CURSO FITOPLANCTON - PEDECIBA 2008
PROTOCOLO SALIDA DE CAMPO Y ACTIVIDADES PRÁCTICAS
OBJETIVOS DE LA SALIDA Y PRÁCTICOS
1- Visitar distintos tipos de sistemas acuáticos lénticos costeros de Uruguay incluyendo sistemas naturales prístinos y
modificados (Maldonado y Rocha) así como sistemas artificiales (cercanos a Montevideo). El estudiante se familiarizará
con algunas técnicas de muestreo de fitoplancton.
2- Evaluar las principales características abóticas in situ y las comunidades de fitoplancton. Analizar en el laboratorio las
muestras de fitoplancton en cuanto a su composición y biomasa. Seleccionar dos sistemas para el desarrollo de
experimentos con adición de nutrientes.
SALIDA DE CAMPO (sábado 21 y domingo 22)
1. Itinerario de salida
Sábado
07:00
07:15
07:45-10:00
12:00-13:30
13:30-14:00
14:15-15:30
15:30-16:30
16:30-17:30
18:00
18:30
19:00
21:30
Domingo
7:00
Encuentro en Facultad de Ciencias
Partida
muestreo: Lagunas artificiales de Canelones: Lagos Javier y Botavara
muestreo: Lagunas Maldonado: Blanca
Almuerzo en laguna Blanca (baños disponibles)
muestreo: Laguna del Barro (Maldonado)
muestreo: Laguna Escondida (Maldonado)
Cruce de la Laguna Garzón en balsa
Laguna Garzón (Rocha)
Salida a la estación y merienda en el ómnibus
Llegada a la Estación Sección Limnología Puerto los Botes, Rocha. Organización de lugares para dormir y
compras.
Equipo 1. Datos abióticos: digitalización de planillas, análisis cualitativo de zooplancton.
Equipo 2. Análisis de clorofila-a por extracción.
Equipo 3. Acondicionamiento y observación primaria de muestra de fitoplancton.
Equipo 4. Filtrado, medición de turbidez y clorofila-a in vivo, pH y alcalinidad.
Cena
17:30
Desayuno
Taller parte práctica:
Equipo 1. Digitalización de planillas Kd y relación Zmix/Zeu
Equipo 2. Cálculos de clorofila-a por extracción.
Equipo 3. Seguir mirando las muestras de los lagos y hacer lista de especies dominantes
Equipo 4. Cálculo de alcalinidad, digitalización de planillas
Almuerzo simple
Cada equipo presenta resultados preliminares (10 minutos)
Taller discusión desarrollo de experimentos
Regreso, merienda en el ómnibus
19:30
Llegada a Facultad de Ciencias (Montevideo). Se dejan los equipos, acondicionamiento de muestras.
8:00
12:30-13:45
14:00-17:00
Indumentaria personal a llevar: Ropa cómoda y abrigada (temp. aprox diurna: 8 a 20°C; de noche pueden registrarse
temperaturas bajo cero), ropa impermeable (en caso de lluvia, incluido botas), saco de dormir, botiquín personal,
colchonetas, repelente de mosquitos, jabón, toalla. cámara de fotos (opcional), mapas. Estudiantes uruguayos: un juego de
platos, vasos y cubiertos.
Alimentación:
Los estudiantes deberán procurarse por su cuenta:
- almuerzo del sábado (se recomienda llevar desde Montevideo algo simple)
- merienda del sábado y domingo
- bebidas: refrescos y/o alcohol
La cena del sábado (asado!) y desayuno y almuerzo del domingo están cubiertos por los organizadores del curso. Se hará
una colecta para comprar entre todos las bebidas (exceptuando agua y leche).
