FRANCISCO RUTILIO DOMINGUEZ ACUA

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE CIENCIAS AGRICOLAS
“ APROVECHAMIENTO DE LAS BACTERIAS (Pseudomona
putida Trv.) COMO PROMOTORES DEL CRECIMIENTO EN
JITOMATE (Lycopersicon esculentum Mill.), BAJO SISTEMA DE
PRODUCCIÓN HIDROPÓNICO “
TRABAJO DE EXPERIENCIA RECEPCIONAL
INGENIERO AGRÓNOMO
PRESENTA
FRANCISCO RUTILIO DOMINGUEZ ACUA
XALAPA, ENRIQUEZ, VER.
Enero 2013
II
AGRADECIMIENTOS
A la Universidad Veracruzana, a través de la Facultad de Ciencias Agrícolas e
Ingeniería en Sistemas de Producción Agropecuaria, por medio de sus maestros,
los cuales colaboraron a lo largo de casi cinco años para mi formación académica.
Muchas gracias.
Al M.C. Alejandro Retureta Aponte
Por las facilidades otorgadas y apoyo brindado durante mis dos años de formación
en la Facultad de Ingeniería en Sistemas de Producción Agropecuaria (FISPA).
Al Dr. Carlos Ávila Bello
Por todo el apoyo y aprendizaje que obtuve en mi estancia en la FISPA.
DE MANERA ESPECIAL
Al Dr. Roberto Gregorio Chiquito Contreras
Por brindarme sus enseñanzas, apoyo, respaldo, amistad, pero sobre todo por
creer en mí y por su ayuda brindada en todo momento….mil gracias Doctor.
Al Dr. Librado Vidal Hernández
Por ser un gran amigo, por su respaldo fraternal, enseñanzas, por confiar en mí y
por que se que en todo momento cuento con usted… le expreso mi mayor gratitud.
A la M.C. Doris G. Castillo Rocha
Por su amistad, enseñanza, apoyo, paciencia, asesoría y revisión de este
proyecto… mil gracias.
Al Lic. Edmundo Macario Álvarez
Por ser un gran amigo, por apoyarme en uno de los momentos más difíciles de mi
vida, por confiar en mí y por que se que cuento con su apoyo en cualquier
momento….. Gracias.
Sein Alarcón Ronquillo
Por ser un gran amigo y apoyo en todo este trabajo de investigación por estar en
los buenos y malos momentos y apoyarme en cada etapa de la
investigación…..gracias amigo.
III
DEDICATORIA
A Dios por ser mi guía en el largo camino de la vida, por darme la Fe, la fortaleza,
la salud, la esperanza y entrega para mirar siempre hacia adelante con paso firme
en ella.
A mi esposa y amiga
Gabriela Olvera Saldaña, a ella especialmente le dedico esta Tesis. Por su
paciencia, por su comprensión, por su empeño, por su fuerza, por su amor, por ser
tal y como es , ……. la amo. Es la persona que más directamente ha sufrido las
consecuencias del trabajo realizado. Realmente ella me llena por dentro para
conseguir un equilibrio que me permita dar el máximo de mí. Nunca le podré estar
suficientemente agradecido. Por estar conmigo en aquellos momentos en que el
estudio y el trabajo ocuparon mi tiempo y esfuerzo son evidencia de su gran amor.
Por ser parte importante en el logro de mis metas profesionales. ¡Gracias!, por
haber sido mi fuente de inspiración en mi deseo de proseguir.
A mí Adorado Hijo
Francisco Manuel Domínguez Olvera. El es lo mejor que nunca me habia pasado, y
ha venido a este mundo para darme el ultimo empujón para terminar el trabajo. Es
sin duda mi referencia para el presente y para el futuro. Quien me prestó el tiempo
que le pertenecía para terminar y me motivó siempre con sus caricias, alegrías,
abrazos y besos cuando más los necesitaba, tus palabras “Te quiero”. Gracias mi
peke por el poco tiempo que tuvimos cuando realizaba mi trabajo de tesis.
A mis padres
Manuel Antonio Domínguez Fermán y Dolores Araminta Acua Domínguez quienes
me enseñaron desde pequeño a luchar para alcanzar mis metas. Mi triunfo es de
ustedes. ¡Los amo! Por fin lo logramos después de tantos tropiezos, adversidades,
fracasos, tristezas siempre estuvieron de una u otra forma apoyándome me siento
orgullo de ser su hijo.
A mis suegros
Don Francisco Gabriel Olvera Bello, María Eugenia Saldaña quien a pesar de no
ser parte de su familia siempre me motivaron a seguir adelante, por el apoyo en
todos las formas en que se puede ayudar por los buenos consejos y las llamadas
de atención.
IV
CONTENIDO
AGRADECIMIENTOS…..……………………………………………………………. III
DEDICATORIAS…………..………………………………………………………..... IV
ÍNDICE DE CUADROS……………………………………………………………..…IX
ÍNDICE DE FIGURAS……………………………………………………………….... X
RESUMEN………………………………………………………………………..………....1
I. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………..…….… 2
1.1. Objetivo general…………………………………………………………..…….….. 4
1.2. Objetivos específicos…………………………………………………….…….…. 4
1.3. Hipótesis………………………………………………………………….…….….. 4
II. REVISIÓN DE LITERATURA………………………………………….………….……5
2.1. Aspectos generales del cultivo de jitomate…………………………….….……..5
2.1.1. Importancia económica…………………………………………………..……...5
2.1.2. Principales países productores de jitomate…………………………..……… 6
2.1.3. Principales estados productores de jitomate………………….………..……..7
2.2. Descripción botánica……………………………………………………..…………8
2.2.1. Sistema radicular………………………………………………………..……….8
2.2.2. Tallo………………………………………………………………………..………9
2.2.3. Estructura floral…………………………………………………………….. ….10
2.2.4. Semilla……………………………………………………………………………11
2.2.5. Fruto…………………………………………………………………………..….11
2.3. Requerimientos edafoclimáticos…………………………………………….........11
2.3.1. Requerimientos climáticos……………………………………………………..11
2.3.2. Requerimientos edáficos……………………………………………………….12
2.4. Calidad de semillas…………………………………………………………………12
V
2.5. Antecedentes de la técnica de cultivo hidroponía………………………………13
2.5.1. Cultivo en hidroponía…………………………………………………………...13
2.5.2. Ventajas del cultivo hidropónico……………………………………………….13
2.5.3. Desventajas del cultivo hidropónico…………………………………………...14
2.5.4. Sistemas hidropónicos………………………………………………………….14
2.5.4.1. Sistema recirculante (NFT)…………………………………………………14
2.5.4.2. Sistema raíz flotante…………………………………………………………14
2.5.4.3. Sistema con uso de sustratos………………………………………………14
2.6. Uso de microorganismos en la agricultura………………………………………15
2.6.1. Interacciones entre bacterias y otros microorganismos del suelo…………15
2.6.2. Bacterias PGPR promotoras de crecimiento de plantas……………………17
2.6.3. Los exudados de la raíz………………………………………………………..17
2.6.4. Factores que influyen sobre los exudados de la raíz y presencia de los
microorganismos en el suelo…………………………………………………………….18
2.6.5. Resistencia sistémica inducida por PGPR………………………………….. 20
2.6.6. Morfología bacteriana…………………………………………………………..20
2.6.7. Colonización de la rizósfera……………………………………………………21
2.6.8. Producción de sustancias promotoras del crecimiento……………………..21
2.6.9. Géneros importantes de rizobacterias promotoras del crecimiento……….22
2.6.10. Características del género Pseudomonas………………………………….22
III. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………………………...23
3.1. Ubicación del área de trabajo……………………………………………………..23
3.1.1. Características físicas del invernadero……………………………………….23
3.1.2. Material genético………………………………………………………………..24
3.2. Etapa de laboratorio……………………………………………………………….24
3.2.1. Obtención y propagación de cepas rizobacterianas PGPR………………..25
3.2.2. Método de desinfección de semillas de jitomate…………………………….26
VI
3.2.3. Encapsulado de semillas con las cepas rizobacteriana P. putida .……….27
3.2.4. Germinación de semillas en cajas Petri………………………………….…..28
3.3. Etapa de invernadero………………………………………………………….…..29
3.3.1. Trasplante de semillas germinadas de jitomate en charolas de unicel …..29
3.3.2. Contenedores y sustratos……………………………………………………..30
3.3.3. Trasplante de plántulas de jitomate…………………………………………..31
3.4. Diseño experimental y análisis estadístico………………………………………33
3.5. Manejo y cuidados efectuados en el cultivo de jitomate……………………….35
3.5.1. Establecimiento del tutorado para guiar el crecimiento de la planta………35
3.5.2. Control de enfermedades y plagas……………………………………………36
3.5.3. Podas de brotes auxiliares de las plantas de jitomate ..……………………37
3.5.4. Formula dé fertilización química aplicada a plantas de jitomate ………….37
3.6. Cosecha……………………………………………………………………………..37
3.7. Cuantificación de variables de estudio…………………………………………...38
3.7.1. Porcentaje de germinación…………………………………………………….38
3.7.2. Porcentaje de nacencia………………………………………………………...39
3.7.3. Longitud de planta………………………………………………………………39
3.7.4. Diámetro de tallo………………………………………………………………..40
3.7.5. Peso fresco del tallo, follaje y raíz………………………………………........40
3.7.6. Peso fresco de la planta………………………………………………………..41
3.7.7. Peso seco del tallo, follaje y raíz………………………………………………41
3.7.8. Peso seco de la planta…………………………………………………………41
3.7.9. Longitud radical ..………………………………………………………………42
3.7.10. Volumen radical .……………………………………………………………..42
3.7.11. Peso del fruto ..…………………………………………………………........43
3.7.12. Diámetro del fruto ….…………………………………………………………43
VII
3.7.13. Rendimiento total de frutos .…………………………………………………44
3.7.14. Grados Brix ……………………………………………………………………44
3.8. Determinación de las Unidades Formadoras de Colonias (UFC) ..…………..45
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES………………………………………………….47
4.1. Respuesta de las plantas de jitomate a la inoculación con rizobacterias
Pseuodomonas putida……………………………………………………………………47
4.1.1. Porcentaje de germinación…………………………………………………….47
4.1.2. Porcentaje de nacencia………………………………………………………...47
4.1.3. Altura de plantas de jitomate…………………………………………………..48
4.1.4. Diámetro de tallo de plantas de jitomate……………………………………..49
4.1.5. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de jitomate………………………..50
4.1.6. Peso fresco de raíz de plantas de jitomate…………………………………..52
4.1.7. Peso fresco de planta…………………………………………………………..53
4.1.8. Peso seco de tallo y follaje de plantas de jitomate………………………….54
4.1.9. Peso seco de raíz de plantas de jitomate……………………………………55
4.1.10. Peso seco de planta…………………………………………………………..56
4.1.11. Cuantificación de diámetro de fruto…………………………………………57
4.1.12. Longitud radical de la planta de jitomate……………………………………58
4.1.13. Volumen de raíz……………………………………………………………….59
4.1.14. Contenido de grados Brix en fruto de jitomate……………………………..60
4.1.15. Cuantificación de rendimiento total en fruto de jitomate por tratamiento..61
4.1.16. Cuantificación de Unidades Formadoras de Colonia (UFC)…………….. 62
V. CONCLUSIONES……………………………………………………………………..64
VI. RECOMENDACIONES………………………………………………………………66
VII. LITERATURA CITADA………………………………………………………………67
7.1 Páginas web………………………………………………………………………. 72
VIII
ÍNDICE DE CUADROS
Página
Cuadro 1. Factores de crecimiento identificados en los exudados de radicales de
diferentes plantas………………………………………………………………………….18
Cuadro 2.
Categorías morfológicas de bacterias del suelo………………………..21
Cuadro 3. Reactivos químicos empleados para la elaboración de medio de cultivo
B – King…………………………………………………………………………………….26
Cuadro 4.
Tratamientos evaluados con su respectiva clave………………………35
Cuadro 5.
Composición química aplicada en la solución nutritiva al cultivo de
jitomate……………………………………………………………………………………37
IX
ÍNDICE DE FIGURAS
Página
Figura 1. Principales países productores de jitomate…………………………………6
Figura 2. Principales estados productores de jitomate………………………………..7
Figura 3. Planta de jitomate…………………………………………………………….8
Figura 4. Sistema radical de una planta de jitomate………………………………….9
Figura 5. Tallo de la planta de jitomate…………………………………………….....10
Figura 6. Estructura floral de la planta de jitomate…………………………………..10
Figura 7. Frutos de jitomate…………………………………………………………….11
Figura 8. Efecto rizosférico: interacción benéfica o dañina entre microorganismos
del suelo y las plantas…………………………………………………………………….16
Figura 9. Tipos de interacción que se pueden presentar entre los microorganismos
del suelo y las plantas…………………………………………………………………...19
Figura 10. Ubicación geográfica del área de invernaderos pertenecientes a la
Facultad de Ciencias Agrícolas, Campus Xalapa, sitio donde se realizó el trabajo de
investigación……………………………………………………………………………...23
Figura 11.
Invernadero tipo túnel utilizado para realizar el trabajo de tesis………24
Figura 12.
Presentación comercial de la semilla hibrido HMX 0851………………24
Figura 13.
Propagación de las cepas PGPR………………………………………...25
Figura 14.
Propagación de las cepas en el medio B – King……………………….25
Figura 15.
Colocación de las cepas en la estufa bacteriológica…………………..25
Figura 16.
