CARACTERIZACIÓN DE MOLÉCULAS BIOPOLIMÉRICAS PARA LA
FORMACIÓN DE MEMBRANAS
ANTECEDENTES
La investigación sobre membranas biopoliméricas comestibles ha cobrado gran
relevancia en los años recientes, debido al gran potencial que ofrecen a los
productores de alimentos, para cubrir necesidades específicas de calidad,
seguridad, inocuidad, etc.
Los
principales
componentes
de
las
películas
comestibles
son
los
hidrocoloides, es decir, proteínas y polisacáridos. Entre los polisacáridos
formadores de membranas o películas se encuentran los almidones, gomas
(alginatos, carragenina, pectinas, goma arábiga, goma de mezquite). Entre las
proteínas con esa característica se tienen a la gelatina, caseína, suero de
leche, proteína de soya, gluten de trigo y zeína (Donhowe y Fennema, 1994;
Krotchta y De Mulder, 1997).
De manera general las membranas comestibles se han elaborado a partir de un
solo componente, por ejemplo, películas de alginatos que son buena barrera al
oxígeno por lo que se usan para prevenir la oxidación de lípidos, pero son
barreras pobres a la humedad; películas de carragenina, para reducir la
humedad
o
la
oxidación,
o
como
acarreadores
de
conservadores
antimicrobianos. Películas de proteínas tales como zeína, proteína concentrada
de suero de leche y caseína, presentan propiedades mecánicas pobres lo que
limita su utilización (Krotchta y De Mulder, 1997).
No es sino hasta recientemente que se inicia la propuesta de elaborar mezclas
biopoliméricas o de biopolímeros-derivados lipídicos, o con otras sustancias,
para diseñar películas con propiedades mejoradas (Avena-Bustillos et al., 1997;
Park et al., 2001).
Anker et al (2000), proponen una relación entre la microestructura de las
películas y sus propiedades tanto mecánicas como de barrera en películas de
proteína aislada de suero de leche. Señalan que la microestructura es
dependiente de la concentración, ya que al incrementarse, se favorece la
agregación molecular logrando un entramado proteínico de mayor densidad y
con poros mayores, lo que da como resultado un incremento en la
permeabilidad al agua y un decremento en la permeabilidad al oxígeno.
Sothornvit y Krotchta (2000) utilizan hidrolizado proteínico de suero de leche
para lograr películas de propiedades mecánicas similares a las de proteína
aislada de suero de leche, pero de mayor barrera a la oxidación. Estos mismos
autores señalan la importancia de contar con mayores datos de las
propiedades formadoras de películas de materiales específicos para poder
diseñar películas de aplicaciones particulares. También llaman la atención
sobre la necesidad de realizar estudios fundamentales sobre las relaciones
composición de la película-estructura y función, como un paso crítico que
conduzca a la aplicación en alimentos.
La información sobre el diseño de películas multicomponentes, es decir, a partir
de dos o más biopolímeros de diferente naturaleza es escasa, sin embargo, de
acuerdo con lo presentado anteriormente, sería posible diseñar mezclas
biopoliméricas para obtener películas de función deseada, pero para ello
resulta necesario caracterizar primero el tipo de interacciones entre los
componentes de las películas, para responder, adecuadamente a la
interpretación de la relación estructura-función.
En este sentido, la caracterización de las dispersiones de los biopolímeros en
sistemas complejos se torna relevante, ya que al coexistir diferentes especies
moleculares, con propiedades funcionales específicas, pueden generar
sistemas multifases como respuesta a la interacción molecular (biopolímeroagua, biopolímero-biopolímero), que puede ser de carácter transitorio o incluso
involucrar la formación de complejos solubles e insolubles, lo cual será
expresado en una modificación de las propiedades de las películas que formen.
En sistemas poliméricos mixtos, se han reconocido de manera general, tres
tipos de comportamiento, dependiendo de la naturaleza de los polímeros:
Compatibilidad, incompatibilidad y asociación polimérica, comportamientos
todos ellos, influenciados por la termodinámica del sistema.
