas. Biota
Colombiana 5(2). 95-158p.
Leal MC, Cardoso E, Nóbrega R, Batlouni S, Bogerd J, França L, Shulz R.
2009. Histological and stereological evaluation of Zebrafish (Danio rerio)
spermatogenesis with na emphasis on spermatogonial generations. Biology of
Reproduction. 81:177-187p.
Leino RL, Jensen KM y Ankley GT. 2005. Gonadal histology and characteristic
histopathology associated with endocrine disruption in the adult fathead minnow
(Pimephales promelas). Environmental Toxicology and Pharmacology.19: 8598p.
Loir M, Cauty C, Planquette P y Le Bail P. 1989. Comparative study of the male
reproductive tract in seven families of South-American catfishes. Aquat. Living
Resour., 2:45-56p.
37
Lopes DC, Bazzoli N, Brito MFG y Maria TA. 2004. Male reproductive system in the
South American catfish Conorhynchus conirostris. J. Fish Biol., 64:1419-24, 2004.
Lubzens E, Young G, Bobe J, Cerdá. 2009. Oogenesis in teleosts: How fish
eggs are formed. General and comparative endocrinology. Artículo en prensa.
Mack G, Segner H. 2003. Morphological development of the gonads in
zebrafish. Journal of fish biology. 62:895-906p.
Mananos E, Duncan N y Mylonas C. 2009. Reproduction and control of
ovulation, spermiation and spawning in cultured fish. 3–80. In: Cabrita E,
Robles V y Herraez P. (eds.): Methods in Reproductive Aquaculture: Marine
and Freshwater Species. 549 pp.
Mazzoni R y Caramaschi EP. 1997. Observations on the reproductive biology
of female Hypostomus luetkeni Lacepede 1803. Ecology of Freshwater Fish. 6:
53-56p.
Mazzoldi C, Lorenzi V y Rasotto MB. 2007 Variation of male reproductive
apparatus in relation to fertilization modalities in the catfish families
Auchenipteridae and Callichthyidae (Teleostei: Siluriformes). J. Fish Biol.,
70:243-56p.
Montoya – López A, Tabares CJ, Echeverri A, Arboleda L, Olivera-Angel M.
2006. Descripción anatómica e histological de ls gónadas de Sabaleta (Brycon
henni, Eigenmann 1913). Universidad de Antioquia. Colombia. Revista
Colombiana de Ciencias Pecuarias. 19(2):187-196p.
Nelson JS. 1994. Fishes of the world. 600p.
Palmer EE, Sorensen PW, Adelman IR. 1995. A histological study of seasonal
ovarian development in freshwater drum in the Red Lakes, Minnesota. Journal
of Fish Baiology. 47:199–210p.
Parenti L, Grier, H. 2004. Evolution and phylogeny of gonad morphology in
bony fishes. Integr. Comp. Biol., 44:333–348p.
Polenov AL, Guerbilskii NL. 1975. Regulación hormonal del ciclo sexual en los
peces. Editorial Industrias Alimentarías. Moscú. 180 p.
Ramírez–Gil H, Ajiaco–Martínez RH. 2001. La pesca de especies de interés
comercial en el área de Influecia de Inírida, Guainía. En: Ramírez, G. H y R. E.
Ajiaco. 2001. La pesca en la baja Orinoquia colombiana: una visión integral.
Ministerio de agricultura, Programa Nacional de Transferencia y Tecnología
Agropecuaría, Colciencias e INPA. Editorial Produmedios. Bogotá. 139-154p.
38
Ramos LA y Konrad HG. 1999. Biologia reprodutiva de Hemiancistrus sp.
(Osteichthyes, Loricariidae) do rio Dos Sinos, rs. Boletim do Instituto de Pesca.
São Paulo. 25: 45-50p.
Reis R, Kullander SO, Ferraris F. 2003. Family Loricariidae .318p. Em: Reis, R.
E, S. O. Kullander & C. F. Ferraris Jr. (Eds.). Check List of the Freshwater
Fishes of South and Central America. Porto Alegre, Edipucrs, 729p.
