Manual para el cultivo del caballito de mar Hippocampus erectus
Anuncio
0 Tabla de contenido 1 2 3 4 Introducción ........................................................................................................................... 3 1.1 Regulación de la captura y comercio de caballitos de mar ............................................... 5 1.2 Acuacultura de Hipocampus spp ..................................................................................... 8 Generalidades del genero Hippocampus............................................................................... 12 2.1 Posición taxonómica ..................................................................................................... 12 2.2 Distribución y hábitat ................................................................................................... 13 2.3 Morfología general ....................................................................................................... 14 2.4 Reproducción ............................................................................................................... 15 2.5 Alimentación ................................................................................................................ 17 CAPITULO Hippocampus erectus ........................................................................................ 18 3.1 Generalidades .............................................................................................................. 18 3.2 Distribución y Hábitat ................................................................................................... 18 3.3 Reproducción ............................................................................................................... 19 3.4 Alimentación ................................................................................................................ 21 3.5 Cultivo .......................................................................................................................... 21 CAPITULO Zootecnia del caballito de mar Hippocampus erectus .......................................... 22 4.1 Reproductores .............................................................................................................. 22 4.1.1 Captura y traslado ................................................................................................. 22 4.1.2 Recepción de organismos...................................................................................... 23 4.1.3 Marcaje ................................................................................................................ 24 4.1.4 Sistemas de cultivo. .............................................................................................. 26 4.1.5 Rutinas de mantenimiento y limpieza ................................................................... 28 4.1.6 Alimentación......................................................................................................... 29 4.2 Cultivo de crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus .................................................. 31 4.2.1 Registro de nacimientos, conteo de crías .............................................................. 31 4.2.2 Sistemas de cultivo ............................................................................................... 32 4.2.3 Rutinas de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo de crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus .................................................................................................... 33 4.2.4 Alimentación......................................................................................................... 33 4.2.5 Parámetros fisicoquímicos .................................................................................... 34 1 5 CAPITULO Enfermedades..................................................................................................... 35 5.1 Aislamiento de organismos enfermos y medicación ...................................................... 35 5.2 Descripción del sistema de medicación ......................................................................... 35 Tabla 8 c - Exophthalmia ("Pop Eye") ....................................................................................... 39 Tabla 8 d – Burbujas de gas internas......................................................................................... 40 Tabla 8 f - Enfisema de la bolsa ................................................................................................ 42 Tabla 8 g – Erosión de la carne ................................................................................................. 43 Tabla 8 - Putrefacción del hocico ............................................................................................. 44 6 Anexos ................................................................................................................................. 45 7 Listado de referencias .......................................................................................................... 56 2 1 Introducción Actualmente, las poblaciones de caballitos de mar, principalmente en costas del Atlántico e Indo-Pacífico se encuentran amenazadas por diversos motivos, entre los que se encuentran a) la degradación de sus hábitats estuarinos, de pastos marinos, manglares y de corales; b) las capturas incidentales con las artes de pesca empleadas y c) la sobre explotación para su uso en la medicina tradicional china, el comercio para acuarios y como curiosidades (Bell 2003, McPherson 2004; Vincent, 2006, Planas, 2008). Debido a su particular forma de vida, que incluye la preñez de los machos, el cuidado parental largo, el nacimiento de pequeñas camadas, la monogamia estricta, la poca movilidad en un rango bastante reducido del lugar que habitan, con una alta fidelidad al sitio, así como su distribución dispersa, hacen que estas especies sean particularmente vulnerables a la disminución en sus poblaciones (Koldewey, 2010) Aunado a esto, los caballitos de mar habitan alrededor del mundo aéreas costeras someras en donde las perturbaciones antropogénicas suelen ser frecuentes y severas (Bell, 2003). La acuacultura de caballitos de mar se ha propuesto como una solución para solventar el problema de un comercio insostenible en donde se comercializan secos para el mercado de la medicina tradicional China, como curiosidades y vivos para adornar acuarios marinos (Koldewey, 2010). Sin embargo, es particularmente difícil cultivar estos organismos (principalmente en su etapa temprana de desarrollo) básicamente por la necesidad de una variedad de alimentos vivos así como por su vulnerabilidad a las enfermedades (Wilson, 1998; Koldewey, 2010). Los intentos de cultivar estas especies se han dado tanto a nivel experimental y piloto comercial como de producción a mayor escala. Estos últimos principalmente en países Asiáticos, Australia, Nueva Zelanda, el sur de África y Estados Unidos (Wilson, 1999). La mayoría de estas experiencias se basan en la captura de machos preñados, aunque se han reportado casos de nacimientos ocurridos a partir de copulas que se llevan a cabo en cautiverio. Existen pocos registros de casos en los cuales se haya cerrado el ciclo de cultivo (Wilson, 2000). Mejorar los protocolos de cría y cultivo de caballitos de mar podría ayudar a reducir la presión sobre las poblaciones silvestres, que ayuden a garantizar el número suficiente de ejemplares para su comercio. La investigación básica encaminada a resolver cuestiones relacionadas con estos aspectos también puede ayudar a facilitar el desarrollo de la acuacultura a pequeña escala por los pescadores de caballitos de mar, como una alternativa económica viable que sustituya la captura de organismos del medio natural (Wilson, 1999). 3 El presente manual tiene como objetivo presentar la información generada por el Programa de Investigaciones en Ecología y Cultivo de Especies Marinas de Ornato (PIECEMO) relacionada con el mantenimiento de reproductores y la cría de organismos recién nacidos y juveniles del caballito de mar H. erectus (Fig. 1), una de las 3 especies presentes en la Península de Yucatán. Se espera que los procedimientos para el mantenimiento y cultivo de hipocampos aquí descritos permitan ampliar y diversificar la actividad acuícola ornamental en México. Fig. 1 Crías y b) juveniles de H. erectus nacidos en las instalaciones del PIECEMO; c) reproductores (macho y hembra) colectados en la laguna de Chelem, Yucatán 4 1.1 Regulación de la captura y comercio de caballitos de mar Aun cuando el comercio de estas especies se incrementó significativamente en los años 80´s (Giles, 2006), los registros del comercio de caballitos iniciaron en 1993. Un par de años después (1995) se estableció que el mercado de estas especies era muy grande, económicamente importante y que amenazaba a las poblaciones silvestres. En ese año se comercializaron 20 millones de caballitos, y el número de países que se sabía estaban involucrados en este comercio se elevó de 32 a 75 (McPherson, 2004). Aunque existe poca información al respecto de los cambios en cuanto a las poblaciones, existe evidencia indirecta, a menudo información anecdótica, de pescadores, comerciantes y vendedores que indican que las poblaciones han decaído. Se reporta además que a la par de la disminución de las capturas, también ha disminuido la talla de los reproductores (McPherson 2004, Vincent, 2006). Actualmente las 36 especies de caballitos de mar que está descritas se encuentran en la lista roja de la IUCN. De estas, 28 están registradas como carentes de datos, 7 como vulnerables y 1 en peligro debido a la captura directa o incidental y la degradación de su hábitat principalmente (Foster y Vincent, 2004; www.redlist.org, 2011). Desde el año 2004, el género completo de Hippocampus se encuentra enlistado en el Apéndice II de la Convención Internacional en Comercio de Especies de Fauna y Flora Silvestres en Peligro (CITES), organismo que además regula el comercio internacional de caballitos de mar al ser el principal órgano de colaboración que lleva a cabo esfuerzos para el uso sostenible de estas especies (CITES, 2002; www.cites.org; Vincent, 2006) Entre los acuerdos descritos el Apéndice II se requirió a los 169 países que forman parte de la Convención a vigilar el comercio internacional de las especies a través de permisos de exportación. Por otra parte, se determinó que los países que exportan estarían obligados a asegurar que su comercio no fuera en detrimento de la sobrevivencia de las especies en el medio natural. Así mismo, los países involucrados deben de preocuparse acerca de cómo determinar el impacto del comercio en las poblaciones silvestres (McPherson, 2004; Vincent, 2004). Foster et. al (2005) propusieron además regular la talla mínima de comercio a 10 cm de por lo menos 15 de las 33 especies que conforman el género Hippocampus, con el fin de que la captura sea hecha después de que los organismos se hayan reproducido, medida que fue adoptada por la Convención y que actualmente se encuentra vigente. Los principales importadores de hipocampos secos son China, Thailandia, India y Filipinas (Ortega, 2006) seguidos de Hong Kong y Taiwán; En 1999 Lourie et. al 2004) reportó que en ese año el consumo anual de Asia se calculaba en 45 toneladas, lo que significa 16 millones de ejemplares (a razón de unos 2,8 g por ejemplar). En la Tabla 1 se presentan los costos de caballitos de mar cultivados y capturados del medio natural en base a su tamaño. 