La compatibilidad termodinámica involucra generalmente hidrocoloides con
carga opuesta o con estructuras químicas que permitan generar una unión o
atracción entre macromoléculas, dando origen a la formación de complejos
solubles (sistemas homogéneos) o insolubles, precipitando y generando una
fase agotada en ambos componentes de la mezcla y un complejo insoluble.
La creación de complejos insolubles ha tenido aplicación microencapsulación y
en la recuperación de proteínas de efluentes (Morris 1990, Tolstoguzov y
Braudo, 1983), mientras que la formación de complejos solubles ha tenido
auge en la industria láctea donde se aprovechan las interacciones
electrostáticas entre las proteínas lácteas
y la -carragenina (Capronet al,
1999).
Por otra parte, cuando la energía de interacción entre cadenas no es favorable
termodinámicamente, las macromoléculas tienden a excluirse generando las
dos fases en equilibrio (incompatibilidad termodinámica). Sin embargo pueden
surgir fenómenos adicionales, particularmente cuando un componente tiene la
habilidad de gelificar, lo cual impide que la separación de fases se complete a
escala microscópica y la estructura final del sistema no se
encuentre en
equilibrio termodinámico. El resultado es una morfología compleja con una
textura especifica en donde la reología global así como la fase continua y
dispersa tienen un papel fundamental en la caracterización de estos sistemas.
Por último, la asociación polimérica, es el resultado de la co-precipitación de los
polímeros como un coacervado sólido o en algunos casos, la formación de un
gel (Weinbreck et al., 2002).
En macromoléculas sintéticas, las soluciones concentradas de polímeros
químicamente no similares no se
mezclan generalmente, pero forman dos
fases coexistente que
contienen uno de los dos polímeros en mayor
proporción. La compatibilidad ha sido solamente demostrada para un intervalo
de concentraciones de pocos pares de polímeros por lo que se ha asumido
que la incompatibilidad parece ser la situación más normal y la compatibilidad
la excepción, la cual algunas veces es
solo aparente debido a
la alta
viscosidad de la fase continua, lo cual retrasa la separación de fases (Dobry y
Boyer- Kawenski, 1947).
En sistemas poliméricos
biológicos, el estudio de la incompatibilidad en
mezclas empezó a tener auge en la década pasada, a pesar de evidencias
reportadas de más de un siglo de antigüedad según la bibliografía citada
(Grinberg y Tolstoguzov, 1997). La formación de complejos solubles por la
unión intermolecular de biopolímeros disimiles, ha sido propuesta como un
posible mecanismo que
explique las
propiedades de
sistemas de
polisacáridos mezclados en donde se ha manifestado un efecto sinérgico en
sus propiedades reológicas, por ejemplo mezclas xantana-goma de algarrobo,
-carragenina-goma de algarrobo, -carragenina-Konjac, xantana-Konjac (Dea
y Morrison, 1975, citado en Morris, 1990, Williams et al., 1991, Goycoolea et
al., 1994). Sin embargo, existe también una fuerte corriente científica que
apoya la existencia de incompatibilidad termodinámica en estos sistemas con
sinergia (Alloncle y Doublier, 1991; Papageorgiou et al., 1994; Fernandes et al.,
1994). De acuerdo a esta última corriente la exclusión de macromoléculas
propicia la
creación de
dominios donde los polímeros se
rodean de
moléculas similares reforzando las zonas de unión y por lo tanto se produce un
incremento en el valor de los módulos elásticos, ya que el módulo de cizalla
de un gel usualmente es proporcional al cuadrado de su concentración (Ferry,
1980); esto significa que pequeñas adiciones de un hidrocoloide pueden
incrementar suficientemente el módulo elástico de un gel. Presumiblemente,
los efectos antagónicos resultarían de la formación de complejos solubles e
insolubles que no pueden formar una red tridimensional adicional, debido a su
baja concentración. Aun así estos fenómenos no están completamente claros y
el mecanismo molecular de sistemas binarios de biopolímeros todavía está en
debate.