2. Área de Estudio
Las lagunas se ubican en los Departamentos de Canelones y Maldonado. Se originaron durante transgresiones marinas en
el cuaternario y hoy están aisladas del océano por una flecha arenosa. Se ubican en zonas de baja pendiente y están
rodeadas de bañados. Originalmente la vegetación de sus cuencas se caracterizó por comunidades herbáceas y
arbustivas de las cuales quedan relictos en estado semi-natural (Scasso, 2002; Menafra et al., 2006). Los lagos Botavara
(informes cursos de Limnología) y Javier (Píriz, 2008) son sistemas artificiales generados a partir de la extracción de arena
para la construcción. Las lagunas Blanca y Escondida son sistemas naturales que se utilizan para la extracción de agua
para consumo (Kruk et al., 2005). La laguna del Barro es un sistema natural del cual se extrae agua para uso industrial y
1
para abastecimiento de bomberos (Kruk et al., 2005). Finalmente la laguna Garzón es una laguna costera de gran tamaño
de usos productivos varios (Bonilla et al., 2006).
3. Medidas y muestras en cada sistema, a realizar en la Estación Experimental (SÁBADO DE TARDE-NOCHE)
3.1 Medidas abióticas y zooplancton
Se estimará la turbidez con disco de Secchi (SD m), se realizarán “perfiles” de temperatura (T oC) y oxígeno (OD, mgl-1)
para determinar la profundidad de la zona de mezcla (Zmix, m) y perfiles de penetración de luz (PAR, µmolfotonesm -2s-1)
para determinar la profundidad de la zona eufótica (Zeuf, m). Se medirá la conductividad (K, mScm -1) para determinar la
influencia marina entre los sistemas. Se tomarán muestras para medidas de pH y alcalinidad en laboratorio. Se hará un
arrastre con red de zooplancton para obtener una muestra cualitativa y determinar la presencia de grandes filtradores
(copépodos y cladóceros).
Los datos de morfometría y nutrientes y datos absolutos de la comunidad de zooplancton serán tomados de la literatura.
3.2 Fitoplancton
Las muestras cualitativas de fitoplancton serán tomadas con red de arrastre (25 µm de tamaño de poro) y botellas
plásticas de 2 L. Se realizarán uno o varios arrastres horizontales (desde la orilla o bote). Se fijará una mitad de la muestra
con formol neutralizado (ca. 4 gotas) y se guardará la otra fresca (sin fijar) en la conservadora hasta su procesamiento. Las
botellas de 2 L se fijarán con formol.
Las muestras cuantitativas serán tomadas con botella muestreadora tipo Ruttner (de 1 litro) de manera de generar una
muestra integrada. Las muestras serán guardadas en frascos plásticos rotulados de 300 ml y fijadas con solución Lugol (5
– 6 gotas). Las muestras para la determinación de la clorofila-a y la realización de los experimentos, se tomarán en
bidones opacos de 5 L y se mantendrán en oscuridad y baja temperatura hasta su procesamiento.
3.3 Distribución en equipos del análisis muestras y datos
Equipo Melosira. Análisis y cálculos asociados a variables abióticas y zooplancton:
Materiales: computadoras, planillas de campo, calculadora. Lupa/microscopio, portas y cubres, cajas de petri, pipetas
pasteur, formol y claves (Arocena & Conde 1999).
Procedimiento: Se digitalizarán los datos y se realizarán los cálculos de Zmix y Zeuf para cada sistema. La Zeu se
determinará a partir del coeficiente de extinción Kd que se calculará de acuerdo a Arocena & Conde (1999). Revisión
bibliográfica de los sistemas visitados y digitalización de la información relevante.
Análisis cualitativo de zooplancton en microscopio o lupa (claves en Arocena & Conde 1999).
Equipo Planktothrix. Análisis de clorofila-a por extracción: en etanol 95% caliente en la muestra total.