5 Tabla 1 Costos de algunas especies de caballitos de mar. Se incluyen las tallas disponibles y el precio en dólares americanos para el 2013 (empresas dedicadas al comercio de especies de ornato disponibles en paginas web) Nombre común Nombre científico Medida US$ Páginas web 2013 Caballito listado Caballito manchado Hippocampus erectus Hippocampus kuda Caballito del Pacifico Hippocampus ingens Caballito de hocico largo Hippocampus reidi Pequeño (2 – 3 ½”) 59. 991 Mediano (3 ½ -5 ½”) 69.991 Pequeño 2 - 3” 139.983 Hembra pequeña (2 – 2 ½ ) 79.99 Hembra mediana (2 ½ - 3) 89.992 Hembra grande (3 – 4”) 99.992 Macho pequeño (2 – 2 ½ ) 89.992 Macho mediano (2 ½ - 3) 99.99 Macho grande (3 – 4”) 119.992 s/ s 3 – 6” 97.983 www.freshmarine.com Mediano 99.993 www.liveaquaria.com Hembra pequeña (1 ½ - 2”) 109.994 Hembra mediana (2 – 3”) 119.994 Hembra grande (3 – 4”) 129.994 Hembra extra grande (4 – 5”) 149.994 6 2 www.liveaquaria.com www.freshmarine.com //www.liveaquaria.com 2 www.liveaquaria.com Caballito kuda Gran Caballito 1 Hippocampus kuda Hippocampus kelloggi 4 Macho pequeño (1 ½ - 2”) 119.99 Macho mediano (2 – 3”) 129.994 Macho grande (3 – 4”) 149.99 Macho extra grande (4 – 5”) 169.994 Amarillo (2 – 3”) 109.991 Negro (2 – 3”) 49.991 2-3“ 79.903 www.petco.com Hembra pequeña (2 – 21/2”) 79.992 www.liveaquaria.com Hembra mediana (2 ½ - 3”) 89.992 Hembra grande (3 – 4”) 99.992 Macho pequeño (2 – 21/2”) 89.992 Macho mediano (2 ½ - 3”) 99.992 Macho grande (3 – 4”) 109.992 s/s Mediano (2 – 4”) 39.99 s/s Mediano (1 ½ - 2”) 39.99 Chico (1.5 – 2.5”) 27.995 4 1 www.petco.com 5 Mediano (2.5 – 3.5”) 31.99 Grande (3.5 – 4.5”) 35.995 Cultivados en Sri Lanka; 2Cultivados en Australia; 3Cultivados en Brasil; 4Capturados de medio natural; s/s sin sexo especificado 7 1.2 Acuacultura de Hipocampus spp El cultivo de los caballitos de mar inició en la década de los 70´s, y veinte años después, esta actividad seguía plagada de problemas principalmente en los aspectos de alimentación y control de enfermedades. A inicios del año 2000 se registró una expansión considerable del número y tamaño de sitios de operación, así como del número de especies cultivadas. Aunque esto contribuyó a satisfacer el comercio de hipocampos para acuarios, no fue así para satisfacer el de la medicina tradicional China. Recientemente Koldewey (2010) reportó que la mayor parte de las experiencias de cultivo de caballitos de mar en países en desarrollo está basado en operaciones a pequeña escala en donde se emplea poco personal. Aunque aun se enfrentan problemas técnicos (alimentación y enfermedades), algunas de estas experiencias en la actualidad pueden abastecer el mercado de la acuarofilia con éxito. Este autor señala que todavía la viabilidad económica de esta actividad sigue siendo una preocupación, principalmente debido a la diferencia de costos de animales cultivados con relación al precio en el mercado de los organismos capturados. La acuacultura de caballitos de mar a gran escala, para abastecer el mercado de la medicina tradicional China, esta aun en vías de convertirse en una actividad económicamente viable. Los caballitos de mar se han cultivado desde los años 1970´s principalmente en China, incrementándose el interés en la década de los 1990´s, cuando los principales países productores eran Australia, Brasil y China. Una década después la mayor cantidad de operaciones de cultivo se encontraban en Estados Unidos, Australia, Nueva Zelanda, Irlanda y Sri lanka (Vincent, 2006; Job, 2006). Actualmente tanto caballitos de agua templada como tropicales son cultivados. Los tropicales incluyen a las especies H. barbouri H. subelongatus, H. fisheri, H. fuscus, H. histrix, H. ingens, H. kuda, H. mohneki, H. reidi, H. comes, H. reidi, e H. trimaculatus. En tanto que, las principales especies templadas cultivadas son H. abdominalis, H. breviceps, H. capensis, H. whitei e H. zosterae. Recientemente se iniciaron experiencias de cultivo en países Europeos con H. guttulatus e H. hippocampus (Vincent, 1996, Planas, 2008; Zhang, 2011) En la Fig. 2 se presentan algunos ejemplos de especies de caballitos de mar cultivadas. 8 Fig. 2 Especies de hipocampos cultivadas actualmente a) H. hippocampus b) H. guttulatus c) H. kuda, d) H. ingens; e) H. abdominalis, f) H. whitei 9 En el golfo de México y Mar Caribe se encuentran 3 especies de caballitos de mar, todas ellas con potencial de cultivo. (Fig. 3). En la Tabla 2 se presentan datos ecológicos y biológicos de estas especies así como el estatus en el que se encuentran en la Lista roja de La IUCN. Fig. 3 Especies del Golfo de México y Mar Caribe con potencial para su cultivo a) H. reidi; b) H. zosterae; c) H. erectus 10 . Tabla 2 Especies de caballitos de mar presentes en el Golfo de México y Mar Caribe con potencial de cultivo sustentable. Se incluyen datos biológicos y ecológicos Nombre Científico (nombre común) Distribución Tamaño max. (cm) Hábitat Biología reproductiva Estatus Lista Roja IUCN Referencias Hippocampus Zosterae En las Bermudas, el sur de Florida (USA), Las Bahamas y el Golfo de México 5 Viven en zonas someras (2 m); asociados a pastos marinos, especialmente con Zostera. Machos más fieles al sitio que hembras Ovovivíparos; Talla de maduración: 2.1 cm; Desarrollo embrionario a cargo de los machos Datos deficientes www.fishbase.org Desde Carolina del Norte (USA), las Bermudas, Bahamas hasta Brasil (Santa Catarina) 17.5 Marinos y de agua salobre; asociados a arrecifes, se les encuentra en pastos marinos y usualmente en gorgonias; no migratorios; profundidades de 0 a 55 m Ovovivíparos; Talla de maduración: 8 cm; Desarrollo embrionario a cargo de los machos Datos deficientes; Comercio internacional monitoreado a través de licencia (CITES, 2004). Talla mínima de captura: 10 cm www.fishbase.org Desde Nueva Escocia (Canadá) a través del Golfo y el Caribe mexicano, Panamá, Venezuela y hasta Brasil (Rio de Janeiro) 19 Viven en zonas someras y algo profundas (0-70 m); asociados a pastos marinos y arrecifes No migratorios (alta fidelidad al sitio) Ovovivíparos: Talla de maduración: 6.3 cm: Desarrollo embrionario a cargo de los machos Vulnerable Comercio internacional monitoreado a través de licencia (CITES, 2004). Talla mínima de captura: 10 cm www.fishbase.org Caballito enano Hippocampus reidi Caballito hocico largo Hippocampus erectus Caballito listado 11 2 Generalidades del genero Hippocampus 2.1 Posición taxonómica Los caballitos de mar comprenden un solo género (Hippocampus) de la familia Sygnathidae, la cual incluye también a los peces pipa y a los dragones de mar (Fig. 4). Reino: Animalia Phylum: Cordado Subphylum: Vertebrado Superclase: Osteichthyes Clase: Actinopterygii Subclase: Neopterygii Infraclase: Teleosteo Superorden: Acanthopterygii Orden: Gasterosteiformes Suborden: Syngnathoidei Familia: Syngathidae Subfamilia: Hippocampinae Género: Hippocampus Fig. 4 Representantes de la familia Sygnatidae a) peces pipa; b) peces dragón c) caballitos de mar. 12 2.2 Distribución y hábitat Los caballitos de mar son peces teleósteos que habitan aguas poco profundas (<30 m) en regiones tropicales y templadas. Su rango se extiende desde los 52° latitud N a los 45 – 50° S, la mayor cantidad de especies se encuentra en el Atlántico Oeste o en la región del Indo-Pacifico (Foster y Vincent, 2004; Wilson, 2000). En la Fig. 5 se presenta la distribución de especies representativas del Pacífico, Atlántico e Indo-pacifico. Fig. 5 Distribución de H. ingens en el Pacifico; H. guttulatus en el Atlántico e H. kuda en el Indo-Pacífico Todos los caballitos de mar son marinos o estuarinos. Las especies que habitan zonas templadas habitan en zonas con sustrato suave, generalmente pastos marinos y macroalgas (Curtis y Vincent 2006; Martin-Smith y Vincent 2005), mientras algunas de las especies de zonas tropicales viven asociadas a arrecifes con corales esponjas y algas (Perante et al. 1998) (Fig. 6). Debido a su desplazamiento limitado, los caballitos requieren sujetarse de estructuras sumergidas por lo que su distribución y abundancia está fuertemente asociada a la presencia de estas. La densidad de los caballitos de mar en el medio es muy baja y su distribución se presenta en parches, con densidades tan bajas como 0.007 a 0.51, 1 organismo m2, o agregaciones de hasta 1.5 organismos /m2. La mayoría de las especies parece tener cierta fidelidad por su espacio, especialmente en la temporada de reproducción (Wilson, 2000). Fig. 6 Sustratos característicos de los caballitos de mar 13 Morfología general Los caballitos de mar poseen una forma inusual, fácilmente distinguibles de otros peces aunque son relativamente similares entre las especies de su mismo género. El cuerpo es curvo y se encuentra comprimido lateralmente; su cabeza está inclinada, casi en ángulo recto con el cuerpo, y es móvil en un plano vertical. El cuerpo está dividido en tres regiones: cabeza, tronco y cola prensil (Fig. 7). Tienen pocas aletas sin costillas. No poseen escamas y en su lugar presentan un esqueleto externo el cual está conformado por anillos anulares óseos (escudos óseos) (Lourie, 2003). Nadan en posición vertical, propulsándose con la aleta dorsal y estabilizándose con las aletas pectorales (Consi et al., 2003). Fig. 7 Morfología externa de caballitos de mar. Cabeza, tronco y cola (Lourie, 2008) El género Hippocampus lo comprenden cerca de 36 especies que presentan tallas tan pequeñas como las del caballito pigmeo H. bargibanti con 20 mm de altura total, hasta aquellas que se registran en el caballito del Pacífico H. ingens (talla máxima de 190 mm) o el barrigón H. abdominalis que llega a medir hasta 320 mm. Los colores suelen oscilar entre el negro, marrón, gris, verde, amarillo, naranja y rojo. Sin embargo, la coloración no es fija y se modifica debido diversos factores, tales como la dieta, la temperatura, la calidad del agua y distintos estímulos del medio (Foster y Vicent, 2004). 