Frecuentemente se especula sobre la presencia de uniones heterotípicas de
este tipo en mezclas de hidrocoloides con sinergismo en
sus propiedades
reológicas. El ejemplo más ilustrativo es el caso de xantana- algarrobo, ambos
polisacáridos no son gelificantes, pero su mezcla forma un gel con propiedades
elásticas importantes (Copetti et al.,1994).
Por otro lado, el caracterizar las propiedades de las películas de los diferentes
biopolímeros utilizados para formarlas, ya sea solos o combinados, puede
definir aplicaciones potenciales, para resolver problemas específicos ya sea
para mejorar la conservación de los productos alimenticios, o bien para poder
suministrar principios funcionales.
Es importante mencionar que este proyecto fue aprobado en el año 2004 para
iniciarse en enero de 2005, con una duración de tres años, por lo que ya se
tienen avances sobre el mismo.
ORIGINALIDAD
La obtención de materiales alternativos eficientes, de bajo costo y no
contaminantes impulsa el interés científico y tecnológico para el estudio de
películas comestibles. Las películas comestibles comúnmente se elaboran con
uno o dos componentes. Sin embargo, por sí solo, un tipo de biomolécula
puede no ofrecer las propiedades que se requieren de ella. Las características
de las películas de un solo componente, pueden modificarse por medio de
reacciones químicas, tratamientos físicos con ultrasonido y radiación, etc., lo
cual
puede
ser
muy costoso.
Una
alternativa
es
diseñar
sistemas
multicomponentes, combinando biomoléculas, para promover reforzamientos
estructurales y de barrera, lo que dependerá fuertemente de su composición
química, su estructura y del tipo de interacciones que ocurran entre ellos.
Combinando las ventajas que ofrecen diversos polisacáridos con las de las
proteínas, podrían obtenerse películas comestibles con propiedades mejoradas
o modificadas de acuerdo a las necesidades de aplicación. Pocos son los
estudios que se han realizado sobre este tipo de películas multicomponentes,
que podrían beneficiar a la industria de alimentos permitiendo innovaciones en
la aplicación y opciones para la reducción del uso de empaques no
degradables.
METAS
a)
Científicas:
Establecer la relación entre las propiedades de las dispersiones por efecto de
la interacción entre biomoléculas y la estructura y funcionalidad de las películas
multicomponentes.
Establecer la relación estructura-propiedades/función de biomoléculas para
aplicaciones específicas.
b)
Formación de recursos humanos:
En el marco de este proyecto, han obtenido su título de licenciatura tres
alumnos de Ingeniería Química del Instituto Tecnológico de Oaxaca.
Actualmente se están realizando dos proyectos de opción terminal de nivel
licenciatura y se colabora en un proyecto doctoral.
METODOLOGÍA
Materiales
Mezclas multicomponentes: Se utilizaran los siguientes biopolímeros: Un
concentrado de proteínas de suero de leche, WPC, (81.5% proteína, 4.5%
humedad, 2.7% cenizas, 4.7% lactosa, 6.0% grasa) que se obtuvo en Land
O’Lakes Inc. (Minnesota, EUA); alginato de sodio (AS) y -carragenina (KCG)
de Gardhal, S.A. (México, D. F.); goma de mezquite (GM) de Natural Products
(México D. F.). Como plastificante se utilizó sorbitol (S) (70% pureza) de
Droguería Cosmopolita, S.A. de C.V. (México, D. F.).
Otros materiales para aplicación específica, que serán caracterizados en sus
propiedades de formar películas y las propiedades de las mismas serán: Agar
hidro (Industrias Ragar S.A. de C.V., México), -carragenina (FMC), fécula de
papa (fécula de papa holandesa de Droguería Cosmopolita, Mex.), goma
arábiga (Dermet de México S.A. de C.V., México), pectina (Genu B, Química
Hércules S.A. de C.V. México), quitosano (extraído experimentalmente, PM:
52,800 gmol; GD1: 99%), tragacanto (Industrias Ragar S.A. de C.V., México) y
xantana (Dermet de México S.A. de C.V., México).