Cepas colocadas en la estufa bacteriológica a 28ºC…………………..25
Figura 17.
Caldo bacteriano, cepas FCA-8, FCA-56, FCA-60 PGPR……………26
Figura 18. Calibración con el espectrofotómetro a 10 9 células por mL. de las
cepas…………………………………………………………………………………….26
Figura 19. Solución A (Agua destilada, Etanol al 30%)……………………………27
Figura 20. Solución B (Agua destilada, Cloro, Tween al 30%)……………………27
Figura 21. Encapsulado de semilla con alginato de sodio…………………………28
Figura 22. Encapsulado de semillas por tratamiento………………………….......28
X
Figura 23. Calibración del peso de los tubos antes de meterlo a centrifugar…...28
Figura 24. Aparato de centrifugación……………………………………………….28
Figura 25. Colocación de las semillas………………………………………….……29
Figura 26.
Semillas por tratamiento en cajas petri…………………………………29
Figura 27.
Esterilización del sustrato en la autoclave…………………………….29
Figura 28.
Sustrato esterilizado……………………………………………………..29
Figura 29.
Semillas germinadas de jitomate……………………………………….30
Figura 30.
Charola germinadora de semillas………………………………………30
Figura 31.
Fungicida comercial……………………………………………………..31
Figura 32.
Desinfección del sustrato……………………………………………….31
Figura 33.
Sustrato de tepetzil en bolsa…………………………………………….31
Figura 34.
Contenedores para el trasplante……………………………………..…31
Figura 35.
Plántulas de jitomate………………………………………………….…32
Figura 36.
Sustrato húmedo…………………………………………………………32
Figura 37.
Planta de jitomate trasplantada…………………………………………32
Figura 38.
Distribución de los tratamientos en bloques al azar…………………..33
Figura 39.
Establecimiento de tutorado…………………………………………….36
Figura 40.
Colocación de tutorado a la planta de jitomate………………………..36
Figura 41.
Colocación de trampa amarillas……………………………………..…36
Figura 42.
Plantas de jitomate podadas en etapa de fructificación……………...37
Figura 43. Cosechas de frutos de jitomate durante el desarrollo del experimento..38
Figura 44. Cuantificación de la variable germinación de semillas de jitomate…….38
Figura 45. Cuantificación de la variable nacencia de plántulas de jitomate……….39
Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un flexómetro..39
Figura 47. Cuantificación de la variable diámetro de tallo mediante un vernier
digital………………………………………………………………………………………40
XI
Figura 48. Cuantificación de peso fresco de tallo, follaje y raíz por medio de una
balanza granataria monoplato de tres brazos…………………………………….……40
Figura 49. Cuantificación de peso seco de tallo, follaje y raíz mediante una balanza
granataria monoplato de tres brazos……………………………………………….….41
Figura 50. Cuantificación de la longitud de raíz, mediante la cinta
métrica……………………………………………………………………………………42
Figura 51. Cuantificación de volumen radical…………………………………………42
Figura 52. Cuantificación de peso fresco del fruto mediante una balanza digital
……………………………………………………………………………………………43
Figura 53. Cuantificación de diámetro del fruto mediante un vernier digital………..43
Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos……………………………..44
Figura 55. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro……………..44
Figura 56. Cantidad de colonias formadas por tratamiento en caja petri…………..45
Figura 57. Cuantificación de la variable UFC mediante el contador de
colonias…………………………………………………………………………………..46
Figura
58.
Determinación de altura de planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida…………………………………………………………………..49
Figura
59.
Determinación de diámetro de plantas de jitomate biofertilizadas
con rizobacterias P. putida……………………………………………………………..50
Figura
60. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de jitomate biofertilizadas
con rizobacterias P. putida………………………………………………………………51
Figura
61. Peso fresco de raíz de la planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida…………………………………………………………………..53
Figura
62. Determinación de peso fresco de planta de jitomate biofertilizadas
con rizobacterias P. putida………………………………………………………………54
Figura
63. Peso seco de tallo y follaje de plantas de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida……………………………………………………………………55
Figura
64. Peso seco de raíz de la planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacteria P. putida………………………………………………………………….…56
Figura
65. Peso seco de planta de jitomate biofertilizadas con rizobacterias P.
putida……………………………………………………………………………………..57
XII
Figura 66. Diámetro de fruto de la planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida………………………………………………………………..…58
Figura 67. Longitud radical de la planta de jitomate biofertilizadas con rizobacterias
P. putida………………………………………………………………………………….59
Figura 68.Volumen radical de la planta de jitomate biofertilizadas con rizobacterias
P. putida………………………………………………………………………………….60
Figura 69. Concentración de azúcares en fruto de jitomate obtenido de las plantas
biofertilizadas con rizobacterias P. putida……………………………………………..61
Figura 70. Rendimiento total de fruto de la planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida…………………………………………………………………..62
Figura 71. UFC 10-7 de plantas de jitomate biofertilizadas con rizobacterias P.
putida……………………………………………………………………………………..63
XIII
Aprovechamiento de las bacterias (Pseudomonas putida Trv.) como
promotores del crecimiento en jitomate (Lycopersicon esculentum Mill.), Bajo
sistema de producción hidropónico.
RESUMEN
Son tan evidentes los daños que el hombre ha tenido sobre la naturaleza en
general, y los recursos naturales en particular, que en los últimos años la búsqueda
de alternativas socioeconómica y ecológicamente viables encaminadas hacia el
desarrollo sostenido de nuestros sistemas de producción agrícola, pecuaria y
forestal se han intensificado, y es precisamente aquí donde la biofertilización y el
uso de hongos, bacterias y algas han llegado a ocupar un sitio privilegiado, al ser
incorporados en nuestros agroecosistemas pueden llegar aumentar notablemente
la fertilidad de los suelos y, por ende, contribuir al incremento sustancial de sus
rendimientos. El presente estudio se realizo en dos fases: la primera en el
Laboratorio de Química de la Facultad de Ciencias Agrícolas, Campus Xalapa de la
Universidad Veracruzana y la segunda en el invernadero I de la misma facultad. Se
evaluó el efecto de la inoculación con rizobacterias promotoras del crecimiento
(PGPR) y su forma de aplicación (encapsulado de semillas) en plantas de jitomate
(Lycopersicon esculentum Miller) en la etapa de semillero, así como el vigor y
rendimiento de las plantas. Las rizobacterias utilizadas fueron Pseudomonas putida
(cepa FCA – 8, FCA – 56, FCA – 60). Para este trabajo el diseño experimental fue
bloques al azar 10 X 5, siendo la unidad experimental de 250 plantas distribuidas
en 6 camas ordenadas en 5 bloques. La dosis de fertilización que se manejo en los
10 tratamientos es del 75% de la solución nutritiva. La biofertilización de las
plántulas incremento la potencialidad de producción en el cultivo, así como la
disponibilidad y absorción de nutrimentos como el nitrógeno, fosforo y potasio
además de servir como agentes de biocontrol de microorganismos fitopatógenos y
producir hormonas vegetales en la rizósfera, lo cual promovió el crecimiento de las
plantas. Se incremento significativamente el porcentaje y la uniformidad de la
germinación y emergencia, crecimiento vegetativo, reducción del ciclo agrícola,
incremento de la producción así como resistencia a organismos patógenos. Los
resultados demuestran que la cepa con mayor efecto sobre el crecimiento de las
plantas de jitomate fue P. putida (cepa FCA– 56b), así como en las variables:
diámetro de fruto, contenido de azucares (grados Brix), longitud de raíz; mientras
que la combinación de las 3 cepas FCA – Mix (liquido bacteriano) obtuvo el mejor
resultado en las variables: Rendimiento, Peso fresco del tallo y volumen de raíz.
Con los resultados obtenidos se concluye que la respuesta de las plántulas de
jitomate a la inoculación con rizobacterias es positiva.
Palabras clave: Encapsulado, inoculación, rizobacterias, rendimiento, vigor.
1
I. INTRODUCCIÓN
El sistema de producción de jitomate (Lycopersicon esculentum Mill.) bajo
condiciones de invernadero en México es relativamente nuevo, generando un
impacto importante en los últimos años, por su incremento, superficie cultivada,
productividad, rentabilidad y calidad del producto. El rendimiento promedio obtenido
bajo este sistema es entre 5 a 8 kg/planta, superando tres veces el que se obtiene
a campo abierto que esta entre 1.5 y 2kg/planta (Jaramillo et al., 2006). En México
la producción de tomate en 2008, fue de 2.3 millones de toneladas (SIACON,
2008).
Se reporta una gran diversidad de especies hortícolas de suma importancia para la
alimentación de la población mundial, de las cuales dos de ellas son consideradas
que contribuyen el 50% de la producción mundial: la papa y el jitomate. Esto revela
la importancia del jitomate no solo en el comercio, sino también en el sistema
alimentario mundial (Ponce, 2003).
En México, Sinaloa es el principal estado productor de jitomate (Lycopersicon
esculentum, Mill.). Con respecto a Veracruz los municipios con mayor producción
de jitomate son Actopan, Emiliano Zapata, Alto Lucero, Puente Nacional, Paso de
Ovejas (SIAP, 2010).
México ocupa el décimo segundo lugar mundial como país productor de jitomate,
con una producción de 2.26 millones de toneladas. El 70% de la producción se
concentra en los estados de Sinaloa (35%), Baja California (9%), Michoacán (8%)
San Luis Potosí (6%) Jalisco (5%) y, logrando ocupar el tercer lugar a nivel mundial
como país exportador, con volúmenes cercanos a las 600 mil toneladas anuales.
Estas representan el 10% de su producción, con destino al mercado vecino: los
Estados Unidos de América y el resto es consumido por los mexicanos, quienes lo
tienen integrado en su dieta alimentaria en forma abundante (FAO, 2008).
De acuerdo con la Asociación Mexicana de Horticultura protegida, A. C., (AMHPAC,
2010) la agricultura protegida en México es una de las actividades dentro del sector
agropecuario más dinámicas, con un crecimiento anual de 15%, para el 2010 se
reportaron 15 300 ha, distribuidas en 24 estados del país. El rendimiento es
variable dependiendo del nivel tecnológico, en el nivel bajo se produce
2
aproximadamente 120 t ha-1, en el intermedio de 200 a 250 t ha -1, y en el de
tecnología alta llega a obtener hasta 600 t ha -1 (SAGARPA, 2008).
La profundidad es un factor crítico que determina la tasa de emergencia. Si la
siembra de la semilla se hace demasiado superficial, pueden quedar en la capa
superior que se seca con rapidez, si es demasiado profunda se retrasa la
emergencia de las plántulas, la profundidad de la siembra varia con la clase y
tamaño de las semillas. Cuando es necesario la exposición a la luz las semillas se
deben de sembrar a poca profundidad (Hartmann y Kester, 2001).
Una estrategia para incrementar la potencialidad de producción en cultivos tan
importantes como el jitomate es mediante la utilización de cepas bacterianas,
específicamente las rizobacterias promotoras de crecimiento en plantas (PGPR).
Actualmente se han desarrollado diversas técnicas biológicas muy prometedoras
que
incluyen
la
aplicación
de
sustancias
como
aceites
esenciales
y
microorganismos antagonistas que se perfilan como alternativas a los fungicidas
(Wang et al., 2008).
Algunas bacterias como las metilotroficas o Methylobacterium sp. son de
importancia por su propiedad de regeneración de tejido, síntesis de fitohormonas y
vitaminas, así como el estimulo de germinación de semillas y más recientemente se
ha reportado su capacidad para inducir, proporcionar efectos de respuestas
defensivas en plantas contra fitopatógenos (Madhaiyan et al, 2004).
La aplicación de las PGPR, en una especie hortícola de importancia económica
como lo es el jitomate (Lycopersicon esculentum Miller), donde la semilla tiene un
alto valor comercial, puede llegar a incrementar significativamente su porcentaje de
germinación, vigor, densidad de follaje y tamaño, lo cual pudiere conferir a la
plántula mayores probabilidades de resistir el trasplante y, por ende, disminuir las
pérdidas financieras tan costosas que ésta labor agrícola conlleva. Con base a lo
anterior, en el presente trabajo se evaluó la respuesta de plantas de jitomate a la
inoculación con rizobacterias de la especie Pseudomonas putida mantenidas en un
sistema de producción hidropónica.
El desarrollo de la hidroponía dio inicio desde el momento en que se llevaron a
cabo los primeros estudios en fisiología vegetal y específicamente de la nutrición
3
vegetal (Alcantar y Trejo, 2007). La producción comercial de cultivos hidropónicos
tiene aproximadamente 70 años de haberse iniciado, anteriormente se consideraba
como un complemento y en ciertos casos como un sustituto de los métodos
tradicionales de cultivo, debido a que se puede realizar en todas aquellas partes en
donde el suelo no es fértil o cuyo acondicionamiento resulta costoso, además se
puede realizar en cualquier condiciones de clima (Zarate, 2005).
1.1. Objetivo general
Determinación del potencial agronómico de la biofertilización de plantas de jitomate
con tres cepas rizobacterianas de Pseudomonas putida, bajo un sistema de
producción hidropónica en invernadero
1.2. Objetivos específicos
Evaluar la capacidad germinativa de semillas de jitomate bioacondicionadas
mediante el encapsulamiento con las cepas rizobacterianas FCA-8, FCA-56, FCA60
Cuantificar el crecimiento y rendimiento de fruto de plantas de jitomate
biofertilizadas con las cepas rizobacterianas FCA-8, FCA-56, FCA-60
1.3. Hipótesis
La biofertilización de plantas de jitomate con rizobacterias de la especie
Pseudomonas putida mediante la técnica de encapsulado de semilla promoverán la
germinación, crecimiento y producción de fruto, bajo un sistema hidropónico en
condiciones controladas.