14 Las especies de este grupo particular de peces, presentan un dimorfismo sexual incipiente, el cual solo consiste en la posición de las aberturas genital y anal. El macho posee una estructura donde incuba los huevos comúnmente llamada marsupio, y que está localizada en la región abdominal (Foster y Vincent 2004) (Fig. 8). Fig. 8 Dimorfismo sexual entre machos y hembras 2.3 Reproducción En la familia Sygnathidae, son los machos y no las hembras, quienes cuidan de los embriones durante su desarrollo. Algunas especies de peces pipa presentan una inversión en los roles sexuales con las hembras compitiendo por los machos, y estos quienes seleccionan a las primeras. En el caso de los hipocampos, aun cuando son los machos los que proveen cuidado parental en el marsupio, no hay inversión en los roles sexuales y son los machos los que compiten por el acceso a las hembras (Naud, 2008). El indicador de la madurez sexual, en los machos es la presencia de un marsupio completamente desarrollado, lo cual coincide con la presencia de testículos desarrollados. (Boisseau 1967 citado por Curtis y Vincent 2006). Sin embargo, es importante mencionar que, un marsupio bien desarrollado no indica necesariamente la madurez gonádica (Thangaraj et al. 2006). En el caso de las hembras los métodos para determinar la primera madurez incluyen, la talla de la hembra en la que aparecen los ovarios (Kanou y Kohno 2001), la hembra más pequeña con huevos hidratados (Nguyen y Do 1996) y la hembra más pequeña que haya transferido huevos (Cai et al. 1984). Anteriormente se creía que los huevos eran fecundados dentro del marsupio a a través de un conducto interno. Sin embargo, estudios recientes señalan que durante la cópula, la hembra transfiere los huevos ricos en vitelo al marsupio del macho, y éstos son fertilizados mientras ingresan al marsupio verificándose la fecundación externa (Watanabe y Watanabe, 2000; Van Look et al., 2007). Después del apareamiento el macho sella el orificio del marsupio y asegura la paternidad de la descendencia (Stolting y Wilson 2007). 15 Estudios realizados con H. kuda han demostrado que la fertilización de los huevos de las hembras se lleva a cabo de forma externa. Los espermatozoides recorren una cierta distancia fuera del macho (> 4 mm) alcanzando los huevos justo antes de ingresar en el marsupio. Este proceso ocurre en un tiempo no mayor a los 6 segundos. El marsupio del macho se cierra inmediatamente después del apareamiento (Fig. 9) (Van Look et al, 2007) evitando la entrada de agua de mar. a) 0-9 s b) 10-16 s c) 17 s Fig. 9 Secuencia de apareamiento de H. kuda. El tiempo señalado arriba de cada imagen demuestra la duración de cada etapa en donde: a) el opérculo de la bolsa permanece abierto; b) se lleva a cabo la transferencia de gametos; c) la bolsa se cierra. Tanto el macho como la hembra presentan evidencias visibles de haber copulado, dado que el abdomen de la hembra disminuye (durante la hidratación de los huevos previo a la cópula, el abdomen femenino se ensancha), en tanto que el marsupio del macho se infla (Vincent y Sadler, 1995) 16 2.4 Alimentación Referente a la alimentación, los caballitos son depredadores que acechan a sus presas, generalmente pequeños invertebrados móviles (Texeira y Musick 2000; Kendrick y Hyndes 2005). La dieta varía entre juveniles y adultos (Teixeira y Musick 2000). Mientras que las diferencias de alimentación entre sexos no existen en la dieta natural (Wood 2007), la frecuencia con la que los machos preñados se alimenta es mayor a la de los machos vacíos (Felício et al. 2006). 17 3 3.1 CAPITULO Hippocampus erectus Generalidades H. erectus se encuentra entre las especies más comercializadas, especialmente para acuarios ornamentales, como artesanías y en la medicina tradicional China. Es capturada incidentalmente en las pesquerías de camarón y otras en Florida, México, América Central y Sudamérica. También se ha visto afectada por la degradación de su hábitat ya que a menudo este se encuentra en zonas densamente pobladas por el hombre y están expuestos a la contaminación (www.iucnredlist.org). En la etapa adulta H. erectus alcanza una talla máxima de 19.0 cm (Lourie et al., 1999), en tanto que la talla de madurez está estimada a los 6.3 cm. En general, machos y hembras tienen altura total (AT) similar, aunque las proporciones de ciertas partes del cuerpo difieren de un sexo al otro (Lourie et al., 2004; Curtis y Vincent, 2006). 3.2 Distribución y Hábitat Se distribuye en la costa oeste del Atlántico, desde el sur de Nueva Escocia en Canadá, a lo largo de toda la costa este de Estados Unidos, México, el Caribe y Venezuela, existen registros de esta especie hasta las Guyanas, Brasil, Uruguay y Argentina (Foster y Vincent, 2004 Lourie et al., 2004). Por su amplia distribución, es considerada una especie capaz de tolerar amplios rangos de temperatura (5 a 29.0) °C y salinidad (10 a 36.6 ups) (Teixeira y Musick, 2001; Fig. 10). Fig. 10 Distribución del caballito de mar listado H. erectus 18 Hippocampus erectus habita aguas someras donde la vegetación es abundate, aunque también se encuentra en aguas más profundas (hasta 70 m) en. Esta especie es común en zonas costeras, lagunas y estuarios donde abundan las praderas de Thalassia spp, Zoostera spp y Sargasum spp. En la localidad de Chelem, H. erectus se encuentra generalmente en fondos en los que prediminan pastos marinos como Halodume spp., Syringodium spp., y algas como la Dasycladus spp., y Halimeda spp (Jiménez, 2012; Morales, datos no publicados) Fig. 11 Hábitat característico de H. erectus 3.3 Reproducción Las hembras de H. erectus presentan desarrollo sincrónico (Teixeira y Musick, 2000) y son desovadoras por lotes (Selman et al., 1991; Poortenaar et al, 2004), El marsupio de los machos proporciona a los embriones protección, una correcta oxigenación, osmoregulación, y permite que los desechos embrionarios sean removidos a través de la sangre del macho (Carcupino et al., 2002; Stolting y Wilson, 2007). La temporada reproductiva de H. erectus varía con la latitud, y depende directamente de la luz, la temperatura y la disponibilidad de alimento (Bye, 1984; Lin et al., 2006; Foster y Vincent, 2004), En el medio natural la época de reproducción varía con la localidad, en algunas regiones inicia en abril y se mantiene a lo largo del año. En la Laguna de Chelem, se encuentra un mayor número de machos preñados en la temporada de nortes, cuando las temperaturas descienden cerca de los 18 °C (Jiménez, 2011). 19 En esta especie, se ha reportado que los machos a los 4 meses han desarrollado la bolsa incubadora y son capaces de reproducirse. Scarratt (1996) reportó un comportamiento reproductivo a los 10 meses de edad. La gestación dura entre 12 y 22 días, con algunas variaciones asociadas a la temperatura del agua principalmente. Periodos de gestación mas cortos, de hasta 11-14 días se han registrado. Algunos autores han observado que al cuarto día después del parto, los machos inician nuevamente sus conductas de reproducción (Martínez, 2005, Lin et al., 2008b), sin embargo, cuando se encuentran en grupos con varias hembras, los machos muestran una intensa actividad de cortejo aun recién paridos (obs pers. M. Mascaró) Experimentos de laboratorio mostraron que los roles sexuales permanecen convencionales ante alteraciones incluso extremas (1:3 vs 3:1, H:M) de la proporción sexual. Manteniéndose constante la densidad de individuos en los acuarios, los machos cortejan a las hembras y éstas se limitan a responder a los machos, aparentemente siguiendo pulsos de disponibilidad reproductiva (Muñoz, 2012). Así mismo, experimentos demostraron que los comportamientos de competencia entre individuos de mismo sexo son poco frecuentes (incluso en densidades altas y con mayor proporción de machos) y se presentan principalmente entre machos (Flores, 2012, Muñoz, 2012). Las evidencias experimentales con esta especie hasta ahora indican que durante la formación de parejas no hay una preferencia por individuos de mayor tamaño, ni por aquellos con los que existía una familiaridad previa (Flores, 2012; Silva, datos no publicados). Sin embargo, existen indicios de una disminución en la frecuencia y latencia de algunos comportamientos de cortejo conforme aumenta el tiempo que una pareja permanece junta. Las observaciones sobre los elementos que constituyen el cortejo han mostrado que este no está exento de cierta complejidad basada en una estructura temporal. Así, hay una serie de comportamientos que ocurren en los primeros días de encuentro entre los individuos (seguir, acercamientos, cambios de coloración, etc.), y otros que se van presentando conforme el tiempo avanza. La persistencia de ciertos comportamientos que anticipan la cópula en el tercer día de encuentros (bombeo y contracciones del marsupio, por parte de los machos, y apuntar el hocico hacia la superficie, por parte de las hembras; Muñoz, 2012; Silva, datos no publicados), hace pensar que detrás del cortejo subyace un complejo sistema de comunicación entre los individuos que asegura la sincronía necesaria para una cópula exitosa. En el contexto de poblaciones poco densas, es posible que dicha sincronía constituya una ventaja reproductiva importante (Jiménez, 2012; Muñoz, 2012). La fertilidad en esta especie también varia dependiendo de la localidad. Lockwood (1867) reporto más de 1000 crías dentro de la bolsa. Böhlke (1992) encontró entre 250 y 400 20 huevos, en tanto que Texeira (2000), reportó una fertilidad de más de 1000 huevos en especímenes grandes en la laguna de Chesapeake (126 mm de altura total) 3.4 Alimentación En el medio natural H. erectus mantiene una dieta variada, dominada por anfípodos, decápodos y mysidaceos. Texeira (2000) encontró que los anfípodos (gamaridos y caprelidos) son la presa más importante para juveniles, pre-adultos y adultos de H. erectus de mar en tanto que los copépodos lo fueron para los recién nacidos. 3.5 Cultivo Los esfuerzos en la investigación para el cultivo del caballito de mar H. erectus se han enfocado en los efectos de diferentes tipos de alimentos y regímenes de alimentación, asíhy como a los factores ambientales (temperatura, salinidad, intensidad de luz, fotoperiodos) que determinan el crecimiento y sobrevivencia. En la actualidad, si bien hay un gran avance en cuanto a las técnicas de cultivo, la variación en la sobrevivencia de los juveniles sigue siendo alta. En H. erectus, se puede obtener una sobrevivencia arriba de 70% al día 60 de cultivo en algunas camadas, mientras que otras registran una mortalidad de casi el 100% al día 20 bajo las mismas condiciones de cultivo (Zhang, 2011). La producción de estos organismos es posible siguiendo técnicas de cultivo basadas en el uso de alimento vivo. Durante los primeros dos meses de vida, la dieta principal de los organismos cultivados generalmente se basa en artemia (nauplios y metanauplios enriquecidos) y copépodos. Cuando juveniles y adultos los organismos son alimentados con mysidáceos, anfípodos mysis de camarón y artemia adulta enriquecida, estos organismos se proporcionan vivos o congelados (Wilson 2006; Koldewey y Smith, 2010). 