Diseño experimental para mezclas multicomponentes
Se eligió un diseño de mezclas de cuatro componentes (WPC, AS, KCG
y GM), Simplex Lattice grado 3, con aumento de puntos axiales y punto de
mezcla central (Cuadro 1) (MINITAB para Windows versión 14, MINITAB, Inc).
Cuadro 1. Diseño experimental de mezclas para elaborar las películas
Tratamiento
GM
WPC
AS
KCG
t-1
1.0000
0.0000
0.0000
0.0000
t-2
0.6650
0.3350
0.0000
0.0000
t-3
0.6650
0.0000
0.3350
0.0000
t-4
0.6650
0.0000
0.0000
0.3350
t-5
0.3350
0.6650
0.0000
0.0000
t-6
0.3330
0.3330
0.3330
0.0000
t-7
0.3330
0.3330
0.0000
0.3330
t-8
0.3350
0.0000
0.6650
0.0000
t-9
0.3330
0.0000
0.3330
0.3330
t-10
0.3350
0.0000
0.0000
0.6650
t-11
0.0000
1.0000
0.0000
0.0000
t-12
0.0000
0.6650
0.3350
0.0000
t-13
0.0000
0.6650
0.0000
0.3350
t-14
0.0000
0.3350
0.6650
0.0000
t-15
0.0000
0.3330
0.3330
0.3330
t-16
0.0000
0.3350
0.0000
0.6650
t-17
0.0000
0.0000
1.0000
0.0000
t-18
0.0000
0.0000
0.6650
0.3350
t-19
0.0000
0.0000
0.3350
0.6650
t-20
0.0000
0.0000
0.0000
1.0000
t-21
0.2500
0.2500
0.2500
0.2500
t-22
0.6250
0.1250
0.1250
0.1250
t-23
0.1250
0.6250
0.1250
0.1250
t-24
0.1250
0.1250
0.6250
0.1250
t-25
0.1250
0.1250
0.1250
0.6250
Caracterización de las dispersiones acuosas
Viscosidad
Se prepararán dispersiones acuosas al 2.5% (p/p) de las mezclas descritas en
el cuadro 1. Se determinará la viscosidad aparente de las dispersiones de las
mezclas y de cada uno de los componentes, en las máximas concentraciones
descritas por el diseño experimental. También se determinará la viscosidad de
cada componente por separado en cada concentración descrita en el diseño
experimental. Los componentes de cada mezcla se dispersarán por separado
y esas dispersiones se mezclarán para integrar la composición del tratamiento.
Se utilizará un viscosímetro Brookfield Rheocalc (Brookfield Engineering Lab,
Inc., USA). Las determinaciones se realizarán a 45 °C durante 1 min.
Caracterización reológica
Se utilizará un viscosímetro Brookfiel LVT. En un vaso de 600 mL se colocarán
500 mL de la dispersión de cada uno de los biopolímeros utilizados, a 45
0
C.
Se probarán todas las agujas del viscosímetro para encontrar el huso o
aguja que proporcione lectura a todas las velocidades del viscosímetro y
ese huso será el empleado en la caracterización. Después, con la aguja
seleccionada a una velocidad de 20 rpm a intervalos de un minuto se toman
las lecturas sin apagar el viscosímetro. Si hay variación en las lecturas se
mantendrá prendido el viscosímetro hasta que las lecturas sean las mismas.
Sin apagar el viscosímetro una vez que se obtuvieron las lecturas constantes
se varían las velocidades (rpm) del viscosímetro cubriendo el rango que
ofrece éste, desde la velocidad más baja a la más alta y luego a la inversa.
Mediante el tratamiento de datos se obtendrán los valores de los parámetros
reológicos n (índice de comportamiento al flujo) y k (índice de consistencia).