4
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Aspectos generales del cultivo jitomate
2.1.1. Importancia económica
La superficie de cultivo en invernadero, ha experimentado un crecimiento
exponencial en los últimos años lo que ha permitido alcanzar mayores
rendimientos, en épocas y condiciones que difícilmente se lograrían a campo
abierto (García, et al., 2010).En México, desde 1976 al 2004, ha tenido un aumento
considerable en superficie bajo invernadero (Urrutia, 2003). A finales del 2003 la
superficie con estructuras de protección rondaba las 1500 hectáreas y de estas en
torno al 70% se cultivaban con tomate con diferentes tipos.
La cosecha y comercialización de jitomate son actividades que generan 72 mil
empleos directos y aproximadamente 10.7 millones de empleos indirectos
(SAGARPA, 2010). La producción mundial en el 2010 fue de 124, 548, 597
toneladas, concentrándose en cuatro países: China (33.63%), Estados Unidos
(10.36%), India (9.62%) y Turquía (8.07%), México ocupo el lugar número 10 con
una producción correspondiente al 2.41% del volumen total mundial. La superficie
cosechada en el mundo ha tenido modificaciones, en este sentido, China ha
incrementado su producción y superficie plantada; por el contrario, México ha
incrementado los rendimientos y disminuido la superficie cosechada (FAOSTAT,
2011).
A nivel nacional, es el principal producto hortícola de exportación ya que representa
el 37% del valor total de las exportaciones de legumbres y hortalizas y el 16% del
valor total de las exportaciones agropecuarias, sólo superada por el ganado
vacuno. Para el 2008, según datos preliminares, la producción nacional de jitomate
fue de 2.3 millones de toneladas, lo que represento un decremento del 4.1%
respecto al año anterior, y un 11.2% con respecto a 2006. En el periodo
comprendido entre 2002 y 2008, la producción presentó una Tasa Mundial Anual de
Crecimiento (TMAC) del 2.6%. para 2009 se estimó un crecimiento de 2.7% en la
producción, ubicándola en 2.4 millones de toneladas (Sectorial, 2009).
5
El jitomate es una de las principales hortalizas cultivadas en el mundo, además de
ser una de las de mayor valor económico; su demanda crece constantemente y con
ella la producción del mismo, así como su comercio (FAO, 2007).
2.1.2. Principales países productores de jitomate
El jitomate se cultiva en diversos países, no obstante más del 50% de la producción
se concentra en cinco países: China (26.7%), Estados Unidos (9.1%), Turquía
(7.9%), India (6.8) y Egipto (6%). Como se muestra en la figura 1.
Figura 1. Principales Países Productores de jitomate (Financiera
Rural, datos del SIAP 2009).
En la República Mexicana la producción de jitomate en 2008, según datos
preliminares fue de 2.3 millones de toneladas, lo que representó un decremento del
(-) 4.1% respecto al año anterior, y un 11.2% con respecto a 2006. En el periodo
comprendido entre 2002 y 2008, la producción presenta una Tasa Media Anual de
Crecimiento (TMAC) del 2.6%. Para 2009 se estimo un crecimiento de 2.7% en la
producción, ubicándola en 2.4 millones de toneladas. Si bien existe producción de
jitomate rojo en todas las entidades del país, seis son las que concentran más del
69% de la producción nacional como se observa en la (Financiera Rural, datos del
SIAP 2009).
6
2.1.3. Principales estados productores de jitomate
Si bien existe producción de jitomate en todas las entidades del país, seis son las
que concentran más del 69% de la producción nacional. Sinaloa (36.6%), Baja
California (8.9%), Michoacán (7.6%), San Luis Potosí (5.9%), Jalisco (5.3%), Baja
California Sur (4.8%), resto del país (30.9%). Como se muestra en la figura 2.
Figura 2. Principales Estados Productores de Jitomate (Financiera Rural, datos del
SIAP 2009).
El estado de Sinaloa es el principal productor a nivel nacional, en 2008 se estima
que produjo 852.7 mil toneladas, lo que representa el 36.6% de la producción
nacional. Durante el periodo 2000-2008 la producción presentó una tendencia
creciente ubicando así la TMAC en 4.5% (Financiera Rural, datos del SIAP 2009).
Baja California como segundo estado productor de jitomate, entre el año 2002 y
2008 registró una TMAC de 0.9%. Al cierre de 2008, se estima que la producción
total fue de 206.2 mil toneladas, 5.0% superior a la producción registrada en el
2007 (Financiera Rural, datos del SIAP 2009).
Michoacán, en 2008 se estima que produjo 175.7 mil toneladas, lo que representa
una caída del 21.9% respecto al año anterior. La TMAC en el periodo 2002-2009 se
ubicó en - 5.5% reflejo de una tendencia a la baja en la producción (Financiera
Rural, datos del SIAP 2009).
Al igual que en otros estados productores, en Veracruz el cultivo del jitomate
constituye una gran importancia económica ya que es una fuente de empleo en las
7
zonas donde se cultiva. Se estima que para la producción de 75,000 hectáreas de
tomate se necesitan 172,000 trabajadores lo que ha originado un fuerte movimiento
de personas originarias del estado de Veracruz. Los principales municipios
productores de jitomate en Veracruz son: Emiliano Zapata, Actopan, Puente
Nacional, Alto Lucero, San Andrés Tuxtla, Juan Rodríguez Clara, Isla, Paso de
Ovejas, Manuel Fabio Altamirano, Ursulo Galván y otros (SIAP, 2009).
2.2. Descripción botánica
La planta de jitomate es perenne de porte arbustivo que se cultiva como anual.
Puede desarrollarse de forma rastrera, semierecta o erecta, como se muestra en la
figura 3. Existen variedades de crecimiento limitado (determinadas) y otras de
crecimiento ilimitado (indeterminadas).1
Figura 3. Planta de jitomate (Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012)
2.2.1. Sistema radicular
El sistema radical del jitomate consta de una raíz principal típica de origen seminal
y numerosas raíces secundarias y terciarias. La raíz principal o pivotante puede
alcanzar hasta 60 cm de profundidad.
1
www.bolsamza.com.ar/mercados/horticola/tomatetriturado/ficha.pdf. (Página
consultada el día 08 de agosto del 2012).
8
Sin embargo, cuando la planta se propaga mediante trasplante, como sucede
generalmente, su crecimiento se ve parcialmente detenido, en consecuencia se
favorece el crecimiento de raíces secundarias laterales, las cuales se desenvuelven
entre los 5 y 70 cm de la capa del suelo, adventicias como se muestra en la figura
4. Generalmente la parte basal del tallo en condiciones adecuadas de humedad y
textura del suelo, tiende a formar raíces (Gaspar, 2008).
Figura 4. Sistema radical de una planta de jitomate (Fotografía
tomada por Domínguez, F., 2012).
2.2.2. Tallo
Representa el eje sobre el cual se desarrollan hojas, flores y frutos; el diámetro
oscila de 2 a 4 cm y el porte puede ser de crecimiento determinado (tallo que al
alcanzar un determinado número de ramilletes detiene su crecimiento) e
indeterminado (tallo que no detiene su crecimiento). Los tallos son pubescentes en
toda su superficie. En las axilas de las hojas del tallo principal surgen los tallos
secundarios que son eliminados mediante poda para una buena conformación de la
planta, como se muestra en la figura 5. El desbroté debe ser oportuno, sobre todo
el brote inmediato inferior al racimo, el cual surge con gran vigor (Gaspar, 2008).
9
Figura 5. Tallo de la planta de jitomate (Fotografía tomada por Domínguez, F.,
2012)
2.2.3. Estructura floral
El jitomate es una planta hermafrodita que presenta flores bisexuales en forma de
racimo simple, en la base de la planta o ramificado en la parte superior. Las flores
son pequeñas, pedunculadas de color amarillo, formando corimbos axilares; el cáliz
tiene cinco pétalos, corola soldada interiormente, con cinco pétalos que conforman
un tubo pequeño, los cinco estambres están soldados, el estilo a veces sobresale
de los estambres, el ovario contiene muchos óvulos. El número de flores depende
del tipo de jitomate, como se muestra en la figura. En el jitomate de grueso calibre
el ramillete tiene de 4-6 flores; en jitomates de calibre mediano aumenta de 10-12
flores por ramilletes y en jitomates tipo cereza o cherry no es extraño que se
desarrollen hasta 100 flores por racimo (Gaspar, 2008).
Figura 6. Estructura floral de la planta de jitomate (Fotografía tomada por
Domínguez, F., 2012)
10
2.2.4. Semilla
La semilla es de forma lenticular, con dimensiones aproximadas de 5 x 4 x 2 mm y
está constituida por embrión, endospermo y testa o cubierta seminal. El embrión lo
forma una yema apical, dos cotiledones, hipócotilo y radícula. La testa o cubierta
seminal es de un tejido duro e impermeable (Gaspar, 2008).
2.2.5. Fruto
Los frutos son bayas carnosas con formas lisas, asurcadas y aperado e intensidad
de coloración rojiza, con cavidades o lóbulos internos variables, en donde se
desarrollan las semillas de forma reniforme y aplanada (Gaspar, 2008).
El fruto puede ser bilocular o plurilocular que puede alcanzar un peso que oscila
entre unos pocos gramos hasta 600 gramos, como se muestra en la figura 7. Está
constituido por el pericarpio, tejido placentario y semillas. El fruto puede
recolectarse separándolo por la zona de abscisión del pedicelo (Figura 7), como
ocurre en las variedades industriales, en las que es indeseable la presencia de
parte del peciolo o bien puede separarse por la zona peduncular de unión entre el
fruto y la planta (González, 2004).
Figura 7. Frutos de jitomate (Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
2.3. Requerimientos edafoclimáticos
2.3.1. Requerimientos climáticos
El jitomate es un fruto que puede alcanzar un peso entre unos pocos miligramos y
600 gramos. La temperatura óptima de desarrollo oscila entre 20 y 30 ºC durante el
11
dia y entre 1 y 17 ºC durante la noche; temperaturas superiores a los 30 y 35 ºC
afectan la fructificación, por mal desarrollo de óvulos y al desarrollo de la planta en
general y el sistema radicular en particular (SAGARPA, 2010). Temperaturas
inferiores entre 12 – 15 ºC también originan problemas en el desarrollo de la planta.
A temperaturas superiores a 25 ºC e inferiores a 12 ºC la fecundación es
defectuosa o nula. La maduración del fruto esta muy influida por la temperatura en
lo referente tanto a la precocidad como a la coloración, de forma que valores
cercanos a los 10 ºC así como superiores a los 30 ºC originan tonalidades
amarillentas (Corpeño, 2004). La humedad relativa óptima oscila entre un 60% y un
80%. Humedades relativas muy elevadas favorecen el desarrollo de enfermedades
aéreas y el agrietamiento del fruto y dificultan la fecundación, debido a que el polen
se compacta, abortando parte de las flores. El rajado del fruto igualmente puede
tener su origen en un exceso de humedad edáfica o riego abundante tras un
período de estrés hídrico. También una humedad relativa baja dificulta la fijación del
polen al estigma de la flor. Valores reducidos de luminosidad pueden incidir de
forma negativa sobre los procesos de la floración, fecundación así como el
desarrollo vegetativo de la planta. En los momentos críticos durante el período
vegetativo resulta crucial la interrelación existente entre la temperatura diurna y
nocturna y la luminosidad (Muñoz, 2003).
2.3.2. Requerimientos edáficos
En cuanto a suelos la planta de jitomate no es muy exigente excepto a lo que se
refiere al drenaje, aunque se desarrolla también en suelos de textura silíceo arcillosa y ricos en materia orgánica. No obstante se desarrolla perfectamente en
suelos arcillosos enarenados. En cuanto a pH, los suelos pueden ser ligeramente
ácidos hasta ligeramente alcalinos cuando están enarenados. Las especies
cultivadas en invernadero son las que mejor toleran las condiciones de salinidad
tanto del suelo como del agua de riego (Everhart, 2003).
2.4. Calidad de semillas
La viabilidad puede expresarse como el porcentaje de germinación, que indica el
número de plantas producido por un número de semillas. Son características
adicionales de alta calidad de germinación rápida, el crecimiento vigoroso de las
12
plántulas y un aspecto normal de ella. El vigor de las semillas y de las plántulas son
atributos importantes de calidad, la tasa de germinación y el vigor reducido con
frecuencia están asociados (Hartmann y Kester, 2001).
2.5. Antecedentes de la técnica de cultivo hidroponía
El cultivo hidropónico es anterior al cultivo en tierra, pero como herramienta de
cultivo, muchos creen que empezó en la antigua Babilonia, en los Jardines
Colgantes que se listan como un de las Siete Maravillas del Mundo Antiguo, en lo
que probablemente fuera uno de los primeros intentos exitosos de cultivar plantas
hidropónicamente. Los cultivos hidropónicos pueden ser definidos como la técnica
de crecimiento de las plantas sin usar suelo, aunque se pueden utilizar materiales
inertes como la grava, arena, turba, vermiculita, entre otros, a los cuales se le
adiciona una solución nutritiva que contiene todos los elementos esenciales por la
planta para su normal crecimiento y desarrollo, aunque por definición, el verdadero
cultivo hidropónico seria solamente en solución (Resh, 2006).