Romagosa E, De Paiva P, Godinho HM, Andrade-Talmelli EF. 2002.
Características morfométricas e crescimento do cachara, Pseudoplatystoma
fasciatum (Linnaeus, 1766), mantido em confinamento. Acta scientarium 25(2):
277–283p.
Rodríguez MS, Miquelanera AM. 2005. A new species of Rineloricaria
(Siluriformes: Loricariidae) from the Paraná and Uruguay River basins,
Misiones, Argentina. Zootaxa 945: 1-15p.
Rüdiger WS, Miura T. 2002. Spermatogenesis and its endocrine regulation.
Fish Fisiology and Biochemistry. Netherlands. Kluwer Academia Publishers. No.
26, 43-56p.
Selman K, Wallace R, Barr V. 1988. Oogenesis in Funulus feteroclitus V. The
relationship of yolk vesicles and corical alveoli. The journal of experimental
zoology. 246:42-56p.
Schulz RW, Miura T. 2002. Spermatogenesis and its endocrine regulation. Fish
Physiology and biochemistry. 26:43-56p.
Schulz RW, França LR, Lareyre JJ. LeGac F, Chiarini.García H, Nobrega RH,
Miura
T.
2009.
Spermatogenesis
in
fish.
General
and
comparative
endocrinology. Artículo en prensa.
Sneed KE y Clemens HP. 1963. The morphology of the testes and accesory
reproductive glands of the catfishes (Ictaluridae). Copeia. 4:606-11.
Suzuki HI, Agostinho AA, Winemiller K. 2000. Relationship between oocyte
morphology and reproductive strategy in Loricariid catfish of the Paraná River.
Brazil. Journal of fish biology 57(3):791-807p
Teugels GG. (1996). Taxonomy, phylogeny and biogeography of catfishes
(Ostariophysi, Siluroidei): an overview. In The Biology and Culture of Catfishes
(Legendre M. & Proteau, J.-P., eds). Aquatic Living Resources 9 (hors se´rie),
9–34.
39
Urbinati E. 2005. Bases fisiológicas de la reproducción en peces tropicales.
En: Daza et al., 2005. Reproducción de peces del trópico. INCODER y
Universidad Nacional de Colombia. 23-43p.
Utoh T, Mikawa N, Okamura A, Yamada Y,Tanaka S, Horie N, Akazawa A y
Oka HP. 2004. Ovarian morphology of the Japanese eel in Mikawa Bay. Journal
of Fish Biology,64: 502-513p
Vazzoler AM. 1996. Biologia da reprodução de peixe teleósteos: Teoria e
práctica. Editorial da Universidade Estudual de Maringá. Marina-Paraná. Brasil.
4-8p.
Veríssimo-Silveira R. 2003. Ciclo reprodutivo e cinética da espermatogênese
do Dourado (Salminus maxillosus, 1849). Unpublished M. Sc. Dissertation,
Universidade Estadual Paulista. Jaboticabal. 60p.
Vicentini CA, Vicentini-Franceschini IB, Benetti EJ, Orsi AM. 2001. Testicular
ultrastructure and morphology of the seminal pathway in Prochilodus scrofa.
Wallace RA y Selman K. 1981. Cellular and dynamic aspects or oocyte growth
in teleosts. American Zoologist. Vol 21(2). 325-343p.
Weltzien FA,Taranger GL, Karlsen O y Norberg B. 2002. Spermatogenesis and
related plasma androgen levels in Atlantic halibut (Hippoglossus hippoglossus
L.). Com. Bio and Phy. 132:567-575p.
Werneke CD, Sabaj MH, Lujan NK, Armbruster J. 2005. Baryancistrus
demantoides and Hemiancistrus subviridis, two new uniquely colored species of
catfishes from Venezuela (Siluriformes: Loricariidae). Neotropical Ichthyology,
3(4):533-542p.
Winemiller Kira. 1989. Patterns of variation in life history among South
American fishes in seasonal environments. Oecologia 81: 225-241p.
40