21 4 CAPITULO Zootecnia del caballito de mar Hippocampus erectus 4.1 4.1.1 Reproductores Captura y traslado Es importante que, siempre que las condiciones de visibilidad en el sitio de colecta lo permitan, las capturas se lleven a cabo a través del buceo con esnorquel colectado a los organismos con la mano después de haber sido localizados desde la embarcación. De esta forma se evita que permanezcan mucho tiempo en las redes. Cuando las condiciones no sean buenas, otras artes de pesca pueden ser utilizadas. Una de ellas es la red tipo chinchorro (Vegas-Cendejas, 2004). El chinchorro utilizado tiene una longitud de 50 m y una luz de malla de 1.4 cm, conformado por un paño y un copo en el centro. El paño es arrastrado normalmente por dos personas cubriendo una distancia de 50 m (~ 2500 m2), misma que se recorre en un tiempo no mayor a 15 mins (Fig. 12a) Una vez que se revisa el copo, los organismos capturados se llevan a la embarcación. Fig. 12 Captura y traslado de reproductores de caballitos de mar. a) Arrastre del chinchorro para la captura de reproductores de H. erectus; b) Traslado de los organismos en bolsas plásticas colocadas dentro de una hielera . Una vez en la embarcación los organismos deben colocarse en bolsas plásticas con agua de la laguna y aireación provista a través de difusores conectados a una bomba portátil de pilas. Las bolsas se colocan dentro de una hielera para el traslado al laboratorio (Fig. 12b). Para reducir el estrés de los organismos se recomienda colocar pastos naturales o artificiales (estructuras hechas de rafia suave) para que los organismos puedan sujetarse a ellas durante el transporte hasta que llegan a su destino definitivo. 22 4.1.2 Recepción de organismos En el momento en que los organismos llegan a las instalaciones, estos deben colocarse un nuevo contenedor plástico con agua de mar pasada por luz ultravioleta, al momento de sacarlos de las bolsas de transportación. Ahí, estos deben observarse cuidadosamente para evaluar el estado general de los organismos, detectar posibles signos de enfermedad (parásitos, piel levantada, llagas, ulceraciones o despigmentación en la piel). Todas las observaciones de los organismos deben ser anotadas en la bitácora de registro junto con la longitud y peso de cada organismo recién ingresado (Anexo 1). A partir de ese momento da inicio al protocolo de cuarentena el cual involucra tratamientos para parásitos externos (formalina al 25 %), internos (desparasitante comercial), antibióticos (solo en casos necesarios), y el inicio de la alimentación con artemia adulta enriquecida con vitaminas y DHA´s según lo especifica la Tabla 3. En el Anexo 2 se describen todos los protocolos de cuarentena empleados por nuestro programa. Tabla 3 Esquema general de los procedimientos de cuarentena aplicados a los reproductores de H. erectus Tratamiento / Día 1) Parásitos externos (tratamiento formol) 2) Parásitos internos (desparasitación) 3) Inmunoestimulación 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16-40 (vitaminas complejo B y C) 4) Enriquecimiento (DHA Super Selco) sin recirculación con recirculación La alimentación con artemia adulta enriquecida y anfípodos se recomienda a partir del segundo día del ingreso de los organismos. Así mismo es recomendable mantener a los organismos en observación cuidadosa durante el periodo de cuarentena de cuarentena. Se recomienda colocar un organismo por pecera, con el fin de poder determinar si estos aceptan bien el alimento que se les ofrece antes de ser colocados en las peceras de mantenimiento, que pueden contener más de un individuo. 23 4.1.3 Marcaje Una vez que se llevan a cabo los tratamientos de cuarentena, los organismos que estarán involucrados en programas de seguimiento o experimentación pueden ser marcados con un código de identificación (ID) especifico para cada uno. El código utilizado en nuestro programa consiste en la combinación de tres cuentas vidrio (chaquiras) de distintos colores (existe un color diferente del 0 al 9; Fig. 13a), las cuales son colocadas dentro de un collar hecho monofilamento de 100% nylon. Es importante que el nylon sea del grueso adecuado para que los dos extremos del collar pasen por el centro de cada cuenta (Fig. 13b). Fig. 13 Marcaje de reproductores de H. erectus a) Código de colores b) collar con marca Una vez armado el collar, se coloca en el caballito y con ayuda de un encendedor se queman juntos los extremos del hilo para evitar que las cuentas de vidrio se salgan. Se debe tener precaución de que el largo del collar sea el adecuado para, por un lado evitar que este apriete al organismo y se encarne causando lesiones, y por otro, evitar que un collar demasiado grande pueda llegar a atorarse en estructuras de las peceras y salirse o lastimar al organismo. Esta forma de marcación y colocación permite aflojar o apretar, según se requiera, el largo del collar. La forma de leer el código de colores se muestra en la Fig. 14. Las centenas se ubican en la cuenta cercana al cuerpo del organismo al organismo, la decena en el medio y la unidad en el extremo opuesto. 24 Fig. 14 Lectura del código de identificación 25 4.1.4 Sistemas de cultivo. 4.1.4.1 Cuarentena En el área donde se lleva a cabo el programa, se encuentran habilitados dos sistemas de cuarentena los cuales pueden trabajar en recirculación o pueden ser sistemas cerrados, dependiendo de la etapa de la cuarentena (Fig. 15). Al inicio se requiere que los organismos se mantengan en las peceras sin flujo de agua, como se muestra en la Tabla 3. Los primeros días se llevan a cabo recambios parciales de agua dependiendo del tratamiento que se esté aplicando. Una vez que se requiere la recirculación, las llaves de agua de las peceras se abren y permiten que esta se lleve a cabo. Fig. 15 Sistemas de cuarentena para la recepción de reproductores de H. erectus Cada sistema está constituido de 12 peceras de vidrio de 11 L de agua cada una, la salida de agua se encuentra en la parte posterior y desemboca en un reservorio de agua de aprox. 50 L de capacidad en el cual se ubica un filtro mecánico (filtro de bolsa) de 25 μm y un filtro biológico (arena, biobolas, fragmentos de roca viva) para ayudar a mantener los parámetros fisicoquímicos en los rangos establecidos para esta especie. 26 4.1.4.2 Mantenimiento Se cuenta con un total 6 sistemas de recirculación para el mantenimiento de los reproductores de H. erectus (Fig. 16). Cada sistema consta de 6 peceras de vidrio con un volumen cercano a los 100 L cada una (50 cm largo x 28 cm ancho x 71 cm alto). De la misma forma, los 6 acuarios de cada sistema se encuentran conectados a un reservorio general con un volumen aproximado a los 145 L (71 de largo x 51 de ancho x 40cm de alto). Fig. 16 Sistemas de mantenimiento de reproductores de H. erectus Con el fin de mantener la calidad de agua en estos sistemas se cuenta también con un sistema de filtración mecánica (filtro de bolsa de 25 μm) que ayuda a retener los residuos de alimento y desechos, un filtro biológico (arena, biobolas, fragmentos de roca viva) (Fig. 17). En caso de ser necesario se coloca adicionalmente un fraccionador de proteínas. 27 Fig. 17 Reservorio y sistema de filtración biológica y mecánica. 4.1.5 Rutinas de mantenimiento y limpieza El personal involucrado en el mantenimiento de caballitos de mar y de sus sistemas de cultivo, debe realizar una serie de rutinas diarias y otras con una periodicidad semanal o quincenal. Estas actividades se describen a continuación. 4.1.5.1 Rutinas diarias 1) Revisión constante del correcto funcionamiento de la bomba de recirculación y de los niveles de agua en el reservorio de cada sistema. 2) Alimentación tres veces al día (9:00 am, 2:00 pm y 7:00 pm) 3) Revisión constante del correcto funcionamiento de (los) equipo (s) conectados en cada sistema funcionando (enfriadores, calentadores, fraccionadores de proteínas, controlador de fotoperiodo o “timer”). 4) Limpieza de los filtros de salida de agua con ayuda de un cepillo pequeño con el fin de retirar los restos de alimento que habitualmente se acumulan. 5) La extracción diaria mediante sifon de los residuos de alimento y los desechos de los organismos que se depositan en el fondo de las peceras. 28 4.1.5.2 Rutinas semanales o quincenales 1) Limpieza de las peceras, de los filtros de salida, los pastos artificiales y el cambio del filtro de bolsa1 . 2) Toma y registro de parámetros fisicoquímicos. 1 El filtro de bolsa se cambia sin excepción el día de la limpieza del sistema, sin embargo, si los desechos se acumulan y tupen el filtro durante la semana, es necesario retirarlo y cambiarlo cuantas veces sea necesario (2 a 3 veces a la semana) 4.1.6 Alimentación En la Tabla 4 se muestra el esquema de alimentación propuesto para los reproductores de H. erectus. Siempre se debe considerar dar el primer alimento propuesto en la tabla, y solo si no hay este, entonces se alimenta con la segunda, o bien, con la tercer opción señalada en la tabla. Los protocolos para el enriquecimiento de la Artemia adulta (AA) con vitaminas o ácidos grasos se presentan en el Anexo 2 (procedimientos número 3 y 4 respectivamente). Tabla 4 Esquema de alimentación de reproductores de H. erectus. LUNES 6:00 pm* 1 MIERCOLES JUEVES VIERNES SABADO DOMINGO Anfipodos o AA viva (sin enriquecer) o artemia congelada1 10:00 am 2:00 pm MARTES AA enriquecida AA vitaminada AA enriquecida AA vitaminada AA enriquecida AA enriquecida AA enriquecida 1 AA viva enriquecida o anfípodos o artemia congelada solamente en caso de no haber artemia viva o anfípodos se suministra artemia congelada En el caso de los reproductores, cada dos meses se lleva a cabo el registro del peso (g) del total de los organismos que se encuentran en el área, para hacer el ajuste de la ración diaria de Artemia adulta. Esta ración está establecida entre 8 y 10 % del peso corporal promedio de los reproductores, y es dividida en tres alimentaciones por día. Es recomendable que la ración diaria puede disminuirse o incrementarse dependiendo de las observaciones directas hechas al respecto del apetito de los organismos. La alimentación de los organismos y las rutinas diarias de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo se registran en el formato correspondiente (Anexo 4). 