2.5.1. Cultivo en hidroponía
La palabra Hidroponía se deriva del griego Hydro (agua) y Ponos (trabajo) lo cual
significa “trabajo en agua”. La hidroponía es una técnica que permite cultivar y
producir planta sin emplear suelo o tierra. Con la técnica de cultivo sin suelo se
obtienen hortalizas de excelente calidad y sanidad, y se asegura un uso más
eficiente del agua y fertilizantes (Rodríguez et al., 2004).
2.5.2. Ventajas del cultivo hidropónico
1. Permite aprovechar suelos o terrenos no adecuados para la agricultura
tradicional.
2. No contamina el medio ambiente.
3. Menor consumo de agua y fertilizantes. La técnica es muy apropiada en zonas
donde hay escasez de agua.
4. Crecimiento más rápido y vigoroso de las plantas debido a que en un sistema
hidropónico el agua y los nutrientes están más disponibles.
5. La producción es intensiva, lo que permite tener mayor número de cosechas por
año (Rodríguez et al., 2004).
13
2.5.3. Desventajas del cultivo hidropónico
1. El desconocimiento del manejo agronómico puede reducir significativamente los
rendimientos.
2. El desconocimiento del sistema hidropónico apropiado para producir un
determinado cultivo.
3. La falta de constancia y dedicación en los labores culturales pueden provocar
una fuerte pérdida de plantas (Rodríguez et al., 2004).
2.5.4. Sistemas hidropónicos
2.5.4.1. Sistema recirculante (NFT)
El terminó NFT son la iníciales de Nutrient Film Technique que significa “la técnica
de la película nutriente”. Es un sistema de cultivo en agua, donde la solución
nutritiva circula continuamente por una serie de canales de cultivo, donde
desarrollan las raíces de las plantas. Es un sistema de producción comercial en
países como Australia, Japón, Brasil, y es muy usado para cultivar hortalizas de
hoja como lechuga, albahaca y apio. También se puede cultivar jitomate, melón y
fresa (Rodríguez et al., 2004).
2.5.4.2. Sistema raíz flotante
Es un sistema hidropónico por excelencia porque las raíces de las plantas están
sumergidas parcialmente en solución nutritiva (Rodríguez et al., 2004).
2.5.4.3. Sistema con uso de sustratos
Constan de los siguientes elementos; cultivo, sustrato, contenedor o recipiente,
drenaje, solución nutritiva. Es el sistema más de riego más usado a nivel mundial,
principalmente con lana de roca (“rock wool”). La lana de roca es un sustrato
obtenido por fusión de la roca, la cual luego es hilada en fibras y embolsado en
bloques y planchas. La solución nutritiva o el agua es suministrada a cada planta a
través de goteros conectados en mangueras de goteo de polietileno color negro. El
riego se hace aplicando pequeñas cantidades de solución nutritiva directamente en
la zona radicular. El sistema es muy usado para la producción de cultivos de fruto
como jitomate, pimiento, melón, pepinillo y sandia (Rodríguez et al., 2004).
14
2.6. Uso de microorganismos en la agricultura
El empleo de algunos microorganismos juegan un papel fundamental en la
descomposición de materia orgánica y con ello en el mejoramiento nutricional de
los suelos. Los principales grupos de microorganismos que intervienen activamente
en tal función son: bacterias, actinomicetos, hongos, algas y protozoarios; los
cuales requieren de un medio ambiente especifico para su óptimo desarrollo. El uso
de microorganismos en la agricultura ha sido aprovechado desde años atrás,
debido a que las asociaciones que se producen entre plantas y microorganismos
del suelo han sido reconocidas como benéficas (Dardanelli, 2010).
Actualmente el uso de biopreparados, a partir de microorganismos ha constituido
alternativas más prometedoras dentro del contexto agrícola mundial. La rizósfera de
las plantas es una zona de intensa actividad microbiana donde la biomasa lleva a
cabo intensos intercambios complejos mutuamente beneficiosos y perjudiciales e
incluso neutrales; donde cada uno de estos organismos juega un papel importante
(Dardanelli, 2010). Entre ellos, las bacterias asociativas consideradas como
promotoras del crecimiento vegetal (BPCV) se destacan por sus efectos
beneficiosos tanto para las plantas como para los ecosistemas (Hernández, 2006),
estimulando directa o indirectamente el crecimiento de las plantas, a través de
diversos mecanismos, como el aporte de
nitrógeno por el proceso de fijación
biológica, nutrimentos, incremento en el volumen de la raíz, inducción de
resistencia sistémica a patógenos, inhibición del crecimiento de organismos
antagónicos e interacción sinérgica con otros microorganismos del suelo (LoredoOsti, 2004).
2.6.1 Interacciones entre bacterias y otros microorganismos del
suelo
La conjunción de estos mecanismos de acción ha dado como resultado la
promoción evidente del crecimiento en plantas; se ha observado un incremento en
la emergencia, el vigor y el peso de plántulas, un mayor desarrollo en sistemas
radiculares y un incremento hasta el 30% en la producción de cultivos de interés
comercial, tales como papa, rábano, jitomate, trigo, soya (Jiménez, 2001). Por lo
cual los microorganismos obtienen a cambio diferentes compuestos orgánicos,
15
tales como aminoácidos, azucares, vitaminas, ácidos orgánicos, auxinas, y los
flavonoides, a los que se les han identificado como posibles exudados de las raíces
de las plantas (do Vale Barreto, 2010).
Sin embargo es necesario tener en cuenta que aun cuando las BCPV pueden ser
de vida libre o asociativas, su relación con el desarrollo depende de su
establecimiento y persistencia a lo largo de la estación de crecimiento (Loredo-Osti,
2004).
Proceso de respuesta de plántulas de jitomate (Lycopersicon esculentum Miller) a
la inoculación con rizobacterias del crecimiento (PGPR) en la etapa de semillero,
como se muestra en la figura 8.
Efectos de los
microorganismos:
Primer efecto:
Activación de los
microorganismos del suelo
para crecer en torno a las
raíces.
Mejoran la nutrición y la
salud de la planta.
Naturaleza de las
comunicaciones:
Consecuencia:
Se desarrollan interfaces
entre partículas de suelo y
raíces que afectan a los
microorganismos.
Se produce un “dialogo”
mediante señales químicas
y bioquímicas entre los
microorganismos y las
plantas.
Interacciones:
Las raíces,
microorganismos y
constituyentes del suelo
interactúan.
Figura 8. Efecto rizosférico: interacción benéfica o dañina entre microorganismos
del suelo y las plantas (Barea, 1998).
16
2.6.2. Bacterias PGPR promotoras de crecimiento de plantas
En la actualidad, las bacterias promotoras del crecimiento vegetal (PGPR) medida
por la resistencia sistémica inducida (ISR) ha recibido considerable atención debido
a los enfoques biológicos para controlar plagas y enfermedades (Madhaiyan, 2006).
Se conoce un gran número de bacterias de vida libre o asociativa que fijan N 2, pero
sólo algunas destacan por su potencial como biofertilizante u promotoras de
crecimiento. Entre los géneros más conocidos están Azotobacter, Beijerinckia,
Derxia y Azospirillum, dentro del grupo de las aeróbicas; en las aerobias
facultativas se presentan Enterobacter, Pseudomonas y Bacillus, los géneros
Metanobacterium, Clostridium y Desulfovibrio son anaerobios (Ferrera – Cerrato,
1995; citado por Rodríguez, 1995). En este contexto Philips y Teuber (1992)
señalan que la fijación de nitrógeno atmosférico, está asociada con la interacción
que se presenta entre el cultivo hospedero y la cepa bacteriana.
Las principales actividades benéficas de las rizobacterias PGPR (plant growth
promoting rhizobacteria) del suelo sobre el desarrollo de las plantas son:
producción antibióticos, solubilización de fósforo, fijación de nitrógeno atmosférico,
síntesis de fitohormonas y producción de sustancias promotoras del crecimiento
(Madhaiyan, 2006).
2.6.3. Los exudados de la raíz
Uno de los fenómenos más interesantes que se llevan a cabo en el ambiente
rizosférico se relaciona con la cantidad y variedad de sustancias orgánicas que de
manera directa o indirecta tienen influencia positiva o negativa sobre los
microorganismos que ahí habitan, siendo frecuente el exudado de carbohidratos del
tipo de los monosacáridos, disacáridos, trisacáridos u oligosacaridos, así como
también el que sale de sus vasos o continentes con el fin de promover al
crecimiento y desarrollo de hongos, bacterias, actinomicetos, algas, protozoos,
nematodos e insectos (Cuadro 1).
17
Cuadro 1. Factores de crecimiento identificados en los exudados de radicales de
diferentes plantas (Rovira, 1965 citado por Ferrera – Cerrato, 1995).
FACTORES DE CRECIMIENTO
PLANTA
Biotina
Lino, arroz, frijol, maíz, chícharo, alfalfa,
tomate y algodón
Tiamina
Lino, arroz, frijol, maíz, chícharo y
algodón
Factor “M”
Pino, chícharo y tomate
Pantotenato
Trébol, alfalfa y tomate
Niacina
Trébol, alfalfa y tomate
Colina
Algodón
Inositol
Algodón
Piridoxina
Algodón
Acido p-aminobenzoico
Algodón
Acido N-metil nicotínico
Rábano
2.6.4. Factores que influyen sobre los exudados de la raíz y
presencia de los microorganismos en el suelo
El establecimiento de la flora microbiana adecuada en el suelo depende de los
compuestos orgánicos liberados por el ápice y la zona de elongación de las raíces
de las plantas, donde también se consideran de suma importancia los elementos
que los pelos radicales aportan (Muñoz, 1993).
A pesar de que la asociación entre estos microorganismos y las plantas puede
llegar a ser favorable (benéfica), desfavorable (dañina) o neutra (Figura 9), casi
18
siempre su interacción tiende a la conservación de un estado homeostáticamente
equilibrado (Mozafar et al., 1992).
BENÉFICAS
FIJACIÓN DE
NITROGÉNO
PROMOCIÓN DE
CRECIMIENTO
BIOCONTROL
ESTABILIZACIÓN
DE SUELO
ANTIBIOSIS
ABSORCIÓN DE
AGUA
CICLO DE
NUTRIENTES
SIMBIOSIS
INFECCIÓN
RIZOSFERA
FITOTOXICIDAD
LIBERACIÓN DE
ENZIMAS
DAÑINA
ADHESIÓN
COMPETENCIA
ALELOPATÍA
NEUTRAL O VARIABLE
Figura 9. Tipos de interacción que se pueden presentar entre los microorganismos
del suelo y las plantas (Mozafar et al., 1992).
19
2.6.5. Resistencia sistémica inducida por PGPR
Actualmente se conocen dos vías de defensa sistémica; la resistencia sistémica
adquirida SAR (Systemic Acquired Resistance) y la resistencia sistémica inducida
ISR (Induction of Systemic Resistance) que pueden diferenciarse en función de la
naturaleza de la sustancia desencadenante y las vías de reglamentación
involucrados. La SAR puede ser desencadenada por la exposición de la planta a
microorganismos virulentos, no virulentos y no patógenos; dependiendo de la planta
y los elicitores, esta vía requiere un tiempo de establecimiento para la acumulación
de proteínas relacionadas con la patogénesis y el acido salicílico. La ISR es
potenciada generalmente por rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal
(PGPR). A diferencia de la SAR, la ISR no implica la acumulación de proteínas
relacionadas con la patogénesis o acido silicilico, sino utiliza las vías reguladas por
jasmonato y etileno (Choudhary, 2007).
2.6.6. Morfología bacteriana
En la actualidad se reconocen alrededor de 1600 especies de bacterias, de las
cuales unas 200 producen enfermedades en las plantas y otras guardan una
importante relación con el reciclaje de la materia orgánica, la fijación de nitrógeno
atmosférico disponible para las plantas y la fertilidad del suelo (López, 1992).
Estos microorganismos procariotas que carecen de pigmentos de ficobilina, y que
no contienen clorofila –o que en caso de poseerla no liberan oxigeno como
resultado de la fotosíntesis (Cronquist, 1992), presentan las siguientes formas
básicas en tamaños que fluctúan entre 0.4 a 3.0 µm (López 1992):
Cocos. En forma de esfera o elipsoides.
Bacilos. Células cilíndricas y alargadas. Esta es la forma más común de las
bacterias.
Espirilos. De forma espiral o de coma (vibriones) que no forman
agrupaciones definidas, sino que solo se compactan.
Pleomórficos. Bacilos cortos que cambian de forma a cocos.
Otra forma de agrupar a las bacterias es mediante la tinción de Gram, la cual se
presenta en el cuadro 2, (Alexander, 1994).
20
Cuadro 2. Categorías morfológicas de bacterias del suelo.
Categorías de bacterias
Bacilos no formadores de esporas
Gram positivos
Gram negativos
Bacilos formadores de esporas
Bacterias pleomórficas
2.6.7. Colonización de la rizósfera
Estas rizobacterias colonizan inmediatamente a la rizósfera de las raíces de las
plantas cuando entran en contacto con ellas, y a partir de ahí empiezan sus
funciones para promover el crecimiento (Sikora, 1992).
Así, Kloepper et al. (1980) ha llegad a comprobar que la colonización de la rizósfera
y el rizoplano de las plantas por estos microorganismos procariotas es esencial
para que exista una respuesta positiva en el crecimiento de las plantas. Con
relación a ello, Schippers et al. (1991) aseveran que la densidad poblacional
existente en la rizósfera es realmente importante, ya que si la población bacteriana
es mayor, el efecto en el crecimiento de las plantas se maximiza.