Turbidez
Cada una de las dispersiones será evaluada en cuanto a su turbidez, utilizando
un turbidímetro HF-Micro 100 Laboratory, siguiendo la misma estrategia
planteada en la determinación de viscosidad.
Determinación de la constante dieléctrica
La constante dieléctrica de las dispersiones y películas de biopolímero se
determinará a partir de la medición de la capacitancia empleando un
multímetro Wavetek 27XT, calculando con la siguiente fórmula:
E = Cd/Eo A
Donde E es la constante dieléctrica, C la capacitancia, d la distancia, E o la
constante dieléctrica del aire y A el área
Formación de las películas
Se prepararán dispersiones acuosas al 2.5% (p/p) de los biopolímeros de
acuerdo al diseño experimental (cuadro 1), dispersando cada uno por
separado. Cuando el WPC y/o la GM estén presentes en la formulación, sus
dispersiones se calentarán a 90° C por 30 min
para desnaturalizar las
proteínas (Pérez-Gago, 1999). Se utilizará un homogeneizador Ultra Turrax
Polytron (Modelo PT MR 2100, Kinematica A.G, Suiza) a 19 000 rpm durante 3
min.
Las soluciones se llevarán a 50° C, mezcladas según el caso
y
desgasificadas al vacío para remover el aire disuelto. Se adicionará entonces el
plastificante, para tener una relación biopolímeros/sorbitol, de 2.3 (Mc Hugh y
Krochta, 1994).
Buscando minimizar las variaciones en espesor, en todos los casos se vaciará
la misma cantidad de solución (20 mL) en una placa de 15 cm x 15 cm, con un
aro de policloruro de vinilo de 11 cm de diámetro interno. La placa se cubrirá
con una película hidrofóbica de teflón FEP de 3.0 mm de espesor cuyo
coeficiente de fricción es muy bajo y posee buenas
características para
limpiarlo y remover las películas formadas sobre él (Anker, 1998). Se dejará
enfriar y secar a temperatura ambiente por aproximadamente 20 h, en una
superficie nivelada. Las películas se separarán de la placa y se acondicionarán
en una cámara a 20  3° C y 50% de humedad relativa, con una solución
sobresaturada de nitrito de potasio, al menos 48 horas antes de ser usadas en
cualquier prueba (Anker, 2000). Este acondicionamiento favorece el manejo y
el cortado de las películas.
Determinación de las propiedades mecánicas
La películas se cortarán en tiras (80 mm x 25 mm) (Kim y Park, 2002) utilizando
una navaja y se colocarán en las pinzas de un analizador de textura (modelo
TA-XT2, Stable Micro Systems, Godalming, England), para determinar sus
propiedades mecánicas de acuerdo a la norma ASTM D882-97. Los extremos
de las tiras de película serán recubiertos con cinta adhesiva para evitar su
ruptura al hacer contacto con las pinzas (Mc Hugh y Krochta, 1994). El área
final expuesta será de 50 mm xr 25 mm.
La distancia inicial se fija en 50 mm y la velocidad del cabezal, en 24 mm min -1
(Anker, 2001). Los datos de fuerza y elongación se registran durante la prueba,
a partir de los cuales se calcula, el esfuerzo tensil (ET), el % elongación (%E),
el esfuerzo tensil en la ruptura (ETR), el módulo de elasticidad (ME), el índice
de ruptura (IR) y la energía tensil de la ruptura.
Espesor de las películas
Se mide el espesor de las películas con un micrómetro digital Mitutoyo (Tokio,
Japón), en cinco posiciones aleatorias, reduciendo lentamente el espacio entre
la película y el micrómetro hasta el primer indicio de contacto. Se utiliza el valor
promedio en la determinación de las propiedades mecánicas.
Comportamiento calorimétrico de las películas
Se cortará una sección central de la película, se reduce su tamaño de partícula
y se pesa de 4 a 5 mg en una celda de aluminio que se cerrará
herméticamente. La rampa de calentamiento será de 5°C/min y se registrará el
termograma. El equipo será previamente calibrado Se calibra el equipo con
Indio. Se utilizará un DSC Perkin-Elmer Pyris 7.