Materiales: Filtros GF/C, jeringa y portafiltro de plástico, set de filtración (portafiltro, kitasato, pinza metálica, cilindro); tubos de
ensayo con tapa de rosca (1 por cada muestra a analizar), Etanol 95%, ácido HCl (0.12 N), vaso de Bohemia tapado, Baño
María: calentador, recipiente con agua, termómetro, baño de ultrasonido, espectrofotómetro.
Procedimiento (modificado de Nusch (1980) e ISO (1992), ver detalles en Arocena & Conde (1999)): El pigmento es muy
sensible a la degradación fotoquímica por lo que todas las manipulaciones deben hacerse en condiciones de luz tenue.
1- Filtrar la muestra hasta colmatar el filtro de fibra de vidrio (GF/C). Presión < 10 mmgHg
2- Doblar los filtros con las algas hacia adentro y guardarlos inmediatamente en papel de aluminio a –20 °C.
3- Calentar el etanol 95% a 75 °C (1 °C). Poner el filtro en un tubo de ensayo y agregar 4 ml de etanol caliente.
4- Colocar el tubo tapado a baño maría a 75 1 °C durante 1 min. Enfriar con agua corriente inmediatamente.
5- Poner el tubo en un baño de ultrasonido durante 15 min para desprender el material del filtro.
6- Dejar en extracción las muestras durante una hora en la oscuridad a temperatura ambiente.
7- Sacar de cada tubo los filtros escurriéndolos y conservar el extracto.
8- Filtrar el extracto por un filtro de GF/C usando jeringa y portafiltro de plástico.
9- Medir en el espectrofotómetro la absorbancia a 665 nm. Las cubetas tienen 1 cm de ancho. Acidificar la muestra directamente en
la cubeta con 50 µl de HCl 0.12 N. Esperar 1 a 3 minutos y repetir la lectura.
10- Medir en el espectrofotómetro la absorbancia a 750 nm. Las cubetas tienen 1 cm de ancho. Acidificar la muestra directamente en
la cubeta con 50 µl de HCl 0.12 N. Esperar 1 a 3 minutos y repetir la lectura.
La clorofila a es susceptible de ser transformada en feopigmentos acidificando con HCl (0.12 N). El proceso de
degradación se completa entre 1 y 3 min.
Cálculos: concentración de clorofila a (Clo a) en µg l-1:
Clo a = 29.6  A   A     Aa   Aa    v V L
A665 y A750 las absorbancias del extracto (sin acidificar); Aa665 y Aa750 las absorbancias luego de la acidificación
v: volumen del extracto (4 ml); V: volumen de la muestra filtrada (en litros); L: largo de la cubeta (1 cm).
El factor 29,6 incluye el coeficiente de absorción específico de la clorofila a pura en etanol (en l/µg cm).
2
Equipo Chlorella. muestras de fitoplancton: acondicionamiento y observación primaria en microscopio.
Materiales: Microscopio, portas y cubres, pipetas pasteur, claves básicas y libros (Canter & Lund 1995; Tomas 1997; Wehr
& Sheath 2003). Cajas, rotuladores, marcadores, fijadores. Planillas.
Procedimiento: Se mirarán en microscopio óptico las muestras de los lagos y harán listas de las especies dominantes. Se
utilizarán claves generales y libros de referencia (Canter-Lund & Lund, 1995; Wehr & Sheath, 2003).
Equipo Ceratium. Medición de turbidez y clorofila-a in vivo
Materiales: copos plásticos con mallas de 50 µm, 20 µm y 5 µm de tamaño de poro, espectrofotómetro, cuvetas, agua
destilada, pisetas, papel tissue, planillas.
Procedimiento: Se separarán las muestras de fitoplancton en 4 categorías: total, menor a 50 µm, menor a 20 µm y menor a
5 µm filtrando las muestras por copos de plástico (de 50 µm, 20 µm y 5 µm de tamaño de poro). Se medirá la turbidez (750
nm) y la clorofila in vivo (665 nm) de las cuatro fracciones.