2.6.8. Producción de sustancias promotoras del crecimiento
El efecto benéfico directo de las rizobacterias PGPR en las plantas es la promoción
del crecimiento mediante la generación de metabolitos secundarios, de sustancias
reguladoras del crecimiento como las giberelinas, citocininas y auxinas. Se cree
que las fitohormonas participan en diferentes patrones de crecimiento
en la raíz
y la planta, también llamados reguladores vegetales de crecimiento por su rol en
dicho efecto, existe también evidencia que las hormonas de crecimiento producidas
por algunas bacterias también pueden intervenir en el crecimiento de la planta
anfitriona; además está establecido que la relación del suelo con la asociación
21
planta – bacteria incluye grupos Gram – y Gram + simbióticos y bacterias fijadoras
de nitrógeno todas estas pueden sintetizar fitohormonas (Madhaiyan, 2006).
2.6.9. Géneros importantes de rizobacterias promotoras del
crecimiento
Dentro de los géneros más importantes en este tipo de rizobacterias se encuentran:
Azotobacter (Katznelson, 1965), Clostridium (Burr y Caesar, 1984), Rhizobium
(Carillo y Peralta, 1988), Enterobacter (Kapulnik, 1991), Bacilus (Mahaffe y
Backman, 1993), Pseudomonas (Dandurand y Knudsen, 1993), Serratia (Raupach
et al., 1996), Azoarcus, Zoogloea y Klebsiella (Malik et al., 1997) y Bradyrhizobium
(Dashti et al., 1997), entre otros.
2. 6. 10. Característica del género Pseudomonas
El género Pseudomonas esta caracterizado por ser Gram negativo, tener tres
flagelos polares, ser aeróbica facultativa y en algunas cepas se presenta
fluorescencia. Ciertas especies de este género, provocan pudriciones blandas,
marchitez y manchas foliares. El grupo fluorescens presenta respuesta (+) a la
oxidasa y a la deshidrolasa de arginina, y respuesta (-) a la hipersensibilidad en
tabaco (López, 1994). Otros aspectos interesantes de la especie P. flurescens, es
la producción de pigmento fluorescente pyoverdina y la formación de hielo a
temperaturas de 2 a 3 grados centígrados, a está capacidad se le llama nucleadora
activa de hielo (López, 1994). Sin embargo a P. flurescens se le reconoce más
como bacteria saprofita, aunque existen reportes de efectos patógenos en
champiñón y ajo (Thorn y Tsuneda, 1996).
22
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Ubicación del área de trabajo
El trabajo se llevó a cabo en dos etapas: La primera se realizó en el laboratorio de
Química Agrícola y la segunda en condiciones de invernadero, ambas instalaciones
pertenecientes a la Facultad de Ciencias Agrícolas Campus Xalapa de la
Universidad Veracruzana. Ubicado en la zona norte, en las coordenadas 19° 32’
latitud norte y 96° 55’ longitud oeste a una altura de 1,460 metros sobre nivel del
mar. El clima es templado húmedo-regular con una temperatura promedio de 18°C,
su precipitación pluvial media anual es de 1,509.1 mm.
Facultad de
Ciencias Agrícolas,
Campus Xalapa
Figura10. Ubicación geográfica del área de invernaderos pertenecientes a la
Facultad de Ciencias Agrícolas, Campus Xalapa, uno de los sitios donde se realizó
el trabajo de investigación (Google earth 2009).
3.1.1. Características físicas del invernadero
El invernadero en donde se realizó el experimento es de tipo túnel con un área de
144m2 como se muestra en la figura 11, con una altura en el centro de la estructura
de 3 m. Cuenta con 8 camas distribuidas en todo el invernadero.
23
Figura 11. Invernadero tipo túnel utilizado para realizar el trabajo de tesis
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
3.2. Material genético
Se utilizaron semillas de jitomate (Lycopersicon esculentum Miller) del híbrido HMX
0851 de la compañía Harris Moran Mexicana, S.a. de C.V. De tipo saladette con
90% de poder germinativo, como se observa en la figura 12. Este híbrido es de
crecimiento
determinado,
posee
un
potencial
de
rendimiento
muy
alto
prácticamente en amplias zonas productoras de México.
Figura 12. Presentación comercial de la semilla hibrido HMX 0851 (Fotografía
tomada por Domínguez, F., 2012).
.
3.2. Etapa de laboratorio
24
3.2.1. Obtención y propagación de cepas rizobacterianas PGPR
En esta investigación se evaluaron tres cepas bacterianas de la especie P. putida
(cepas FCA-8, FCA-56 y FCA-60), las cuales fueron proporcionadas por el
Laboratorio de Química Agrícola de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la
Universidad Veracruzana. Las tres cepas de forma individual fueron colocadas en el
interior de matraces Erlenmeyer de 125mL., los cuales contenían medio de cultivo
B-King liquido con la finalidad de promover su crecimiento (figuras 13, 14,15, 16,17,
18). Posteriormente fueron colocadas para estimular la tasa de crecimiento en una
estufa bacteriologica a temperatura de 28ºC durante 120 horas.
Fig.13. Propagación de las cepas PGPR.
Fig.14. Propagación de las cepas en el
Medio B- King.
Posteriormente fueron colocadas para promover su crecimiento en una estufa
bacteriológica a temperatura de 28º C durante 120 horas.
Fig.15.Cepas colocadas en la estufa
bacteriológica a 28 ºC
(Fotografía tomada por Domínguez,
F., 2012)
Fig.16 Cepas colocadas en la estufa
(Fotografía tomada por Domínguez,
F., 2012).
25
Al cabo de este tiempo, se observó la presencia de una coloración verdosa,
característica que permite distinguir el crecimiento bacteriano, con el caldo
bacteriano obtenido se procedió a calibrar su concentración de 109 células por
mililitro, esto con ayuda de un espectrofotómetro digital.
Fig.17. Caldo bacteriano, cepas
Fig.18. Calibración con el espectrofotómetro
FCA-8, FCA-56, FCA-60 PGPR.
a 109 células x mL., de las cepas.
(Fotografía tomada por Domínguez,
(Fotografía tomada por Domínguez,
F., 2012).
F., 2012).
En el cuadro 3 se muestran los reactivos y cantidades necesarias para la
preparación de medio de cultivo B- King líquido.
Cuadro 3. Reactivos químicos empleados para la elaboración de medio de cultivo
B-King.
Reactivo
Cantidad para 1000 mL.
Glicerol
10 mL.
Peptona
15 g.
Fosfato de Potasio Dibásico
1.5 g.
Sulfato de Magnesio
1 mL.
3.2.2. Método de desinfección de semillas de jitomate
1. Se desinfectaron las semillas de jitomate con la Solución A como se observa
en la figura 19, al 30% de Etanol con agua destilada, agitándose por 90
segundos. Una vez terminado el tiempo se le retiró el Etanol y se adicionó la
solución B como se observa en la figura 20, de Hipoclorito de sodio, agua
destilada y Tween 20 al 30% y se estuvo agitando durante un periodo de
cinco minutos.
26
2. Al finalizar se enjuagaron las semillas con agua destilada estéril en periodos
de un minuto durante tres ocasiones.
Fig. 19. Solución A (Agua destilada,
Fig. 20. Solución B (Agua destilada,
Etanol al 30%), (Fotografía
Hipoclorito de sodio,(Tween al 30%).
tomada por Domínguez, F., 2012).
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012)
3.2.3. Encapsulado de semillas con las cepas rizobacteriana de P.
putida
Para el encapsulado de semilla se preparó 0.12 g de Alginato de Sodio en 8 mL de
una solución de cloruro de sodio, la mezcla se depositó en un vaso de precipitado
de 50 mL., añadiéndole al final la cepa rizobacteriana (previamente crecida en
medio de cultivo B-king liquido) de forma individual indicada para cada tratamiento
como se observa en figura 21. Las semillas a tratar se colocaron en el interior del
vaso de precipitado con la finalidad de lograr que las células bacterianas se
impregnaran sobre la testa de las semillas, las cuales con la mezcla de alginato de
sodio con cloruro de sodio quedaron recubiertas para garantizar una abundante
inoculación, finalmente las semillas fueron transferidas para su encapsulamiento a
otro vaso de precipitado que contenía una solución de cloruro de calcio, dando a la
formación de una perla transparente como se observa en la figura 22.
Una vez finalizado la inoculación en líquido se procedió a centrifugar el medio con
las rizobacterias para obtener la pura pastilla de bacterias como se observa en las
figuras 23 y 24, y realizar el mismo proceso de formación de perla.
27
Fig. 21. Encapsulado de semilla con
alginato de sodio (Fotografía tomada por
Domínguez, F., 2012)
Fig. 22. Encapsulado de semillas
por tratamiento (Fotografía tomada
por Domínguez, F., 2012).
Fig. 23. Calibración del peso de los tubos Fig. 24. Aparato de centrifuga.
antes de meterlo a centrifugar (Fotografía (Fotografía tomada por Domínguez,
tomada por Domínguez, F., 2012)
F., 2012)
3.2.4. Germinación de semillas en cajas Petri
Se colocaron 25 semillas por tratamiento a evaluar y de forma individual en cajas
Petri las cuales se acondicionaron en su interior con una capa fina de algodón
totalmente humedecido con agua destilada estéril (figuras 25 y 26).
Posteriormente se procedió a colocar las cajas Petri en el interior de una estufa
bacteriológica calibrada a una temperatura de 28ºC, durante siete días que duró el
proceso germinativo de las semillas.
28
Fig. 25. Colocación de las semillas
en cajas Petri (Fotografía tomada por
Domínguez, F., 2012).
Fig. 26. Semillas por tratamiento en cajas
Petri (Fotografía tomada por Domínguez,
F., 2012).
3.3. Etapa de invernadero
3.3.1. Trasplante de semillas germinadas de jitomate en charolas
de unicel
Se trasplantaron las semillas germinadas en dos charolas de unicel de 200
cavidades las cuales fueron llenadas con una mezcla de sustrato a base de
lombricomposta y agrolita en relación 1:1, el sustrato obtenido de la mezcla fue
previamente esterilizado en autoclave a una temperatura de 120 ºC durante dos
horas (figura 27). Posteriormente se dejó ventilar a temperatura ambiente durante 3
días para eliminar los gases tóxicos generados por el proceso de esterilización
(figura 28).
Fig. 27. Esterilización del sustrato en
la autoclave (Fotografía tomada por
Domínguez, F., 2012).
Fig. 28. Sustrato esterilizado
(Fotografía tomada por Domínguez, F.,
2012).
29
Se colocó una semilla germinada por cavidad a una profundidad de 0.5 cm,
finalmente la charola conteniendo las semillas, como se observan en las figuras 29
y 30, fueron regadas diariamente hasta por 29 días con agua corriente hasta
obtener plántulas de 25 cm de altura, con la finalidad de reducir el estrés provocado
por el trasplante.
Fig. 29. Semillas germinadas de jitomate
(Fotografía tomada por Domínguez, F.,
2012).
Fig. 30. Charola germinadora de
semillas (Fotografía tomada por
Domínguez, F., 2012).
3.3.2. Contenedores y sustratos
Para el trasplante de las plántulas de jitomate, se utilizó Tepetzil como sustrato,
tiene alta porosidad y poco peso. Presenta partículas de varios tamaños, buena
retención de humedad, buena aireación y drenaje apropiado, pH cercano al neutro,
baja capacidad amortiguadora y buena estabilidad. (Velasco, 2006 citado por
Landa, 2009).
El tepetzil utilizado fue desinfectado con fungicida (ingrediente activo benomil) de
nombre comercial “Antrak”, con una dosis de 0.5 g por litro como se observa en la
figura 30. En una cama de 6 m., se depositó 15 litros del fungicida en riegos
frecuentes con una regadera de 8 litros como se observa en la figura 31, una vez
finalizada se procedió a tapar con plástico para su desinfección que tuvo una
duración de 7 días para su uso.
30
Fig. 31. Fungicida comercial (Fotografía
tomada por Domínguez, F., 2012).
Fig. 32. Desinfección del sustrato
(Fotografía tomada por Domínguez,
2012).
El sustrato ya desinfectado fue colocado en el interior de bolsas plásticas negras
de polietileno con dimensiones de 35 x 35 cm con capacidad de 4 kg, las cuales
fueron empleadas como contenedores para el trasplante de las plantas de jitomate
(figuras 32 y 33).
Fig. 33. Sustrato de tepetzil en bolsa
(Fotografía tomada por Domínguez, F.,
2012).
Fig. 34. Contenedores para el trasplante
(Fotografía tomada por Domínguez, F.,
2012).
3.3.3. Trasplante de plántulas de jitomate
Veintinueve días después de la siembra, se realizó el trasplante, se consideró la
presencia del primer par de hojas verdaderas (figura 34), se realizaron aplicaciones
de un fertilizante foliar denominado GRO-GREEN (20 – 30 – 10), a concentración
de 0.15% durante el proceso de crecimiento.
31
Figura 35. Plántulas de jitomate (Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
Se realizo el trasplante de las plántulas ubicadas en la charola germinadora
procurando extraerlas con el cepellón completo para trasplantarlas en las bolsas de
polietileno destinadas para dicho propósito las cuales habían sido regadas
previamente hasta punto de saturación de agua corriente (figuras 35 y 36).
Fig. 36. Sustrato húmedo (Fotografía
Tomada por Domínguez, F., 2012)
Fig. 37. Planta de jitomate trasplantada
(Fotografía tomada por Domínguez, F.,
2012).