Determinación de la actividad de agua
Se utilizará un equipo AquaLab V.15 (Decagon Devices, Inc. USA)
Determinación de humedad
Se determinará la humedad de las películas por el método directo de pérdida
de peso, utilizando una termobalanza a una temperatura de 70 °C.
Análisis estadístico de los datos
Se calcularán los espesores promedio con sus respectivas desviaciones típicas
para cada uno de los tratamientos del diseño experimental y para el total del
mismo con el fin de determinar su variabilidad y reproducibilidad.
Para cada una de las propiedades mecánicas determinadas y/o calculadas se
realizará el análisis estadístico de los datos utilizando MINITAB versión 14 para
Windows, consistiendo en: 1) Análisis de los residuales de cada variable de
respuesta a través de sus gráficas de probabilidad normal, histograma de
frecuencia, residuales vs tratamientos y residuales vs valores ajustados. 2)
Análisis de variancia (ANOVA) y la determinación del modelo matemático que
describe el comportamiento general de la variable analizada. 3) Obtención y
análisis de las gráficas de superficie de respuesta.
Topografía de las películas multicomponentes
Se usará un microscopio de fuerza atómica marca Digital, modelo CPR, en
modo de contacto, con punta de nitruro de silicio, de longitud de 11 µm y un
radio de curvatura de 5 nm. La frecuencia de barrido será de 1 Hz. La fuerza
aplicada entre la muestra y la punta será de 10 nN. El cantilever a usado tiene
una constante de resorte de 0.06 N/m.
Con relación a las muestras, se tomará una pequeña porción de la parte central
y de la orilla de cada película la cual se fijada por medio de una cinta de doble
cara adhesiva al portamuestras del microscopio.
Estudio de las interacciones proteína-polisacárido en un sistema modelo
Estudio por microcalorimetría diferencial de barrido
Se analizará cómo la presencia de un polisacárido afecta la estabilidad de las
proteínas, tomando como modelo de estudio, una proteína.
Primero se realizará la caracterización térmica de los polisacáridos carragenina,
alginato
de
sodio
y goma
de
mezquite,
utilizando
un
microcalorímetro MicroDSC Setaran III (Setaran, Francia). Se prepararán
dispersiones acuosas al 3% de cada uno de los polisacáridos (Baeza y Pilosof,
2002). Se tomará una muestra de 600 a 800 mg para determinar su
termograma, el programa de calentamiento será determinado en estudios
preliminares.
Para el estudio con la proteína, se preparará una dispersión acuosa al 0.15 %
de proteína, utilizando un desintegrador de tejidos Ultra Turrax Polytron
(Modelo PT MR 2100, Kinematica A.G, Suiza) a 33,000 rpm durante 5 min.
Esta dispersión se mezclará con la dispersión de polisacárido antes descrita,
en proporción de 1:1, de donde se toma la muestra (aproximadamente con
exactitud de 600 a 700 mg) para la determinación del termograma, bajo el
mismo programa de calentamiento que se determine. Antes de correr las
muestras se medirá el pH a una temperatura de 19.3 ± 10C.
Estudio por electroforesis
Se prepararán tres soluciones mezclando una proteína con tres diferentes
polisacáridos (Goma de Mezquite, Alginato de sodio y Carragenina), pesando
50 g de proteína y disolviendo en 100 mL de agua bidestilada y 3g de
polisacárido en 100 mL de agua bidestilada y mezclando 1:1 de forma
homogénea.
Posteriormente cada dispersión será sometida a diferentes tratamientos
térmicos (Baeza y Pilosof, 2002) (cuadro 2). Cada determinación se realizará
por duplicado.
La metodología a seguir será la descrita por Laemmli (1970), es decir,
electroforesis en gel de dodecil sulfato de sodio- poliacrilamida.
Estudio por determinación de la turbidez.