Medición de turbidez y clorofila in vivo en espectrofotómetro:
1- Hacer un blanco con agua destilada a 750 nm
2- Medir todas las muestras a 750 nm (turbidez)
3- Hacer un blanco con agua destilada a 665 nm
4- Medir todas las muestras a 665 nm (clorofila in vivo)
Equipo Euglena. Medición de pH y alcalinidad.
Materiales: pHmetro, buffers de calibración, bureta graduada, H2SO4 (0.02 N), piseta, agua destilada, papel tissue, pipetas,
vasos de Bohemia
Se tomará una muestra fresca de los bidones y se medirá pH y alcalinidad.
Protocolo de alcalinidad por titulación
A 50 ml de la muestra total (V) se agrega H2SO4 0.02 N (N) hasta pH 8.3 (si el pH era mayor, si no, no) y se anota el
volumen en ml usado en la planilla (G). Continuar agregando ácido hasta pH 4.3-4.9 y anotar el volumen de ácido usado
(H). Usar bureta graduada para agregar el ácido.
Cálculo de Alcalinidad Total
(meq de base valorada/l) = Concentración ácido N (eq/l) x Volumen ácido (G oH) (ml) x f x 1000
Vol. muestra V (ml)
f. factor del ácido = 1
Conversión de equivalentes a miligramos:
1 meq/l = 50 mg CaCO3/l = 12 mg C/l = 20 mg Ca/l
4. Taller de discusión de resultados y experimentos (DOMINGO)
4.1 Taller parte I: análisis y discusión preliminar de resultados
Cálculos de los diferentes parámetros estimados en cada grupo. Luego se hará un puesta en común, se presentarán y
discutirán los resultados obtenidos por los diferentes grupos.
4.2 Taller parte II: selección de 2 sistemas y diseño de experimentos
En base a los resultados preliminares incluyendo datos de campo, Kd, Zmix/Zeu, alcalinidad, pH, turbidez, clorofila,
especies dominantes, zooplancton, se seleccionarán dos lago diferentes para realizar experimentos en Montevideo (inicio
lunes 23). Los experimentos serán con enrequecimiento de nutrientes (N y P).
Se discutirá:
1- cómo seleccionar lagos
2- diseño experimental e hipótesis, medidas a tomar, número de réplicas.
BIBLIOGRAFÍA para la salida de campo
Arocena, R & Conde, D. 1999. Métodos en ecología de aguas continentales. Universidad de la República, Montevideo, DIRAC.
Bonilla S, Conde D, Aubriot L, et al. 2006. Procesos estructuradores de las comunidades biológicas en lagunas costeras de Uruguay. En: Menafra R. et al., Vida Silvestre/USFish Wildlife Service.
Canter-Lund H & Lund J. 1995. Freshwater algae. Their microscopic world explored. Bristol, Biopress Ltd.
Kruk C & L De León. 2002. Asociaciones de fitoplancton en lagos y embalses del Uruguay: validación y aplicación a la gestión de sistemas acuáticos. En Fernández-Cirelli, A. &
G. Chalar (Eds.) El agua en Iberoamérica: de la limnología a la gestión en Sudamérica. CYTED XVII y CETA: 143-155.
Kruk C, Rodríguez-Gallego L, Quintans F et al. 2006. Biodiversidad y calidad de agua de 18 pequeñas lagunas en la costa sureste de Uruguay. Menafra R. et al., Vida
Silvestre/US-Fish Wildlife Service.
Mazzeo N, Rodríguez L, Kruk C et al. 2003. Effects of Egeria densa Planch. beds on a shalllow lake without piscivorous fish. Hydrobiologia. 506–509: 591–602.
Menafra R, Rodriguez-Gallego L, Scarabino F & Conde D (2006) Bases para la conservación y el manejo de la costa uruguaya. Montevideo, Vida Silvestre-Uruguay
Piriz P. 2008. Grupos funcionales de fitoplancton de lagos artificiales del Uruguay. Pasantía en Ecología-Sección Limnología. Facultad de Ciencias-Universidad de la República
del Uruguay. 30 pp.