32
3.4. Diseño experimental y análisis estadístico
Para este trabajo el diseño experimental fue bloques al azar 10 X 5, siendo la
unidad experimental de 250 plantas distribuidas en 6 camas ordenadas en 5
bloques figura 38.
Bloque1
FCA – 8a
Bloque II
Bloque III
FCA - 8b
FCA – 60a
FCA – t2
FCA - 56b
FCA – 8b
FCA – 8b
FCA – Mixto b
FCA – t1
FCA – Mixto b
FCA – 60a
FCA – Mixto b
FCA – 60b
FCA – t2
FCA – 8a
FCA – 8a
FCA – 8a
FCA -56a
FCA – t1
FCA – 60b
FCA – 56b
FCA – 56b
FCA – t1
FCA – t2
FCA – 60a
FCA – 56a
FCA – Mixto a
FCA – Mixto a
FCA – Mixto a
FCA – 60b
FCA – 56a
FCA – t1 (Alginato sin bacterias)
P. putida cultivo bacteriano
FCA – 56a P. putida cultivo bacteriano
FCA – 60 a P. putida cultivo bacteriano
FCA – t2 (semilla normal)
FCA – Mixto b (8, 56, 60) P. putida sedimento bacteriano
FCA – 8b sedimento bacteriano
FCA – Mixto a (8, 56, 60) P. putida cultivo bacteriano
FCA – 60b sedimento bacteriano
FCA – 56b sedimento bacteriano
33
Bloque IV
Bloque V
FCA - Mixto b
FCA – Mixto a
FCA - t2
FCA – t2
FCA – 8a
FCA – 56b
FCA – Mixto a
FCA – Mixto b
FCA – 60a
FCA – 60b
FCA – 56b
FCA - tI
FCA – 8b
FCA – 8b
FCA – 56a
FCA – 56a
FCA - tI
FCA – 60a
FCA – 60b
FCA – 8a
FCA – 8a
P. putida cultivo bacteriano
FCA – t1 (Alginato sin bacterias)
FCA – 56a P. putida cultivo bacteriano
FCA – t2 (semilla normal)
FCA – 60 a P. putida cultivo bacteriano
FCA – 8b sedimento bacteriano
FCA – Mixto a (8, 56, 60) P. putida cultivo bacteriano
FCA – 60b sedimento bacteriano
FCA – Mixto b (8, 56, 60) P. putida sedimento
bacteriano
FCA – 56b sedimento bacteriano
Figura 38. Distribución de los tratamientos en bloques al azar
34
La dosis de fertilización que se maneja en los 10 tratamientos es del 75% de la
solución nutritiva.
A continuación en el cuadro
4, se indica los tratamientos
evaluados con su respectiva clave.
Cuadro 4. Tratamientos y dosis evaluados con sus respectivas
claves.
Dosis
Tratamiento
Claves
1
75%
P. putida – 8
caldo bacteriano
FCA- 8a
2
75%
P. putida – 56
caldo bacteriano
FCA- 56a
3
75%
P. putida – 60
caldo bacteriano
FCA- 60a
4
75%
P. putida – Mixta
caldo bacteriano
FCA Mixta – a
5
75%
Testigo 1 (Alginato sin bacteria)
FCA – t1
6
75%
Testigo 2 ( semilla normal)
FCA – t2
7
75%
P. putida – 8
sedimento bacteriano
FCA – 8b
8
75%
P. putida – 56
sedimento bacteriano
FCA – 56b
9
75%
P. putida – 60
sedimento bacteriano
FCA – 60b
10
75%
P. putida – Mixta sedimento bacteriano
FCA – Mixto b
Los datos obtenidos en las diferentes variables de estudio, fueron analizados en el
software estadístico S.A.S para Windows, realizando su respectivo análisis de
varianza y comparación de medias Tukey (α = 0.05).
3.5. Manejo y cuidados efectuados en el cultivo de jitomate
Conforme las plantas alcanzaban cierta altura fue necesario la colocación de un
tutorado, actividad que consistió en sujetar las plantas desde la base del tallo hasta
la parte más alta de la planta, con la finalidad de mantener la planta erguida y evitar
que las hojas así como los frutos estén en contacto con el suelo, mejorando la
aireación, la realización de labores culturales y cosecha.
3.5.1. Establecimiento del tutorado para guiar el crecimiento de la
planta.
35
Se utilizo el sistema tradicional en el cual cada planta está guiada por medio de un
hilo de “rafia”, tomando como soporte la estructura superior del invernadero (figuras
39 y 40).
Fig. 39. Establecimiento de tutorado
(Fotografía tomada por Domínguez,
F., 2012).
Fig. 40 Colocación de tutorado a la planta
de jitomate (Fotografía tomada por
Domínguez, F., 2012).
3.5.2. Control de enfermedades y plagas.
Durante la realización del experimento se realizaron 6 aplicaciones de fungicida
preventivo para evitar problemas de hongos en las plantas de jitomate, solo se
presento un problema fitosanitario durante la etapa de floración que fue la
presencia de mosquita blanca (Bemisia tabaci) la cual fue controlada mediante la
instalación de trampas amarillas (figura 41) y aplicaciones de insecticida orgánico
específicos para este insecto.
Figura 41. Colocacion de trampas amarillas (Fotografia tomada por Domínguez, F.,
2012).
36
3.5.3. Podas de brotes auxiliares de las plantas de jitomate.
Eliminación de brotes para favorecer el desarrollo del tallo principal
facilitar la
ventilación, así mejorar el vigor de los frutos. Se realizaron podas para retirar hojas
dañadas. Durante la etapa de floración y amarre de fruto se realizaron 6 podas de
brotes en todas las plantas.
Figura 42. Plantas de jitomate podadas en etapa de fructificación (Fotografía
tomada por Domínguez, F., 2012).
3.5.4. Formula de fertilización química aplicada a plantas de
jitomate.
Para la nutrición de las plantas se ocupo una solo dosis que consistía al 75% de la
solución nutritiva aplicada como se muestra en el cuadro 5.
Cuadro 5. Composición química aplicada en la solución nutritiva
al cultivo de jitomate.
Nombre comercial
Fertilizante
Cantidad por L.
Nitrato de calcio
Ca(N03)2
1.074 g
Nitrato de magnesio (Magnisal)
Mg(NO3)2
0.712 g
Nitrato de potasio
KNO3
0.288 g
Fosfato monopotásico (MKP)
KH2PO4
0.263 g
Ultrasol micro
Micronutrientes
0.02 g
3.6. Cosecha
La cosecha se realizó a los 78 días después del trasplante, los cortes se efectuaron
cada semana conforme la madurez fisiológica de los frutos de jitomate (figura 43),
37
se obtuvieron 8 cortes. En cada corte los frutos fueron etiquetados de acuerdo al
tratamiento y repetición al que correspondían. Esto con la finalidad de efectuar
correctamente la toma de datos para las variables peso fresco y diámetro de frutos.
Figura 43. Cosechas de frutos de jitomate durante el desarrollo del experimento
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
3.7. Cuantificación de variables de estudio,
3.7.1. Porcentaje de germinación
Se determinó el porcentaje de semillas germinadas de jitomate de un total de 250,
para todo el experimento, las cuales se colocaron en las cajas Petri hasta la salida
de la radícula (Figura 44).
Figura 44. Cuantificación de la variable germinación de semillas de jitomate
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
38
3.7.2 Porcentaje de Nacencia
Se determinó después de la germinación de las semillas de las cajas Petri al
trasplante en charolas germinadoras para observar cuantas de las semillas
germinadas sobrevivían al trasplante (Figura 45).
Figura 45. Cuantificación de nacencia de plántulas de jitomate (Fotografía tomada
por Domínguez, F., 2012).
3.7.3. Longitud de planta
Esta variable se determinó midiendo con un flexómetro a partir de la base del tallo
hasta el ápice de la planta (Figura 46).
Figura 46. Cuantificación de la variable altura de planta mediante un flexómetro
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
39
3.7.4. Diámetro de tallo
El diámetro de tallo se consideró a 10 cm por arriba de la base conformada por el
tallo y raíz, la lectura se realizó con un vernier digital (Figura 47).
Figura 47. Cuantificación de diámetro de tallo mediante un vernier digital
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
3.7.5 Peso fresco del tallo, follaje y raíz
El peso de materia fresca del tallo, follaje y raíces, se realizó por separado, el tallo
junto con el follaje y las raíces únicamente, estos se colocaron sobre una balanza
granataria monoplato de tres brazos (OHAUS) cuya unidad de medida fue el gramo
(Figura 48).
Figura 48. Cuantificación de peso fresco de tallo, follaje y raíz por medio de una
balanza granataria monoplato de tres brazos (Fotografía tomada por Domínguez,
F., 2012)
40
3.7.6. Peso fresco de la planta
El peso de materia fresca de planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz,
se colocaron sobre una balanza granataria, cuya unidad de medida fue el gramo y
posteriormente los valores obtenidos por cada sección se sumó, obteniendo el total
de materia fresca por planta (Figura 48).
3.7.7. Peso seco del tallo, follaje y raíz
Al concluir la determinación del peso fresco, el tallo con el follaje y las raíces fueron
colocados en bolsas de papel con medidas de 20 x 30, las cuales fueron colocadas
en una estufa de secado, a temperatura de 70ºC durante 144 horas, hasta obtener
un peso seco constante. Al concluir el tiempo antes señalado, se cuantificó el peso
seco mediante una balanza granataria monoplato de tres brazos (OHAUS) cuya
unidad de medida fue el gramo granataria digital (Figura 49).
Figura 49. Cuantificación de peso seco de tallo, follaje y raíz mediante una balanza
granataria monoplato de tres brazos (Domínguez, 2012)
3.7.8. Peso seco de la planta
El peso de materia seca de la planta, se realizó por separado, la parte aérea y raíz,
se colocaron sobre una balanza granataria monoplato de tres brazos (OHAUS)
cuya unidad de medida fue el gramo y posteriormente los valores obtenidos por
cada sección se sumó, obteniendo el total de materia seca por planta (Figura 49).
41
3.7.9. Longitud radical
Se midió el largo de la raíz principal o pivotante hasta la parte terminal mediante
una cinta métrica cuya unidad de medida es el cm. (Figura 50).
Figura 50. Cuantificación de la longitud de raíz, mediante la cinta métrica
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012)
3.7.10. Volumen radical
Esta variable se midió en una probeta graduada de 1000 mL. de capacidad, dentro
de la cual se sumergieron las raíces (Figura 51).
Figura 51. Cuantificación de volumen radical (Fotografía tomada por Domínguez,
F., 2012)
42
3.7.11. Peso del fruto
El peso del fruto se determinó por medio de una balanza granataria digital,
considerando como unidad de medida el gramo (Figura 52).
Figura 52. Cuantificación de peso fresco del fruto mediante una balanza digital
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
3.7.12. Diámetro del fruto
Las medidas obtenidas se realizaron por medio de un vernier digital, para esta
variable se tomo el fruto por el pedúnculo de forma vertical y, en la parte central de
éste se colocó el vernier y se cuantificó su diámetro (Figura 53).
Figura 53. Cuantificación de diámetro del fruto mediante un vernier digital
(Fotografía tomada por Domínguez, F., 2012).
43
3.7.13. Rendimiento total de frutos
La determinación de rendimiento total de frutos en cada uno de los tratamientos se
realizó por medio de una balanza digital, considerando como unidad de medida el
gramo (Figura 55).
Figura 54. Cuantificación de rendimiento total de frutos (Fotografía tomada por
Domínguez, F., 2012)
3.7.14. Grados Brix
El porcentaje de azucares presentes en el fruto de jitomate, se determinó con
ayuda de un Refractómetro portátil (marca Atago modelo 114684), para ello fue
necesario extraer un segmento de la pulpa del fruto, el cual fue ligeramente molido
con la finalidad de extraerle el jugo, del cual se tomó una gota para colocarla en el
refractómetro y proceder a cuantificar el porcentaje de azucares (Figura 54).
Figura 55. Cuantificación de grados Brix por medio de refractómetro (Fotografía
tomada por Domínguez, F., 2012)
44
3.8. Determinación de las Unidades Formadoras de Colonias (UFC)
Procedimiento:
1. Se colectó una muestra de 3 g de raíz fresca de la planta de jitomate por
tratamiento. Posteriormente se colocaron en caja Petri la cual contenía 20
mL. de solución salina (NaCl) al 0.85%. Las raíces fueron maceradas
(molidas) con ayuda de una varilla de vidrio, del caldo obtenido se colectó 1
mL. y fue depositado en un tubo de ensayo que contenía 9 mL. de solución
salina estéril (0.85%), el tubo con 10 mL. de volumen, fue sometido a
agitación durante 1 minutos en un vórtex (Barnstead Thermolyne Maxi Mix
II).
2. De cada tubo conteniendo la muestra en volumen de 10 mL. se procedió a
realizar diluciones en serie, transfiriendo 1 mL. a otro tubo con 9 mL. de
NaCl. Cada transferencia corresponde a dilución de 1 en 10, y se repitió
este procedimiento de dilución hasta alcanzar la dilución 10 -5.
3. De las diluciones 10-8, 10-7 por separado, se tomó 0 .1 mL. con ayuda de una
micropipeta, posteriormente sobre una placa de caja Petri conteniendo
medio de cultivo B-king (sólido), se depositó el contenido, finalmente con
ayuda de una asa bacteriológica de distribuyó en toda la caja con
movimientos en zig-zag. Utilizando un marcador indeleble a cada una de las
cajas se etiquetó de acuerdo al tratamiento y dilución correspondiente. Se
colocó en una estufa bacteriológica para su incubación a 25°C por 48 horas.