La turbidez de las muestras (cuadro 2) se realizará utilizando un equipo HFMicro 100 Turbidimetry Laboratory, siguiendo el procedimiento del equipo y
haciendo análisis por duplicado par cada mezcla.
Cuadro 2. Tratamientos térmicos utilizados para las interacciones
proteína-polisacárido
Muestra
1) Proteína-Goma de Mezquite
2) Proteína – Alginato
3) Proteína – Carragenina
Tratamientos
10 min/68°C
50 min/68°C
70 min/68°C
90 min/68°C
10 min/68°C
50 min/68°C
70 min/68°C
90 min/68°C
10 min/68°C
50 min/68°C
70 min/68°C
90 min/68°C
Caracterización de materiales biopoliméricos de aplicación específica
Pruebas preliminares
Se elaborarán películas de fécula de papa y de fécula de papa/sorbitol
(70% USP de Droguería Cosmopolita, Mex.), como plastificante, en una
relación 80:20 (w/w) a una concentración del 7%, para evaluar la facilidad de
formación de película.
Formación de las películas
Se elaborarán películas de fécula de papa/goma arábiga, películas de fécula de
papa y películas de quitosano.
Para la elaboración de las películas de fécula de papa/goma arábiga se
empleará un diseño Simplex Lattice para dos componentes (Montgomery,
2000) con nueve mezclas posibles a una concentración del 5% (cuadro 3).
Se pesa la cantidad adecuada de cada uno de los componentes y se mezclan
en un homogeneizador (Politron PT - MR 2100, Kinemática AG, Suiza.);
posteriormente, se calientan hasta los 80°C. Solamente para la mezcla 1 se
calienta hasta llegar a la gelatinización de la fécula de papa y en la mezcla 7, la
concentración será del 15%, debido a que la goma arábiga necesita altas
concentraciones para formar una película de espesor adecuado. Las muestras
se desgasificarán al vacío por un tiempo de 10 a 50 minutos. Se tomarán 20
mL de cada mezcla y se vaciarán sobre tablas recubiertas de teflón delimitadas
por un aro de PVC de 11.1 cm de diámetro interno. Las películas se secan a
una temperatura de 45°C durante 12 a 16 horas.
Cuadro 3. Diseño experimental para elaborar películas de fécula de
papa/goma arábiga
TRATAMIENTO FÉCULA DE
PAPA
GOMA
ARÁBIGA
1
1.0000
0.0000
2
0.8333
0.1667
3
0.6667
0.3333
4
0.5000
0.5000
5
0.3333
0.6667
6
0.1667
0.8333
7
0.0000
1.0000
8
0.7500
0.2500
9
0.2500
0.7500
Por otro lado, se elaborarán películas de fécula de papa al 1, 2 y 3%. La
mezcla se calentará hasta el punto de gelatinización, se desgasificará en un
lapso de 5 a 20 min y se tomarán 20 mL de ésta para vaciarse sobre tablas
recubiertas de teflón delimitadas por un aro de PVC de 11.1 cm de diámetro
interno. Las películas se secan a una temperatura de 45°C durante 10 a 13
horas.
En la elaboración de las películas de quitosano al 1, 2 y 3%, éste se disuelve
en una solución de ácido acético al 1% con agitación magnética de ½ a 1½
horas. El pH de las soluciones se ajusta con NaOH hasta llegar a un valor entre
5.4 y 5.7 (Arvanitoyannis et al., 1998). Se desgasifica al vacío entre 30 y 60
min, y se vacían en tablas recubiertas con teflón delimitadas por un aro de
PVC de 11.1 cm de diámetro interno. Se secan en la estufa a 45 °C en un lapso
de 10 a 13 horas.
Se mide el grosor en cada una de las películas con un micrómetro digital
(Digimatic Micrometer Mitutoyo) como ya se describió antes.
Solubilidad en solución alcohólica
A las nueve películas de mezclas de fécula de papa/goma arábiga, indicadas
en el cuadro 2, se les realizará la prueba de solubilidad para saber la velocidad
de disolución de cada una en una solución alcohólica. De igual manera, esta
prueba se realizará para las películas de fécula de papa y de quitosano a
diferentes concentraciones.