29 Se recomienda que los parámetros fisicoquímicos de temperatura y salinidad sean registrados cada dos días, mientras que los nitritos, nitratos y amonio sean evaluados cada 8 o 15 días en los sistemas de cultivo. La temperatura se mide con ayuda de termómetros de mercurio. La salinidad sea medida a través de un refractómetro compensado (SR5-E) y el resto de los parámetros pueden medirse a través de técnicas colorimétricas (kits marca Hagen, Tetra, etc). En la Tabla 5 se presentan los parámetros fisicoquímicos que se recomiendan para el cultivo de caballitos de mar de la especie H. erectus. En el Anexo 3 se presenta el formato de registro correspondiente. Tabla 5 Parámetros fisicoquímicos para el cultivo de los reproductores de H. erectus. Temperatura (°C) Salinidad pH Nitritos (mg/L) Nitratos (mg/L) Amonio (mg/L) 25 ± 1 35 ± 1 8.2 ≤ 0.3 ≤ 12.5 0 30 4.2 Cultivo de crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus 4.2.1 Registro de nacimientos, conteo de crías Tras haber pasado por el periodo de cuarentena, los reproductores preñados que llegan al área deben ser colocados en los sistemas de mantenimiento y observados diariamente para detectar el momento en el cual inicia el nacimiento de las crías. Temprano el día del nacimiento los organismos normalmente presentan mucha actividad en la pecera, comienza a abrirse el orificio del marsupio y conforme se acerca el momento del alumbramiento la actividad aumenta hasta que dan inicio las contracciones, durante las cuales los organismos recién nacidos son expulsados. Este proceso puede durar varias horas, por lo cual es necesario esperar a que el reproductor termine el alumbramiento. Esto se identifica en el momento en el que la actividad cesa, el reproductor queda quieto agarrado de la cola a las estructuras de la pecera y el marsupio queda flácido. Sin embargo es importante mencionar que, en ocasiones, algunas crías no son expulsadas junto con la mayoría y puede presentarse el alumbramiento de pocas de ellas (incluso una o dos) el día anterior e incluso uno o dos días después. Cabe hacer mención que, si la actividad previa al nacimiento se detecta entrando la tarde, será necesario retirar a los otros reproductores que se encuentren compartiendo la pecera con el organismo que va a parir en el transcurso de la tarde o noche. Una vez que se haya registrado el nacimiento de la mayor parte de los organismos, estos deben retirarse de la pecera en donde nacieron. Esto puede hacerse empleando un bote plástico pequeño que pueda ser introducido en la pecera, una red de malla suave o incluso con ambos, puesto que el alto de las peceras de mantenimiento puede dificultar sacar a los organismos que se encuentren en el fondo. Conforme los organismos se van retirando se van contando para llevar a cabo el registro correspondiente. Es necesario también registrar el código de identificación del reproductor que parió; en el caso de que se registren nacimientos de crías a partir de la copula de una pareja establecida se deberá anotar el ID del macho y de la hembra. 31 4.2.2 Sistemas de cultivo Para llevar a cabo la cría de los organismos recién nacidos se emplea un sistema de recirculación con peceras de vidrio de 11 L similar al que se emplea en la cuarentena (Fig. 18), el cual posee un reservorio que mantiene sistemas de filtración mecánica y biológica de la misma forma a los descritos para los reproductores. Fig. 18 Sistema de cultivo para crías de H. erectus Dependiendo de la disponibilidad de espacio y únicamente si es necesario, las crías pueden ser trasladadas a las peceras de 100 L una vez que alcanzan los dos meses de edad. No se recomienda mover a los organismos antes de esta edad, pues se encuentran en una fase crítica de desarrollo. 32 4.2.3 Rutinas de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo de crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus De la misma forma, existen rutinas de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo de las crías, juveniles y pre-adultos en las cuales deben observarse ciertos cuidados particulares. 4.2.3.1 Rutinas diarias 1) Revisión constante del correcto funcionamiento de la bomba de recirculación y de los niveles de agua en el reservorio de cada sistema. 2) Alimentación tres veces al día (10:00 am, 2:00 pm y 6:00 pm) 3) Revisión constante del correcto funcionamiento de (los) equipo (s) conectados (enfriadores, calentadores, fraccionadores de proteínas, controlador de fotoperiodo) 4) Limpieza de los filtros de salida de agua con ayuda de un cepillo pequeño con el fin de retirar los restos de alimento que habitualmente se acumulan. 5) La extracción diaria mediante sifón de los residuos de alimento y los desechos de los organismos que se depositan en el fondo de las peceras. 4.2.3.2 Rutinas semanales o quincenales 1) Limpieza de las peceras, de los filtros de salida, las estructuras de fijación y/o los pastos artificiales y el cambio del filtro de bolsa 2) Toma y registro de parámetros fisicoquímicos 4.2.4 Alimentación La alimentación de las crías, los juveniles y pre-adultos de H. erectus está basada en 3 fases o periodos que han sido identificados y que son aquellos por los que atraviesan los organismos durante su crecimiento desde el momento en que nacen y hasta aproximadamente los 7 meses momento en el cual se pueden considerar como preadultos. De una forma práctica estos periodos se pueden catalogar como: 1) Periodo rojo: en el cual los recién nacidos son muy frágiles y susceptibles a cambios fisicoquímicos del agua y la presencia de enfermedades, principalmente aquella ocasionada por las burbujas de aire. 2) Periodo naranja: los organismos son todavía sensibles a cambios de calidad de agua y al manejo (biometrías, movimientos de peceras). Se presenta mortalidad alta aun aunque en menor proporción que en el periodo rojo. 3) Periodo verde: los organismos, ya como juveniles, poseen un desarrollo morfológico que les permite más resistencia ante el manejo. Se presentan muertes ocasionales. 33 En la Tabla 6 se presentan los periodos de desarrollo de las crías (larvas), juveniles y preadultos de H. erectus, los días que dura cada uno y la alimentación recomendada. Cabe hacer mención que es recomendable combinar por lo menos durante 5 días los alimentos entre la etapa roja-amarilla y la amarilla-verde para permitir a los organismos acostumbrarse al nuevo alimento de la siguiente fase. Tabla 6 Esquema de alimentación de las crías, juveniles y pre-adultos de H. erectus basado en la clasificación de los periodos de desarrollo. (Modificado de Gomes, 2009) Mes Días/Periodo 1 0-20 2 3 20-60 4 5 6 7 8 60-240 Nauplios 2-3 n/mL Alimento Metanauplios 1 m/mL Artemia Adulta (8 – 12 % del peso) Cabe hacer mención que durante el periodo rojo se pueden adicionar microalgas a las peceras de cultivo. Se recomienda emplear entre 25,000 y 50,000 cel/L de Nannoclhoropsis oculata y 25,000 cel/L Tetraselmis chuii. A partir de los tres meses, cuando los organismos comienzan a comer artemia o anfípodos, cada dos meses se lleva a cabo el registro del peso (g) y la longitud total de una muestra de por lo menos el 10 % de las crías, juveniles y los pre-adultos en cultivo. En el caso de los juveniles, el ajuste de la ración diaria de artemia adulta (AA) está establecida entre un 10 y un 12 % del peso corporal promedio de la muestra (dividida en tres alimentaciones por día). La ración diaria puede disminuir o incrementarse dependiendo de las observaciones directas hechas al respecto del apetito de los organismos. La alimentación de los organismos y las rutinas diarias de mantenimiento y limpieza de los sistemas de cultivo de crías y juveniles se registran de igual forma en el formato correspondiente. 4.2.5 Parámetros fisicoquímicos Los parámetros fisicoquímicos optimos para el cultivo de crias de H. erectus se presentan en la Tabla 5 La medición y el registro de estos indicadores, se lleva a cabo de la forma descrita anteriormente. 34 5 CAPITULO Enfermedades Como muchas especies de peces en cultivo, los caballitos de mar son susceptibles a enfermedades principalmente si se les mantiene en grandes densidades o en condiciones de cultivo sub-óptimas lo cual los hace más vulnerables. Se han reportado enfermedades de diversos tipos, entre estas están los parásitos (externos e internos), hongos, virus y bacterias. Particularmente comunes son la vibriosis y mycobacteriosis (Koldewey, 2010). 5.1 Aislamiento de organismos enfermos y medicación En el momento en el que se detecta un organismo enfermo en cualquiera de los sistemas de mantenimiento, este debe ser inmediatamente retirado de la pecera en la que se encuentra, trasladado al área de medicación y debe llevarse a cabo el siguiente procedimiento: a) Iniciar el Registro de Tratamiento por organismo (emplear el formato destinado) (Anexo 6) anotando los datos requeridos empezando por el diagnostico, ID, sexo, sistema de mantenimiento del cual procede y número del acuario de hospitalización al que se ingresa, fecha de ingreso y egreso). b) Llevar a cabo el registro diario del (los) tratamiento (s) llevado (s) a cabo. Los procedimientos de medicación para los ejemplares de H. erectus que se llevan a cabo en las instalaciones del PICEMO se encuentran descritos en el Anexo 7. En el momento en el que se retira un organismo enfermo, la pecera del sistema de mantenimiento de donde procede deberá ser vaciada, enjuagada con agua dulce y vuelta a llenar. En tanto, los organismos que compartieron la pecera con el organismo enfermo, deben colocarse en un contenedor o cubeta de plástico, con agua limpia y aireación mientras se lleva a cabo la limpieza de la pecera. 5.2 Descripción del sistema de medicación Los organismos enfermos son aislados en un sistema de peceras de vidrio de 11 L las cuales se mantienen sin recirculación (Fig. 19). Todo el material que se emplea para el mantenimiento de los organismos enfermos se encuentra aislado. 35 Fig. 19 Sistema de medicación de H. erectus En las siguientes paginas (Tablas 8a - h) se presentan algunas de las principales afecciones que se han registrado en caballitos de mar en cultivo, así como los agentes infecciosos, la sintomatología y algunos tratamientos reportados. 