Una vez pasado el tiempo de incubación de procedió a observar si hubo o no
presencia de colonias en cada tratamiento (figura 56).
Figura 56. Cantidad de colonias formadas por tratamiento en caja petri (Fotografía
tomada por Domínguez, F., 2012).
45
Transcurrido el tiempo de incubación se procedió a realizar el conteo de UFC
reveladas en cada caja Petri como se muestra en la figura 57. Para esto se utilizó
un contador de colonias SOL-BAT S.A
Figura 57. Cuantificación de la variable UFC mediante el contador de colonias
(Fotografía tomada por Fernández y Martínez, 2010)
46
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES
4.1. Respuesta de las plantas de jitomate a la inoculación con rizobacterias
Pseudomonas putida
Las
plantas
de
jitomate
biofertilizadas con
rizobacterias de
la
especie
Pseudomonas putida, mostraron una respuesta favorable al crecimiento, desarrollo
y rendimiento del cultivo durante los 4 meses que se mantuvo en invernadero,
tiempo correspondiente a su ciclo fenológico.
Respecto a los tratamientos evaluados, destacó el que presentó plantas
biofertilizadas, mismas que fueron fertilizadas químicamente con un 75% de la
dosis comúnmente empleada para este cultivo, a continuación se describen los
resultados obtenidos en cada variable de estudio.
4.1.1. Porcentaje de germinación
Favoreciendo este resultado al encapsulado que se le realizo a las semillas de
jitomate, por lo que posiblemente este pudo haberles proporcionado una adecuada
condición de humedad y temperatura para promover que las rizobacterias
colonizaran mejor la raíz de las plántulas de jitomate.
Por otra parte, Olsen y Misaghi (1984) evaluaron el potencial germinativo de P.
fluorescens en guayule (Parthenium argentatum), y en sus resultados encontraron
que el uso de esta rizobacteria incrementó el número de plántulas en semillero, lo
cual les hace suponer que ello depende tanto el tipo de bacteria utilizada, como del
método usado para la inoculación de las semillas.
4.1.2. Porcentaje de nacencia
Se puede afirmar que el uso de las rizobacterias P. putida, incrementa de manera
positiva el porcentaje de vida de las plántulas de jitomate.
Resultados similares fueron encontrados por Höfte et al (1991) al observar que
semillas de maíz tratadas con cepas de P. fluorescens (ANP15), P. oreginosa
(/NSK2) más un periodo de frio de 4ºc durante 10 días, incrementaron su nacencia
hasta un 30 a 60 %. Dileep y Dube (1992) confirmaron que la inoculación de
47
semillas de garbanzo y soya con P. fluorescens (cepa RBT13) incrementó la
emergencia en un 23.6 y 36.6 por ciento, respectivamente.
Por ello, los mencionados autores sugieren que el uso de Pseudomonas como una
rizobacteria promotora del crecimiento, puede tener éxito asegurado para mejorar
algún aspecto agronómico relacionado con estas plantas.
4.1.3 Altura de plantas de jitomate
En altura de planta el análisis estadístico no indicó la presencia de diferencias
significativas (Figura 58). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA – 60a
(P. putida cultivo bacteriano) con una altura promedio de 178cm, superando al
testigo 1 alginato sin bacterias) en un 4.54% y al testigo 2 (semilla normal) en un
12.32%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover positivamente el
crecimiento de plantas de las cuales las cepas FCA – 56a, FCA- 56b, FCA-60b
lograron superar al testigo. Para el uso de los demás tratamientos inoculados éstas
no alcanzaron a superar al testigo. Aunque sus resultados son aceptables.
Al respecto Bautista (2010), al evaluar el efecto de rizobacterias del género
Pseudomonas en plantas de pepino menciona que este tipo de microorganismos si
lograron la promoción del crecimiento y desarrollo de manera favorable. Por su
parte Díaz (1998), menciona que la biofertilización de plantas de lechuga con
rizobacterias del genero Pseudomonas logro estimular el crecimiento de plantas de
forma favorable destacando sobre el testigo de manera significativa. En este
sentido, Daft (1991) opina que es imprescindible considerar también el tipo de suelo
o sustrato, el pH, el contenido de agua y su fertilidad, ya que generalmente estos
son algunos factores que determinan la capacidad infectiva de los microorganismos
de la rizósfera.
Finalmente y por lo citado con antelación, cabe destacar que Plascencia (1995)
asevera que microorganismos como bacterias y hongos pueden llegar a reducir el
crecimiento de las plántulas, sobre todo porque estos usan parte de la energía y de
los nutrimentos durante las fases iniciales de colonización de raíces.
48
Figura 58. Determinación de altura de planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias),
FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P.
putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCAMixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.4. Diámetro de tallo de plantas de jitomate
En diámetro de tallo, el análisis estadístico indica que no hay diferencias
significativas (Figura 59). Resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-60a (P.
putida cultivo bacteriano) con un diámetro promedio de 1.124 cm, superando al
testigo 1 (alginato sin bacterias) en un 1.07% y al testigo 2 (semilla normal) en un
2.93%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover positivamente el
crecimiento de plantas, solo el tratamiento FCA-Mixt b (P. putida 8, 56, 60
sedimento bacteriano) logro superar a los testigos. Para el uso de los demás
tratamientos inoculados éstas no alcanzaron a superar al testigo 1 y 2, pero sus
resultados son aceptables.
Al estudiar diferentes cepas de Pseudomonas en el cultivo de pepino, los
resultados obtenidos evidenciaron una estimulación en el grosor del tallo, materia
seca, sólidos solubles, índice de madurez (Bautista 2010). Diversos reportes
realizados en portainjertos de Citrus volkameriana, en el cual se evaluó el potencial
49
de rizobacterias del genero Pseudomonas, se encontró que cepas bacterianas
mostraron efectos favorables sobre la variable crecimiento y desarrollo vegetativo
de los citrus (Francisco, 2010).
Figura 59. Determinacion de diámetro de plantas de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes d acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano), FCA56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano), FCA- Mixt
a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias), FCA- t2
(semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P. putida
sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8,
56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.5. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de jitomate
Respecto al peso fresco de tallo y follaje de plantas, el analisis estadistico indicó
que no existen diferencias estadisticas significativas (Figura 60). Sim enbargo, el
mejor tratamiento fue la cepa FCA-Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), al
registrar un peso promedio de 508.31g., superando al testigo 1 (alginato sin
bacterias) en un 2.71% y al testigo 2 (semilla normal) en un 11.37%. Cabe resaltar
que al igual que las anteriores variables antes referidas, los demas tratamientos
que implicaron biofertilizacion, promovieron positivamente la ganancia de masa en
las plantas en general.
Diversos trabajos de investigacion realizados en jitomate con rizobacterias del
género Pseudomonas, demuestran efectos favorables sobre la variable de peso
50
fresco del follaje y tallos (Fernández y Martínez, 2010). Realizando estudios sobre
rizobacterias
del genero Pseudomonas en cultivo de pepino se comprobó que
existe una estimulacion en el crecimiento vegetal obteniendo resultados favorables
en el peso fresco de tallos y follaje (Bautista, 2010). Por su parte Muñoz (1993)
encontró que la inoculacion con Azospirillum sp. y Pseudomonas sp. incrementaron
en 23 por ciento la parte aérea en plantas de maíz con respecto al testigo sin
inocular. Otro estudio donde Staley et al. (1992) evaluaron la inoculacion de alfalfa
(Medicago sativa) y trebol (Lotus corniculatus) con rizobacterias PGPR de
Pseudomonas putida, reportó un efecto nulo en el incremento del peso fresco de la
raíz de la alfalfa, pero diferencias considerables en el aumento de la biomasa
radical en el trébol a 11 semanas de haberse iniciado el experimento. Estos
resultados son parecidos a los encontrados por Probanza et al. (1996), quienes
probaron 27 rizobacterias PGPR (cepas de P. fluorescens, B. pumilus y B.
licheniformis) en Almus glutinosa, observando que solo tres cepas de B. pumilus y
una de B. lucheniformis incrementaron los parámetros de parte aérea hasta en un
163 por ciento comparandolos con el testigo.
Figura 60. Peso fresco de tallo y follaje de plantas de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias),
FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P.
51
putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCAMixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.6. Peso fresco de raíz de plantas de jitomate
En peso fresco de raíz el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 61). Resultando como mejor tratamiento FCAMixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano), con un peso promedio de 91.696
g., superando al testigo 1 (alginato sin bacterias) en un 13.45% y al testigo 2
(semilla normal) en un 6.47%. Las demás inoculaciones lograron promover
positivamente por la ganancia de masa en las plantas, solo el tratamiento FCA-60a
(P. putida cultivo bacteriano) logro superar a los testigos.
Estudios similares fueron encontrados por Kloepper y Schroth (1978) al probar la
influencia de las PGPR en rábano (Raphanus sativus), observando un incremento
de hasta un 56.7 por ciento en invernadero y de un 176 por ciento en campo debido
a la eficiencia de estas rizobacterias. Otro estudio por Enebak et al. (1997) apoya
los resultados obtenidos para esta variable, ya que encontraron que plántulas de
Pinus
taeda
y
Pinus
elliottii
inoculadas
con
PGPR
incrementaron
considerablemente su peso tanto en la parte aérea como en la raíz, sugiriendo que
el potencial de estas rizobacterias es importante para la producción de especies
forestales en su etapa de semillero debido a su efecto en la velocidad de
germinación e incremento de biomasa. El uso de P. fluorescens encapsulado no
solo incrementa considerablemente el peso fresco de las raíces en trigo, sino
también acrecienta la sobrevivencia de la rizobacteria en condiciones de
temperatura adversa (Elsas et al., 1992). Estudios realizados sobre rizobacterias
del género Pseudomonas en cultivos de pepino se comprueba que existe una
estimulación en el crecimiento vegetal obteniendo resultados favorables en el peso
fresco de raíz (Bautista, 2010).
52
Figura 61. Peso fresco de raíz de la planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes de acurdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano), FCA56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano), FCA- Mixt
a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias), FCA- t2
(semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P. putida
sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8,
56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.7. Peso fresco de planta
En peso fresco de planta el análisis estadístico indicó que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 62). Resultando como mejor tratamiento la cepa
FCA – Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano) con un peso promedio de
592.14 g. superando al testigo 1 (alginato sin bacteria) en un 2.85% y al testigo 2
(semilla normal) en un 9.14%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover
positivamente la ganancia de masa en las plantas, éstas no alcanzaron a superar a
los testigos, tal y como se muestra en la figura 62.
Estudios realizados en inoculaciones en lechuga con rizobacterias en dos tipos de
suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso fresco y seco de las
plantas (Díaz, 1998).
53
Figura 62. Determinación de peso fresco de planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias),
FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P.
putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCAMixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.8. Peso seco de tallo y follaje de plantas de jitomate
En peso seco de la parte aérea de la planta el análisis estadístico indicó que no
existen diferencias estadísticas significativas (Figura 63). Resultando como mejor
tratamiento la cepa FCA-60b (P. putida sedimento bacteriano) con un peso
promedio de 202.95 g. superando al testigo 1 (alginato sin bacterias) en un 16% y
al testigo 2 (semilla normal) en un 27%. Si bien las demás inoculaciones lograron
promover positivamente el crecimiento de plantas, solo los tratamientos con las
cepas FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA-8b (P. putida sedimento
bacteriano), FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano) lograron superar a los
testigos. Para el uso de los demás tratamientos inoculados éstas no alcanzaron a
superar al testigo aunque sus resultados son favorables.
Estudios realizados en jitomate demostraron que las rizobacterias del género
Pseudomonas tuvieron un efecto favorable en la planta incrementando su
producción de materia seca (Fernández y Martínez, 2010). Así mismo en los
estudios realizados en pepino por Bautista, (2010).
54
Figura 63. Peso seco de tallo y follaje de plantas de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias),
FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P.
putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCAMixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.9. Peso seco de raíz de plantas de jitomate
En peso seco de raíz de la planta el análisis estadístico indica que no existen
diferencias estadísticas significativas (Figura 64). Resaltando como mejor
tratamiento la cepa FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano) con un peso promedio de
11.668 g., superando al testigo 1 (alginato sin bacterias) en un 12.84% y al testigo 2
(semilla normal) en un 8.62%, seguido por los tratamientos FCA-56b (P. putida
sedimento bacteriano), FCA-60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-Mixt a (8,
56, 60 P. putida cultivo bacteriano), que también superaron a los testigos. . Para el
uso de los demás tratamientos inoculados éstas no alcanzaron a superar al testigo
pero sus resultados son aceptables.
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de
pepino se comprobó que existe una estimulación en el crecimiento vegetal
obteniendo resultados favorables en el peso seco de raíz (Bautista, 2010). Muñoz
(1993) inoculó maíz con Azospirillum brasilense (cepa UAP-253) y Pseudomonas
putida (cepa UAP-207), encontró un incremento de 65 por ciento en la masa seca
radical que el autor atribuyó al efecto sinérgico que ambas rizobacterias mostraron
cuando se les asoció. En otro estudio donde Glick et al. (1997) probaron la
55
respuesta de plántulas de canola en semillero a diferentes tratamientos (aplicación
de MgSO4 e inoculación con la rizobacteria P. putida (cepa GR12-2) y una mutante
de esta especie (GR12-2/acd68), encontraron que la principal diferencia entre los
resultados obtenidos fue el incremento del peso fresco y seco de sus raíces.