Scasso F 2002. Ambientes acuáticos de la zona costera de los humedales del este. Estado actual y estrategias de trabajo. PROBIDES. Documentos de trabajo - Nº 43. 40 pp.
Tomas C. 1997. Identifying marine phytoplankton. San Diego, Academic Press
Vidal, L. & C. Kruk. 2008. Cylindrospermopsis raciborskii (Cyanobacteria) extends its distribution to Latitude 34°53’S: taxonomical and ecological features in Uruguayan
eutrophic lakes. (en prensa) Pan-American Journal of Aquatic Sciences
Wehr, J. & Sheath R. 2003. Freshwater algae of North America. Ecology and classification. Amsterdam, Academic Press.
3
PREGUNTAS GUIA PARA EL TALLER DEL DOMINGO (PARA LOS PROFESORES)
-
puede determinar el estado trófico de los lagos estudiados?
cuáles son los lagos más diferentes de acuerdo a las variables que midió su grupo?
cuáles podrían ser los nutrientes limitantes en cada sistema? qué otra información deberíamos
incorporar?
no estoy muy inspirada......
4
PRÁCTICO (Lunes 23)
Parte I: Inicio de experimentos, al final del práctico subir al laboratorio de Limnología para ver el diseño.
Los experimentos se mantendrán con burbujeo y luz contínua a temperatura controlada durante 48 horas en frascos de
cultivo de 100 ml. Se utilizarán 50 ml de muestra.
Parte II: Análisis cualitativo y de rasgos de especies en los sistemas estudiados
Observación en microscopios ópticos preparados de muestras de fitoplancton concentradas de red y agua sedimentada en
botella, frescas y fijadas obtenidas en la salida de campo.
Identificación taxonómica sobre la base de caracteres morfológicos y de organización de los organismos.
Se clasificarán las especies de fitoplancton en grupos taxonómicos, estrategas y grupos funcionales. Comparación de los
distintos tipos de sistemas y relación de los grupos encontrados con las condiciones ambientales.
Utilización de claves de identificación que se proporcionan: claves taxonómicas y de grupos funcionales.
Para cada organismo observado:
1. Identificar la muestra de origen
2. Realizar un esquema (dibujo) de los organismos presentes
3. Determinar su nivel de organización
4. Describir su morfología, señalando los principales caracteres taxonómicos y morfológicos necesarios (Kruk et al., in
prep.).
5. Tomar medidas para estimación de dimensión lineal máxima, biovolumen y superficie (Hillebrand et al., 1999) para cada
especie observada en cada sistema. En el caso de organismos coloniales, contar el número de células por colonia.
6. Identificar taxonómicamente al nivel de Clase (nivel mínimo)
7. Realizar una lista con la composición cualitativa del fitoplancton del sistema.
Materiales: microscopio óptico con reglilla o medidas aproximadas de los organismos, calculadora, fórmulas para el cálculo
de volumen y superficie (Hillebrand et al., 1999).
PRÁCTICO II (Martes 24)
En computadoras: clasificar especies en estrategias de vida (sensu Reynolds, 1991) y grupos morphologicos (sensu Kruk
in prep).
PRÁCTICO III (Miércoles 25)
Al final del experimento, se medirá en cada réplica:
-
oxígeno disuelto y pH
turbidez total y fraccionada (50, 20 y 10 µm; ver protocolo de la salida)
clorofila in vivo total y fraccionada (50, 20 y 10 µm; ver protocolo de la salida)
se observará el fitoplancton en el microscopio, y se hará una lista de las especies dominantes
se hará un análisis de Chi-cuadrado para determinar si existieron diferencias significativas entre los tratamientos y
el control.
se discutirán los datos en clase.
5
Descargar

protocolo salida y prácticas