36 Tabla 8 a - Enfermedad causada por ectoparásitos (parásitos externos) (Tomado de Will Wooten, 2005) AGENTE INFECCIOSO QUE LO ORIGINA Cryptocaryon irritans, Amyloodinium (Oodinium) ocellatum, Brooklynella hostilis, crustáceos parásitos, trematodos de agallas, Glugea, etc. Infecciones por ectoparásitos se originan por ineficientes o nulas practicas de cuarentena. La mayoría de peces capturados albergan ectoparásitos normalmente sin problemas, pero cuando los peces infectados se ven bajo situaciones de estrés por la captura (transporte, confinamiento en peceras en ocasiones sin alimento) o cuando las condiciones del cultivo no son optimas el sistema inmune se debilita dando oportunidad a los parásitos de infestar al huésped Con una cuarentena apropiada y tratamiento antes de colocar a los organismos en los acuarios, normalmente los ectoparásitos pueden ser erradicados con facilidad. SINTOMAS Parasitos visibles al examinar los organismos Manchas blancas, úlceras, ampollas, etc ojos nublados se tallan en el sustrato comportamiento errático • signos de estrés (decoloracion, respiración agitada, etc) Parásitos causan la muerte de diversas formas: Parasitismo directo Pueden consumir gran parte de los nutrientes de su anfitrión el cual puede morir de desnutrición. Los hospederos pueden morir de asfixia debido a la infestación severa de las branquias. Además, los parásitos suelen causar heridas abiertas a lo largo del cuerpo del huésped, y esto, combinado con el estrés debido a la desnutrición, conduce a una infección secundaria interna, generalmente por una bacteria. TRATAMIENTO La major forma de prevenir esta enfermedad es a través de una cuarentena rigurosa, la cual debe hacerse en acuarios de cuarentena específicos. Los tratamientos son: Formalina Uno de los tratamientos mas comunes y económicos contra protozoarios y trematodos. Se llevan a cabo baños de formalina siguiendo las instrucciones del fabricante. Verde de Malaquita Químico efectivo, se usa para casi todos los parásitos externos siguiendo las instrucciones del fabricante durante la cuarentena. Azul de Metileno Tratamiento común para caballitos. Sus propiedades terapéuticas disminuyen algo de la tensión provocada por el tratamiento de enfermedades. Se llevan a cabo baños o como tratamiento de cuarentena a largo plazo, según indicaciones del fabricante. Baños de agua dulce Extremadamente efectivos contra los parásitos en las agallas. MUCHA PRECAUCIÓN CON EL USO DE SULFATO DE COBRE CON CABALLITOS DE MAR Su piel sin escamas es extremadamente sensible a las propiedades abrasivas del cobre y de otros metales. Niveles de CuSO4 nunca deben estar por encima de 0.25 ppm, siendo lo ideal una concentración de 0.19 ppm El tratamiento con CuSO4 puede suprimir el sistema inmunológico, abriendo la puerta para las infecciones secundarias de patógenos. 37 Tabla 8 b – Enfermedad causada por endoparásitos (parásitos internos) (Tomado de Will Wooten, 2005) AGENTE INFECCIOSO QUE LO ORIGINA Protozoos, gusanos planos, trematodos, tenias, lombrices, etc. Infecciones parasitarias internas son tan comunes como las externas. Con una cuarentena adecuada y estas se pueden evitar. En muchos casos, con condiciones adecuadas de agua si los organismos están sanos, los caballitos de mar pueden vivir en simbiosis con parásitos internos durante muchos años sin problemas. SINTOMAS • Desgaste lento / pérdida de peso •En ocasiones son expulsados por la abertura anal Por lo general, estos parásitos se fijan en el tracto digestivo del ejemplar infectado, consumiendo constantemente los nutrientes vitales para la salud del organismo. Si no se trata a tiempo, la desnutrición avanza y puede conducir a la muerte. TRATAMIENTO Existen en el mercado medicamentos contra protozoarios y/o muy eficaces en el tratamiento de parásitos internos. Se pueden administrar a través del alimento (artemia), o directamente en el agua de cultivo Metronidazole (flagyl) Eficaz tratamiento contra infecciones de protozoarios internas. Se debe suministrar ingerido. Niclosamide y Praziquantel ambos efectivos contra infecciones de gusanos, deben ser suministrado via alimento para ser efectivo. En ocasiones son dificiles de conseguir. Baños de agua dulce Efectivos contra endoparasitos como trematodos. Aunque por lo general, son más efectivos contra ectoparásitos. 38 Tabla 8 c - Exophthalmia ("Pop Eye") (Tomado de Will Wooten, 2005) QUE LO ORIGINA Exoftalmia no es exactamente una enfermedad, sino un síntoma de estrés que puede ser provocada por diversos motivos. Puede ser una respuesta a infecciones bacterianas, por parásitos u hongos. Normalmente si la condición aparece en un solo ojo, esta pudo haber sido causada por lesiones físicas, tales como el lastimarse con una roca. SINTOMAS TRATAMIENTO • Protuberancia severa del ojo No existe ningún tratamiento directo para exoftalmia, sino que hay que eliminar el agente causante. Si se deja sin tratar, la exoftalmia puede llegar a causar daños en el (los) ojo (s) como infecciones. También puede ser un signo de problemas más graves que pueden llegar a causar la muerte del organismo. Mantener las condiciones estables del agua de cultivo y la alimentación con alimento medicado con un antibacteriano (hecho en el área de cuarentena) puede resultar eficaz. Recambios grandes con el fin de corregir problemas obvios en la calidad del agua son útiles en el tratamiento de esta condición. 39 Tabla 8 d – Burbujas de gas internas (Tomado de Will Wooten, 2005) QUE LO ORIGINA Se cree que es causada infección bacteriana o por una super-saturación de gas del agua de cultivo. En el primer caso, las burbujas son el producto de desecho de las bacterias que infectan y quedan atrapadas debajo de la piel. Super-saturación de gas causa problemas similares a aquellos que afecta a buzos. En ese caso cuando los niveles de gas en el agua son mucho mayores de lo normal y debido a que la presión en el interior del organismo es menor que la presión en el agua que se encuentra saturada se origina que estas burbujas aparezcan debajo de la piel de los caballitos. SINTOMAS TRATAMIENTO • Burbujas de aire subcutáneas que aparecen en cualquier parte de la cabeza, el cuerpo o la cola. • Complicaciones en la flotabilidad y el movimiento Diamox baños con este medicamento Las burbujas pueden causar estrés en el organismo cuando surgen los problemas de flotabilidad y de movimiento. Si no se controla, la enfermedad puede llegar a causar la muerte debido al estrés generado. La aparición de esta condición puede ser signo de problemas más graves. Como un tratamiento temporal, se puede efectuar un piquete de las burbujas con una aguja estéril para proporcionar algo de alivio al organismo. Para realizar la punción, la aguja se esteriliza con con alcohol isopropílico o a través de una llama (asegurando enfriar la aguja antes de la punción). Esta se inserta en la burbuja de aire paralela al cuerpo. Suavemente se comprime la burbuja para sacar el aire del interior. Como medida de precaución, el caballito se coloca en cuarentena y se trata con con un agente antibacteriano durante uno o dos días para dar tiempo a que la punción sane. Se debe corregir el problema de la sobresaturación de gas en el agua. Se puede hacer un recambio grande de agua, se debe revisar que la bomba de agua no este proporcionando una agitación de agua extra o que ingrese aire al sistema. Si la condición persiste, se deberá revisar la forma de trabajar del sistema de cultivo. 40 Tabla 8 e – Burbujas de gas internas (Tomado de Will Wooten, 2005) QUE LO ORIGINA Las posibles causas de burbujas de gas internas aun son tema de discusión. Se cree que son originadas por los mismos factores que las burbujas internas: super-satuarción de gas o infección bacteriana. Si se deja que la condición avance sin tratamiento, normalmente es demasiado tarde para el organismo. TRATAMIENTO SINTOMAS Existen dos formas de tratar esta condición: Hinchazón severa de todo el cuerpo Burbujas de gas externas Exfoltalmia Complicaciones en el movimiento y la flotabilidad El problema mas grave con esta enfermedad es debido a sus efectos paralizantes de los órganos internos. Si no se trata a tiempo, los órganos se dañan de forma irreversible de forma que se corre el riesgo de una insuficiencia de órganos grave. Colocando al organismo en una cámara de descompresión que se encuentre por lo menos tres veces más baja que la presión del acuario en donde el caballito reside. El caballito debe quedar en el fondo de la cámara y permanecer ahí por 4 horas. Este tratamiento no es fácil de llevarse a cabo por los costos y generalmente no está disponible para los aficionados. Además, los órganos generalmente se encuentran muy dañados El tratamiento con Diamox cuyo principio activo es la Acetazolamida ha probado ser exitoso. Es un medicamento muy usado para tratar problemas de gas en caballitos de mar. Se prepara una solución disolviendo 1/8 de tableta de 250 mg (en una cucharada de agua libre de pirógenos). Esta solución se inyecta en pequeños camarones fantasma congelados. Se dan dos camarones por día durante cuatro días. Es efectivo si se suministra temprano al aparecer la enfermedad y se lleva a cabo de forma correcta. 41 Tabla 8 f - Enfisema de la bolsa (Tomado de Will Wooten, 2005) QUE LO ORIGINA La causa aun es objeto de discusión. Originalmente se pensó que podría atribuirse a embriones que no se expelen en el nacimiento y que causan pudrición de la bolsa. En el proceso de descomposición se producen gases que inflan la bolsa (aunque en ocasiones esta condición se presenta en machos “vírgenes”) . Otra posible causa es a partir de micro-burbujas presentes en la columna de agua y que se puede acumular en la bolsa durante los rituales de apareamiento propiciando las infecciones bacterianas (cuyos productos de desecho, los gases, llenan la bolsa). Investigaciones más recientes, han propuesto una causa más probable. Un proceso biológico conocido como la hidratación de CO2 (g), el gas de dióxido de carbono, a H2CO3 (aq), ácido carbónico. Este proceso se produce a nivel celular. La enzima conocida como anhidrasa carbónica cataliza la hidratación de CO2 (g) con H2O (l) a H2CO3 (aq), ácido carbónico. Cuando esta reacción se altera, el CO2 no se convierte en H2CO3, lo que conduce a una acumulación de gas dióxido de carbono en los tejidos de bolsa. La causa exacta de la interrupción de este proceso, sin embargo, sigue siendo desconocida. SINTOMAS • Bolsa demasiado inflada / hinchada • La locomoción y la flotabilidad se ven severamente obstaculizadas Sólo afecta a los caballitos de mar machos (en la bolsa). Si no se trata, la condición hará que el macho infectado tengagraves problemas de flotabilidad y una locomoción limitada lo que puede conducir a estrés e infección secundaria. Debido a esto se pierde el apetito con lo cual el caballo puede morir de hambre. Si la condición se prolonga se pueden ocasionar lesiones internas. TRATAMIENTO Se emplea Azetazolamida de 250 mg y una jeringa con aguja de diabeico de ½ cc Quitar la punta afilada de la aguja con unas tijeras. Se prepara la solución disolviendo: ¼ de tableta de Acetazolamida en dos tazas de agua de mar. Se debe asegurar que la pastilla se disuelva completamente. Con una mano se sostiene al organismo y con la otra se inserta la jeringa dentro de la bolsa y se expulsa todo el contenido de la jeringa. Se debe tener mucho cuidado para no lastimar la bolsa. Repetir este tratamiento los próximos dos días para un total de tres tratamientos consecutivos. 