Resultados similares fueron encontrados por Chanway (1988) en plantas de lenteja
inoculadas con rizobacterias PGPR, donde el incremento en el peso seco de la raíz
fue mayor de 16 por ciento en comparación con el testigo. Así, y al igual que otros
de los autores mencionados, el investigador en turno asevera que estos
microorganismos son eficaces en la promoción del crecimiento vegetal y, en
algunos casos, les beneficia el nitrógeno fijado por ellos en el suelo.
Figura 64. Peso seco de raíz de la planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacteria P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias),
FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P.
putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCAMixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.10. Peso seco de planta
Para peso seco de planta el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 65). Resultando como mejor tratamiento la cepa
FCA – 60b (P. putida sedimento bacteriano) con un peso promedio de 208.29 g.
superando al testigo 1(alginato sin bacterias) en un 12.46% y al testigo 2 (semilla
normal) en un 22.23%. Cabe resaltar que al igual que las anteriores variables antes
referidas, los demas tratamientos que implicaron biofertilizacion, promovieron
positivamente la ganancia de masa en las plantas en general.
56
Estudios realizados en inoculaciones en lechuga con rizobacterias en dos tipos de
suelo, donde mostraron diferencias significativas en peso fresco y seco de las
plantas (Díaz, 1998).
Figura 65. Peso seco de planta de jitomate biofertilizadas con rizobacterias P.
putida. Medias con letras iguales no son significativamente diferentes de acuerdo a
Tukey (P≤ 0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-56a (P. putida cultivo
bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano), FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida
cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias), FCA- t2 (semilla normal), FCA8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano),
FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8, 56, 60 P. putida
sedimento bacteriano).
4.1.11. Cuantificación de diámetro de fruto
La evaluación del diámetro de fruto de jitomate indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 66). En contraste, la prueba de medias Tukey,
señala a la cepa FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano) como el mejor tratamiento
al promover el mayor diámetro promedio (5.015 cm), superando al testigo 1
(alginato sin bacterias) en un 1.84% y al testigo 2 (semilla normal) en un 2.26%,
seguido por el tratamiento representado por la cepa FCA-56b (P. putida sedimento
bacteriano) con un incremento respecto al testigo 1 (alginato sin bacterias) en un
1.94% y al testigo 2 (semilla normal) en un 2.36%. Si bien las demás inoculaciones
lograron promover positivamente el crecimiento de plantas, solo los tratamientos
con las cepas FCA-60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-Mixt a (8, 56, 60 P.
putida cultivo bacteriano), superaron también a los testigos. Para el uso de los
demás tratamientos inoculados éstas no alcanzaron a superar a los testigos pero
sus resultados son aceptables.
57
Reportes realizados en jitomate, en el cual se estudió la inoculación de
rizobacterias del género Pseudomonas, mostraron efectos favorables sobre la
variable diámetro de fruto (Romero y Cruz, 2005 y Fernández y Martínez, 2010).
Figura 66. Determinación de diámetro de fruto de la planta de jitomate
biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son
significativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida
cultivo bacteriano), FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida
cultivo bacteriano), FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1
(alginato sin bacterias), FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento
bacteriano), FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida
sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.12. Longitud radical de la planta de jitomate
Para longitud radical el análisis estadístico indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 67). En contraste, la prueba de medias Tukey,
señala a la cepa FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano) como el mejor
tratamiento al promover la mayor longitud promedio (41.796 cm), superando al
testigo 1 (alginato sin bacterias) en un 9.23% y al testigo 2 (semilla normal) en un
16.97%, seguido por los tratamientos representados por las cepas FCA-Mixt a (8,
56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA-60b con un incremento respecto al testigo
1 (alginato sin bacterias) en un 1.91% y al testigo 2 (semilla normal) en un 9.14%.
Para el uso de los demás tratamientos inoculados éstas no alcanzaron a superar a
los testigos pero son aceptables.
58
Hernández (1998), refiere que la influencia de la inoculación en el desarrollo y
funciones de la raíz, es probablemente uno de los factores de mayores beneficios
para los cultivos, pudiendo desempeñar un papel rector en este efecto la
producción de sustancias reguladoras del crecimiento por las especies inoculadas o
por las propias raíces, como una reacción a la colonización bacteriana
Figura 67. Longitud radical de la planta de jitomate biofertilizadas con rizobacterias
P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente diferentes de acuerdo
a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-56a (P. putida cultivo
bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano), FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida
cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias), FCA- t2 (semilla normal), FCA8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano),
FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8, 56, 60 P. putida
sedimento bacteriano).
4.1.13. Volumen de raíz
La variable volumen radical de planta de jitomate indica que no existen diferencias
estadísticas significativas (Figura 68). En contraste, la prueba de medias Tukey,
señala a la cepa FCA-Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), como el mejor
tratamiento al promover el mayor volumen promedio (60.328 cm3), superando al
testigo 1 (alginato sin bacterias) en un 25.69% y al testigo 2 (semilla normal) en un
13.40%. Si bien las demás inoculaciones lograron promover positivamente el
crecimiento de plantas de las cuales las cepas FCA – 60a (P. putida cultivo
bacteriano), FCA- Mixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano) lograron
superar a los testigos. Para el uso de los demás tratamientos inoculados éstas no
alcanzaron a superar a los testigos pero sus resultados son aceptables.
59
Al
respecto,
algunos
trabajos
señalan
que
las
biofertilizaciones
con
microorganismos benéficos como las rizobacterias en particular de las especies P.
fluorescens y P.putida han obtenido diferencias e incremento de peso fresco y
volumen de raíces (Berg, 2009; Lambers et al., 2009).
Figura 68. Volumen radical de la planta de jitomate biofertilizadas con rizobacterias
P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente diferentes de acuerdo
a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-56a (P. putida cultivo
bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano), FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida
cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias), FCA- t2 (semilla normal), FCA8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano),
FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8, 56, 60 P. putida
sedimento bacteriano).
4.1.14. Contenido de grados Brix en fruto de jitomate
Para la variable grados Brix en fruto el análisis estadístico indica la presencia de
diferencias estadísticas significativas (Figura 69). Resultando como mejor
tratamiento la cepa FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano) con un contenido de
azucares de 6%, superando al testigo 1 (alginato sin bacterias) en un 17.64% y al
testigo 2 (semilla normal) en un 9.09%, como se muestra en la figura 65.
Estudios realizados sobre rizobacterias del género Pseudomonas en cultivos de
pepino se comprobó que existió una estimulación en frutos obteniendo resultados
favorables en la calidad de ellos (Bautista, 2010). Los grados Brix (%), es una
cualidad que permite conocer la concentración de azúcares presente en el fruto,
ésta cambiará considerablemente entre frutos de distintas especies. Esta variable
no sólo es importante como parte de los componentes principales del fruto, sino
que tiene un papel decisivo en el sabor (Hernández et al., 2002).
60
Figura 69. Concentracion de azúcares en fruto de jitomate obtenido de las plantas
biofertilizadas con rizobacterias P. putida. Medias con letras diferentes son
significativamente diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida
cultivo bacteriano), FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida
cultivo bacteriano), FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1
(alginato sin bacterias), FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento
bacteriano), FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida
sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.15. Cuantificación de rendimiento total en fruto de jitomate por tratamiento
Para el rendimiento total de frutos por tratamiento no se tuvieron diferencias
significativas (Figura 70), resultando como mejor tratamiento la cepa FCA-Mixt a (8,
56, 60 P. putida cultivo bacteriano), con un peso promedio de 1877.7g promedio por
planta durante los 8 cortes, superando al testigo 1 (alginato sin bacterias) en un
14.9% y al testigo 2 (semilla normal) en un 3.13%, como se muestra en la figura 70.
En este caso del rendimiento coincide con lo señalado por Díaz 1998, en donde
muchas Rizobacterias han sido aplicadas a raíces de diferentes especies
vegetales, demostrando ser capaces de colonizarlas y estimular el rendimiento de
los cultivos, a través de la producción de hormonas vegetales. Así como demuestra
Alba 2004, en su estudio, realizado con chile tipo Choleño bacillus con la aplicación
de rizobacterias del genero Pseudomonas que estimularon al desarrollo vegetativo
obteniendo un alto rendimiento de producción.
61
Figura 70. Rendimiento total de fruto de la planta de jitomate biofertilizadas con
rizobacterias P. putida. Medias con letras iguales no son significativamente
diferentes de acuerdo a Tukey (P≤0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA-56a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano),
FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias),
FCA- t2 (semilla normal), FCA-8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P.
putida sedimento bacteriano), FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCAMixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano).
4.1.16. Cuantificación de unidades formadoras de colonia (UFC)
Para la variable U.F.C. el análisis estadístico indica la presencia de diferencias
estadísticas
significativas en la 10-7(Figura 71). Resultando
como mejor
tratamiento la cepa FCA – Mixt b (8, 56, 60 P. putida sedimento bacteriano),
dejando muy por debajo a las demás cepas como se muestran en las figuras 71 y
sobre todo al testigo dejándonos en claro que este tratamiento no fue inoculado
con ninguna cepa.
Se sabe que la variación de la población de bacterias entre los tratamientos puede
estar influenciada por la “rizodepocitación” (es decir
cambios cuantitativos en
exudados, lisados, mucílago, secreciones, células muertas y vasos conductores)
(Campbell y Greaves, 1990), así como para las especies de cultivos y las
diferencias entre una región y otra.
62
Figura 71. UFC 10-7 de plantas de jitomate biofertilizadas con rizobacterias P.
putida. Medias con letras diferentes son significativamente diferentes de acuerdo a
Tukey (P≤ 0.05). FCA-8a (P. putida cultivo bacteriano), FCA-56a (P. putida cultivo
bacteriano), FCA-60a (P. putida cultivo bacteriano), FCA- Mixt a (8, 56, 60 P. putida
cultivo bacteriano), FCA- t1 (alginato sin bacterias), FCA- t2 (semilla normal), FCA8b (P. putida sedimento bacteriano), FCA-56b (P. putida sedimento bacteriano),
FCA- 60b (P. putida sedimento bacteriano), FCA- Mixt b (8, 56, 60 P. putida
sedimento bacteriano).
63
V. CONCLUSIONES
La inoculación con rizobacterias promotoras del crecimiento (PGPR)
presentaron un efecto tan marcado sobre las plántulas de jitomate, que
llegaron a provocar cambios morfológicos y fisiológicos que pueden tener
implicaciones positivas a largo plazo en la supervivencia, crecimiento,
desarrollo y producción de las plantas en campo.
En si, todas las plántulas inoculadas con rizobacterias PGPR produjeron
incrementos en longitud radical, volumen radical y en la producción de
biomasa (peso fresco y seco del follaje y raíz), lo cual sugiere que su
asociación con las plántulas valoradas es aconsejable. Con referencia a los
mecanismos responsables de los efectos benéficos observados, cabe
destacar que la producción de hormonas reguladoras del crecimiento vegetal
(citocininas, auxinas, giberelinas), la fijación biológica del nitrógeno o la
producción de otros compuestos orgánicos (p. ej. los antibióticos) iniciaron
cuando los microorganismos entraron en contacto con la rizósfera de las
raíces y las colonizaron.
La cepa rizobacteriana FCA – 60a promovió los mejores resultados en las
variables de estudio: altura de plantas, diámetro de tallo, peso seco de raíz,
cuantificación de diámetro de fruto.
La cepa rizobacteriana FCA – Mixt a, promovió los mejores resultados en las
variables de estudio: peso fresco de tallo y follaje, peso fresco de planta,
volumen de raíz, cuantificación de rendimiento total en fruto.
Se considera imprescindible tratar de determinar el efecto de estos
microorganismos en otros cultivos, ya que pudieran presentar una
selectividad hacia un tipo específico de plantas donde los beneficios de estos
pudieren ser más trascendentales.
El uso de las rizobacterias PGPR no sólo se centra en la producción de
plántulas de buena sanidad, calidad y vigor pues al ser capaces de disminuir
el uso excesivo de insumos agrícolas como fungicidas, antibióticos y
fertilizantes químicos, se convierte en una alternativa biotecnológica más
64
cuya misión es minimizar los altos costos ecológicos, económicos y sociales
que los actuales procesos agroproductivos demandan para la satisfacción de
nuestras crecientes necesidades alimentarias.
65
VI. RECOMENDACIONES
En lo relacionado con el invernadero es necesario aumentar la altura del
plástico, ya que en temporadas de calor la temperatura aumento hasta los
45ºC.
Establecer un sistema de riego que favorezca el rendimiento del cultivo.
Realizar reinoculaciones de las rizobacterias en etapa de floración y amarre
de fruto para obtener mayor rendimiento de cosecha.
Monitorear plagas y enfermedades periódicamente en cada etapa fenológica
del cultivo.
Realizar podas para disminuir la pérdida de energía y obtener un mayor vigor
de la planta.
Establecer el cultivo de jitomate durante un año para cuantificar el
rendimiento total de cosecha.
66
VII. LITERATURA CITADA
Alba, H. R. 2004. “Rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal y su influencia
en el crecimiento y producción de chile choleño (Capsicum sp) en invernadero”.
Tesis de licenciatura. Programa educativo Ingeniero Agrónomo. Universidad
Veracruzana.
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