42 Tabla 8 g – Erosión de la carne (Tomado de Will Wooten, 2005) AGENTE INFECCIOSO QUE LO ORIGINA Bacterias del genero Vibrios Si el patógeno está presente y coincide con un deterioro en la calidad del agua, puede producirse la infección que afecta la carne y piel de los organismos. Si el sistema de cultivo permanece estable, es probable que la enfermedad no se presente. Si se presenta, con una cuarentena apropiada y el debido tratamiento, esta enfermedad se puede aliviar por completo e incluso se puede evitar. SINTOMAS • Erosión / descamación de la piel • Ojos nublados • respiración agitada • hinchazón Las infecciones de este tipo, puede causar una muerte horrible para los caballitos de mar. La enfermedad se manifiesta por el consumo de la carne del organismo hasta el hueso. Esto causa un daño irreparable que lleva a la muerte del organismo. TRATAMIENTO El mejor tratamiento para las infecciones bacterianas siempre es preventivo a través de una cuarentena apropiada, pero si está presente una infección en el tanque, la hospitalización de los ejemplares infectados y el tratamiento con agentes antibacterianos es la única solución. Se recomienda el uso de medicamentos que combatan ambos espectros de bacterias (Gram + y Gram-), ya por lo general se puede detener la progresión en pocos días (ej: Furano + Paragon II). Se emplea la dosis según las instrucciones del fabricante. Los fármacos de la familia de las tetraciclinas también pueden ser de ayuda, aunque pueden ser difíciles de conseguir (doxiciclina, oxitetraciclina). Los tratamientos tópicos tales como la neomicina (Neosporin), yodo o soluciones de formalina administrados de tres a cuatro veces al día sobre la zona afectada también puede ayudar en el control de la progresión de la enfermedad. 43 Tabla 8 - Putrefacción del hocico (Tomado de Will Wooten, 2005) AGENTE INFECCIOSO QUE LO ORIGINA Bacterias del genero Vibrios Hongos Es causada ya sea por infección fúngica (en cuyo caso el hocico será rosáceo) o infección bacteriana (en cuyo caso el hocico será blanco). Si se deja sin tratamiento, la enfermedad a menudo aparece cuando empeora la calidad del agua o durante períodos prolongados de estrés. Esta condición se debe controlar con pretratamiento en la cuarentena inicial. SINTOMAS • Decoloracion e hinchazón de la boca • Pérdida del apetito • Tejido erosionado en el hocico Al infectarse, caballitos de mar en general no se preocupan por la podredumbre hocico. Conforme la enfermedad avanza, sin embargo, las partes de la boca de un caballito de mar infectadas pueden llegar verse muy afectadas (destruidas) que la alimentación ya no es posible. Esto provoca la muerte inevitable. TRATAMIENTO Al igual que con las bacterias que causen al erosión de la carne, el mejor tratamiento para la putrefacción hocico es preventiva con una debida cuarentena antes de su liberación en el tanque de exhibición. La enfermedad no siempre se manifiesta de inmediato, sin embargo. Afortunadamente, el tratamiento no es muy difícil. El mejor tratamiento es mediante el uso de una combinación de medicamentos en peceras de cuarentenal. Se deben usar medicamentos que ataquen bacterias gram +, gram-bacterias y hongos (ej: Paragon II). Para su uso se recomienda seguir las instrucciones del fabricante (en casos severos, un doble tratamiento puede ser necesario). Los tratamientos tópicos tales como la neomicina (Neosporin) y yodo o soluciones de formalina suministradas tres a cuatro veces al día sobre la zona afectada también pueden ayudar en el control de la progresión de la enfermedad. 44 6 Anexos Anexo 1 - Hoja de registro y biometría mensual Especie ________________ Fecha_________________ Localidad_________________ No. organismo No. pecera (Clave Id) Sx Altura* Peso* 45 Observaciones Anexo 2 - Procedimientos de Cuarentena Procedimiento 1- Eliminación de parásitos externos. Antes de ingresar cualquier organismo recién llegado de campo al área de cuarentena, debe llevarse cabo un baño de formol para la eliminación de ectoparásitos. a) Preparar una solución de formol (0.25 ml / L de agua de mar). (ej. 2.5 mL / 10 litros) b) Mantener la temperatura de la solución entre 24 y 28 °C (utilizar hielo dentro de botes plásticos y/o bolsas) c) Colocar al (los) organismo (s) dentro de la solución por un lapso de 10 minutos. d) Transcurrido el tiempo, los organismos se colocan en las peceras del área de cuarentena las cuales se mantienen sin recirculación empleando agua pasada por filtro UV; se suministra aireación. e) Se coloca un organismo por pecera. El día de recepción no se alimenta a los organismos. Procedimiento 2- Eliminación de parásitos internos Procedimiento que se lleva a cabo al día siguiente de la recepción de organismos recién capturados. Mañana Tarde Día 1 *5 gotas a cada pecera una hora *5 gotas a cada pecera 1 hora antes antes de la primer alimentación de la ultima alimentación Día 2 *Sifoneo y recambio del 50 % del agua *5 gotas a cada pecera 1 hora antes *5 gotas a cada pecera una hora de la ultima alimentación antes de la primer alimentación Día 3 *Sifoneo y recambio del 50 % del agua *5 gotas a cada pecera 1 hora antes *5 gotas a cada pecera una hora de la ultima alimentación antes de la primer alimentación Instrucciones según el medicamento empleado: Desinfectante en Gel Ultra Cure Px (gel tek) Durante los días de la desparasitación, se debe vigilar muy de cerca el estado general de los organismos, su alimentación y la calidad de agua en las peceras (como se mantienen en recirculación deberán llevarse a cabo los recambios de agua establecidos). Después de los procedimientos 1 y 2, los organismos deben mantenerse en cuarentena con recirculación de agua para ahí continuar con observación y alimentación individualizada. Se recomienda mantener a los reproductores en esta área hasta el momento que se asegure que aceptan bien el alimento que se les ofrece y no se detecten signos de enfermedad. 46 Procedimiento 3- Inmunoestimulación e inducción del apetito 8.00 am: Se pesa la cantidad de artemia adulta requerida y se coloca por dos horas en la en la solución de Vitaminas previamente preparada. Para 25 gr de Artemia 2.5 mL de Catosal + 1.25 mL de VitanhegraB-12 + 0.625 mL de Aderogyl Para 50 gr de Artemia Para 100 gr de Artemia 5 mL de Catosal + 2.5 mL de Vitanhegra B-12 + 1.25 mL de Aderogyl 10 mL de Catosal + 5 mL de Vitanhegra B-12 + 2.5 mL de Aderogyl En 1 L de agua de mar En 2 L de agua de mar En 4 L de agua de mar Procedimiento 4 Enriquecimiento 12:00 pm: Se pesa la cantidad de artemia requerida y se coloca por dos horas a enriquecer antes de darla como alimento Para 25 gr de Artemia 5 mL DHA Super Selco Para 50 gr de Artemia 10 mL DHA Super Selco En 1 L de agua de mar En 2 L de agua de mar Para 100 gr de Artemia 20 mL DHA Super Selco En 4 L de agua de mar Procedimiento 5 Medicación 5:00 pm Se pesa la cantidad de artemia adulta requerida y se coloca por dos horas en la en la solución con el medicamento previamente preparado. Para 25 gr de Artemia 1/2 tabletas Baytril (150 mg) En 1 L de agua de mar Para 50 gr de Artemia 1 tableta Baytril (150 mg) En 2 L de agua de mar Para 100 gr de Artemia 2 tabletas Baytril (150 mg) En 4 L de agua de mar Transcurrido el periodo de cuarentena cada organismo será trasladado al sistema de mantenimiento al que fue asignado. 47 Anexo 3 Formato de registro de parámetros fisicoquimicos Sistema: Fecha Temp Sal pH** Nitritos NO2 °C ppt (7.4-8.6) mg/L Nitratos Amonio NO3 NH3/NH4 mg/L mg/L _____________________________________________ Calcio Ca Fosfato PO4 Hierro Fe D. Gen´ GH D. Car´´ KH mg/L mg/L mg/L mg/L mg/L Observaciones ´Dureza General (solo agua dulce) **agua dulce y salada ´´Dureza Carbonatada (agua salada) 48 Anexo 4 Bitacora de registro de alimentaciones y rutina de limpieza SISTEMA ___________ No org. Peso prom. T.A A TIPO DE ALIMENTO Artemia sin enriquecer AE Artemia enriquecida AV Artemia vitaminada Anfipodos AN al inicio del mes T.A RESP Observaciones 1 2 3 4 5 6 ≠ 25 26 27 28 29 30 31 49 TEMP SAL Recambio 2:00 6:00 pm T.A RESP pm Camb filtro Limp. peceras Limp. pastos RESP Sifoneo 10:00 am T.A RUTINA DE CHEQUEO Y LIMPIEZA DEL SISTEMA Cheq. Sist ALIMENTACION (gr) Responsable Observaciones Anexo 6 - Registro de tratamiento de organismos enfermos FECHA DE INGRESO PROVIENE DE LA PECERA FECHA DE EGRESO PECERA DE MEDICACION DIAGNOSTICO DIA FECHA TRATAMIENTO SUMINISTRADO OBSERVACIONES 50 Anexo 7 Procedimientos de Medicación para H. erectus 1 - Tratamiento de Enfermedades causadas por parásitos externos Enfermedad Parásitos externos Síntomas Parásitos visibles al examinar los organismos; manifiestan como manchas blancas, úlceras, ampollas; ojos nublados; se tallan en el sustrato; comportamiento errático o salvaje; signos de estrés (decoloracion, respiración agitada, etc) Tratamiento (s) Tratamiento con formol a) b) Formalina (0.25 ml / L de agua) c) d) 51 Procedimiento (s) Preparar una solución de formol (0.25 ml / L de agua de mar). (ej. 2.5 mL / 10 litros) Mantener la temperatura de la solución entre 24 y 28 °C (utilizar hielo dentro de botes plásticos y/o bolsas) Colocar al (los) organismo (s) dentro de la solución por un lapso de 10 minutos. Transcurrido el tiempo, los organismos se colocan en las peceras del área de medicación Estas se llenan con agua pasada por filtro UV, con flujo cerrado y aireación. Se coloca un organismo por pecera. 2 - Tratamiento de Enfermedades causadas por parásitos externos Enfermedad Síntomas Tratamiento (s) Parásitos internos Perdida lenta de peso; en ocasiones la abertura anal se inflama Desparasitación Desinfectante en Gel Ultra Cure Px Procedimiento Mañana Día 1 *5 gotas a cada pecera una hora antes de la primer alimentación Día 2 *Sifoneo y recambio del 50 % del agua *5 gotas a cada pecera una hora antes de la primer alimentación *Sifoneo y recambio del 50 % del agua *5 gotas a cada pecera una hora antes de la primer alimentación Día 3 52 Tarde *5 gotas a cada pecera 1 hora antes de la ultima alimentación *5 gotas a cada pecera 1 hora antes de la ultima alimentación *5 gotas a cada pecera 1 hora antes de la ultima alimentación 3 - Tratamiento de Enfermedades causadas por gas Enfermedad Síntomas Burbujas de gas externas Burbujas de aire subcutáneas (debajo de la piel) en la cabeza, cuerpo o cola Burbujas de gas internas Los organismos presentan problemas de flotabilidad y de movimiento Hinchazón severa del cuerpo Tratamiento (s) Procedimiento 1 Acetazolamida pastillas de 250 mg Burbujas de aire subcutáneas, hinchazón severa del cuerpo Se disuelve ¼ de pastilla en 3 mL de agua libre de pirogeno. Se suministra 1 mL acetazolamida directamente en la boca con ayuda de una jeringa sin aguja por día. Suministrar el medicamento durante 3 días. Si sobra medicamento preparado se mantiene a temperatura ambiente (15 y 30°C) Se presentan también burbujas de gas subcutaneas y problemas de flotabilidad y movimiento Burbujas de gas internas y externas Procedimiento Si es necesario complementar con procedimiento de baño de agua fría Procedimiento 2 Baño de agua fría Dar un baño de agua de mar fría durante 10 minutos. Se coloca hielo en el recipiente plástico (1 L) y al mismo tiempo se sumerge al organismo. Repetir el procedimiento por 5 días máximo. 53 4 - Tratamiento de Enfermedades causadas por patógenos Enfermedad Síntomas Tratamiento (s) Procedimiento Erosión / desprendimiento piel; Procedimiento 1 Baño de sal a) Preparar una solución con sal (1 cucharada de sal / Lt. de agua de mar) (50 ppm) b) Sumergir al organismo durante 10 minutos. Colocar aireación en el recipiente durante este tiempo. c) Repetir el procedimiento por 5 días máximo. El Yodo se prepara en solución (1:10). Una parte yodo, diez de agua libre de pirogenos Heridas o manchas (otros signos: ojos nublados; respiración agitada; Inflamación) Manchas en la piel Enfermedades causadas por patógenos: Vibrios, pseudomonas, etc Procedimiento 2 Yodo Poner 1 gota de yodo directamente en herida o mancha Erosión / desprendimiento piel; Manchas o abscesos en la piel. Erosión / desprendimiento piel; Manchas o abscesos en la piel. Procedimiento 3 Pomada de Gentamicina Desinfectante / Cicatrizante Procedimiento 4 Baitryl Pastillas de 250 mg (Oral directa) Repetir el procedimiento durante 5 días. Colocar la pomada directamente en la herida con ayuda de un isopo: mantener la herida con el medicamento fuera del agua (sumergir al cabeza en el agua para evitar estrés adicional) Repetir el procedimiento durante 5 días. Se prepara la solución: ¼ de pastilla en 3 mL de agua libre de pirógeno. Se suministra 1 mL de la solución directamente en la boca con ayuda de una jeringa esteril Se da una dosis por día (durante 5 días). Si es necesario complementar con procedimiento de baño de sal, yodo y/o gentamicina. Si sobra medicamento preparado se mantiene a temperatura ambiente (15 y 30°C) 54 Enfermedad Enfermedades causadas por patógenos: Vibrios, pseudomonas, etc Síntomas Tratamiento (s) Procedimiento Erosión / desprendimiento piel; Manchas o abscesos en la piel. Procedimiento 5 Baitryl Pastillas de 250 mg (Oral via alimento) Ver procedimiento # 5 de cuarentena para determinar cantidades Heridas en la piel (llagas, piel levantada, ausencia de piel). Procedimiento 6 Acriflavina Se alimenta durante 5 días (una ración al día) Día1 Día3 Día 5 Día 7 55 Agua limpia + 20 gotas de acriflavina Recambio de agua al 100% + 20 gotas de acriflavina Recambio de agua al 100% + 20 gotas de acriflavina Recambio de agua al 100% Sin recambio de agua Sin recambio de agua Sin recambio de agua Sin recambio de agua 7 Listado de referencias Bell, E., Lockyear, J., Mcherson, J. 2003. First field studies of an Endangered South African seahorse Hippocampus capensis. Enviromental Biology of Fishes 67: 35-46. Bye, V. 1984. The role environmental factors in the timing of reproductive cycles. In: Potts GW, Wooton RJ (ed) Fish reproduction: strategies and tactics. Academic Press Inc. London, U. K. pp 187– 205. Cai, N., Xu, Q., Yu, F., Wu, X., Sun, G. 1984. Studies on the reproduction of the seahorse Hippocampus trimaculatus. Stud Mar Sin 23: 83 – 93. Carcupino, M., Baldacci. A., Mazzini, M., Franzoi, P. 2002. Funtional significance of the male brood pouch in the reproductive strategies of pipefishes and seahorse: a morphological and ultrastructural comparative study on three anatomically different pouches. Jour Fish Biol 61: 1465 – 1480. CITES, 2002. Convention on international trade in endangered species of wild fauna and flora. Twelfth Meeting of the Conference of the Parties, Santiago de Chile (Chile). 3–15 November 2002. Consi, T., Seifert, P., Triantafyllou, M., Edelman, E. 2003. The dorsal fin engine of the seahorse (Hippocampus spp). Jour Morphol 248: 80 -97. Curtis, J., Vincent, A. 2006. Life history of unusual marine fish: survival, growth and movements patterns of Hippocampus guttulatus Cuvier 1829. Jour Fish Biol 68:707-733. Felício, A., Rosa, I., Souto, A., Freitas,R. 2006. Feeding behaviour of the longsnout seahorse Hippocampus reidi Ginsburg, 1933. J Ethol 24: 219 – 225. Flores, R. 2012. Control endócrino de la conducta agonística de caballitos de mar, Hippocampus spp.” Faculta de Biología, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo. Tesis de Licenciatura. Foster, S., Vincent, C. 2005. Enhancing sustainability of the international trade in seahorses with a single minimum size limit. Conservation Biology, Volume 19, No. 4. 10441050. Foster, S., Vincent, C., 2004. Life history and ecology of seahorses: implications for conservation and management. J. Fish Biol. 65, 1–61. Giles, B., Ky, T., Hoang, A., Vincent, A. 2006. The catch and trade of seahorses in Vietnam. Biodiversity and Conservation. Vol. 15:2497-2513. 56 IUCN, 2006. 2006 IUCN Red list of Threatened Species. Available at www.redlist.org. Jiménez, L. 2012. Aspectos de la biología reproductiva y conducta del caballito de mar Hippocampus erectus. Tesis de maestría. Posgrado en Ciencias del mar y Limnología, UNAM. 103 pp. Job, S., Buu, D., Vincent, A. 2006. Growth and Survival of the Tiger Tail Seahorse, Hippocampus comes. Journal of World Aquaculture Society. Vol. 37, No. 3 322-327. Kanou, K., Kohno, K. 2001. Early life history of a seahorse, Hippocampus mohnikei, in Tokyo Bay, Japan. Ichthyol Res 48: 361 – 368. Kendrick, A., Hyndes, G. 2005. Variations in the dietary compositions of morphologically diverse syngnathid fish. Env Biol Fish 72: 415 – 427. Koldewey, H., Martin-Smith, K. 2010. A global rewiew of seahorse aquaculture. Aquaculture 302 131-152. Lin, Q., Lu, J., Gao, Y., Shen, L., Cai, J., Luo, J. 2006. The effect of temperature on gonad, embryonic development and survival rate of juvenile seahorse, Hippocampus kuda Bleeker. Aquaculture 254 : 701 – 713. Lin, Q., Lin, J., Zhang, D. 2008. Breeding and juvenile culture of the lined seahorse Hippocampus erectus (Perry 1810) Aquaculture 283 (1-4): 92 – 96. Lourie, S. 2003. Measuring seahorse. Project seahorse, Techinal Report Serie No. 4. Version 1. Project Seahorse, Fisheries Center, University of British Colombia 15 pp. Lourie, S. Foster, S., Cooper, E., Vincent, A. 2004. A Guide to the identification of seahorse. Project Seahorse and traffic north America. Washington, D. C. University of British Columbia and World Wildlife Fund. Martínez, A., Gardner, T., Littlehale, D. 2005. Lined Horse, Hippocampus erectus. In Sygnathid Husbandry in Public Aquariums. Ed. Koldewey H. Zoological Society of London. Project Seahorse 54-61 pp. Martin-Smith, K., Vincent, A. 2005. Seahorse declines in the Derwent estuary, Tasmania in the absence of the fishing pressure. Biol Conserv 123: 533 – 545. McPeterson, J., Vincent, A. 2004, Assesing East African trade in seahorse species as a basis for conservation under international controls. Aquatic Conservation: Mar. Freshw. Ecosyst. 14: 521 538. 57 Muñoz, S. 2012. Efecto de la proporción sexual en las conductas de competencia Intrasexual y de cortejo en Hippocampus erectus y su relación con los niveles de andrógenos circulantes. Tesis de maestría. Posgrado en ciencias del mar y Limnología, UNAM. 60 pp. Naud, M., Curtis, J., Woodall, L., Gaspar, M. 2008. Mate choice, operational sex ratio, and social promiscuity in a wild population of the long-snouted seahorse Hippocampus guttulatus. Behavioral Ecology. 160-164. Nguyen, V., Do, H. 1996. Biological parameters of two exploted seahorse species in a Vietnamese fishery. In: Procceedings of the 1st International Conference in Marine Conservation. Hong Kong. China 449 - 464 pp. Ortega, A., Reyes, H. 2006. Fecundity, survival and growth of the seahorse Hippocampus ingens (Pices: Sygnathidae) under semi-controlled conditions. Rev. Biol. Trop. Vol. 54 (4): 1099-1122. Perante, N., Vincent, A., Pajaro, M. (1998) Demographics of the seahorse Hippocampus comes in the central Philippines. In: Proceedings of the 3rd Internaional Conference on the Marine Biology of the South China sea, pp 439 – 448. Hong Kong University Press.Hong Kong, China. Planas, M. Quintas, P., Chamorro, A., Silva, C. 2010. Female maturation, egg characteristics and fatty acids profile in the seahorse Hippocampus guttulatus. Animal Reproduction Science. 122:66-73. Planas, M., Chamorro, A., Quintas, P., Vilar, A. 2008. Establishment and maintenance of threatened long-snouted seahorse, Hippocampus guttulatus, broodstock in captivity. Aquaculture, 283 19-28. Poortenar, C. W., Woods C. M. C., James P. J., Giambartolomei F. M. & Lokman P. M. 2004. Reproductive biology of female big-bellied seahorses. Journal of Fish Biology. 64:717-725. Scarratt, A. 1996. Techniques for raising lined seahorses (Hippocampus erecuts). Aquarium Frontiers. 24-29 pp. Selman, K., Wallace R., Player, D. 1991. Ovary of the seahorse, Hippocampus erectus. Journal of Morphology. 209:285-304. Stolting, K., Wilson, A., 2007. Male pregnancy in seahorse and pipefish: beyond the mammalian model. BioEssays 29.9: 884 – 896. Teixeira, R., Musick, J. 2000. Reproduction and food habits of de lined seahorse, Hippocampus erectus (Teleostei: Sygnathidae) of Chesapeake bay, Virginia. Rev. Brasil. Biol. 61 (1): 79-90. 58 Thangaraj, M., Lipton, A., Victor, A. 2006. Onset of sexual maturity in captive reared endangered Indian seahorse, Hippocampus kuda. Current Sci 91(12): 1714 – 1716. Van Look, K., Dzyuba, B., Cliffe, A., Koldewey, H., Holt, W. 2006. Dimorphic sperm and the unlikely route to fertilization in the yellow seahorse. The Journal of Experimental Biology. 210, 432-437. Vincent, A., Evans, K., Marsden, A. 2005. Home range behavior of the monogamous Australian seahorse, Hippocampus whitei. Env Biol Fish 72: 1 – 12. Vincent, A., Marsden, A., Evans, K., Sadler, L. 2004. Temporal and spatial opportunities for polygamy in a monogamous Hippocampus whitei. Behaviour 141: 141 -156. Vincent, A. C. J., 1996. The international Trade in seahorse Cambridge: TRAFFIC International. Vincent, A., Sadler, L. 1995 Faithful pair bonds in wild seahorses, Hippocampus whitei. Anim Beh 50: 1557 - 1569. Watanabe, S., Watanabe, K. 2000. Male internal fertilization and introsperm-like of the seaweed pipefish (Syngnathus schegeli). Zool. Sci. 17:759 – 767. Wilson, M., Vincent, A. 1988. Preliminary success in closing the life cycle of exploited seahorse species, Hippocampus spp., in captivity. Aquarium Sciences and Conservation 2: 179-196. Wilson, Z., Carter, C., Purser, G. 2006. Nitrogen budgets for juvenile big-bellied seahorse Hippocampus abdominalis fed Artemia, mysids or pelleted feeds. Aquaculture 255 233241. Wilson, M., Vincent, A. 2000. Preliminary success in closing the life cycle of exploited seahore species Hippocampus spp., in captivity. Aquarium sciences and conservation. Vol 2 (4): 179-196. Woods, C. 2007. Aquaculture of the big-bellied seahorse Hippocampus abdominalis lesson 1827 (teleostei: syngnathidae). Ph. D Thesis, Victoria University of Wellington. 251 pp. Wooten, W. 2005. seahorse.org - A Guide To The Most Common Seahorse Diseases and Medical Conditions. www.seahorse.org/library/articles/diseaseguide.shtml Zhang, D., Yin, F., Lin, J. 2011. Criteria for assessing juvenile quality of the lined seahorse, Hippocampus erectus. Aquaculture 322-323: 255-258 59 Sitios Web Project Seahorse 2003. Hippocampus erectus. In: IUCN 2012. IUCN Red List of Threatened Species. Version 2012.1. <www.iucnredlist.org>. Downloaded on 29 September 2012. www.cites.org www.redlist.org 60