De las películas de fécula de papa/goma arábiga se pesaran 8 muestras
iguales de cada una de las nueve mezclas (Cuadro 2), haciendo un total de 72
muestras; cada pedazo de película se sumergirá en 20 mL de solución
alcohólica y cada tercer día se pesará la muestra.
Para cada medición, la porción de película en la solución alcohólica, se filtrará
al vacío y el residuo de película que queda en el papel filtro se secará a
temperatura ambiente hasta peso constante.
En las películas de fécula de papa y quitosano al 1, 2 y 3% se seguirá el mismo
método de medición que para las anteriores.
GRUPO DE TRABAJO
Investigadores de la Universidad Iberoamericana
Dra. Ruth Pedroza Islas.
M.C. Dora Luz Villagómez Zavala
M.C. Enrique Sánchez Aguilera
M.C. María del Carmen Chaparro Mercado
M.C. Samuel Macías Bravo
Dr. Alberto Quezada Gallo
Dr. Rubén Moreno Terrazas-Casildo
Q.A. Mayra Fabregat
Investigadores de otras instituciones
Dr. Jaime Vernon Carter. UAM-Iztapalapa
M.C. Miriam Cortés Noh. Instituto Tecnológico de Oaxaca
Cand. Dr. Javier Osés Fernández. Universidad Pública de Navarra
Dr. Sergio Tomás. CINVESTAV
Dr. Alfredo Cruz Orea. CINVESTAV
M.C. Rogelio Fragoso. CINVESTAV
M.C. Guadalupe Franco Rodríguez. UNAM
Biól. Leticia Villagómez Zavala.
Dr. Eduardo San-Martín. CICATA-IPN.
INFRAESTRUCTURA (UIA)
Homogenizadores
Viscosímetro Brookfield
Turbidímetro
MicroDSC
DSC
Celda de electroforesis MiniProtean III Bio-Rad
Balanzas analíticas
Cámara de humedad relativa controlada
PROGRAMA DE ACTIVIDADES
Actividad
Puesta a punto
de equipos y
montaje
de
algunas
metodologías
de análisis
Caracterización
de las
dispersiones
Formación de
películas y
pruebas
mecánicas
Topografía
de películas y
análisis de
microestructura
Estudio de
interacciones
proteínapolisacárido
Formación de
películas y
caracterización
calorimétrica
Caracterización
de materiales
de aplicación
específica
Evaluación de
películas en
aplicaciones
específicas
Análisis de
resultados e
informe
Año 2005
Año 2006
Semestre 1
Semestre 2
Semestre 1
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
Año 2007
Semestre 2
Semestre 1
xxxxxx
xxxxxx
Semestre 2
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
xxxxxx
PRESUPUESTO
Gasto corriente: Se solicita un total de $223,200, cuyo desglose se encuentra
detallado en el formato del portal de gestión de la investigación. Cabe
mencionar que $134,000 corresponde a honorarios de apoyo a la investigación
y $50,000 para becarios. El resto es gasto de operación.
CONSISTENCIA CON PROGRAMAS DE LA UIA
El proyecto aborda una temática que permite la integración de conocimientos
de los estudiantes y académicos que en él participan. También da cabida a que
los estudiantes de la licenciatura en Ingeniería en Alimentos, en Nutrición o en
Ingeniería Química,
se inicien en el aprendizaje de la metodología de
investigación científica y desarrollen sus proyectos de opción terminal.
RESULTADOS ENTREGABLES
Publicaciones: 2 artículos en revistas internacionales arbitradas
Formación de recursos humanos: 5 tesis de licenciatura o proyectos de
opción terminal-titulación (para el caso de alumnos de la UIA). Asesoría a una
tesis de doctorado.
BIBLIOGRAFÍA
Alloncle M y Doublier JL. 1991. Viscoelastic propesties
starch/hydrocolloid pastes and gels. Food Hydrocol 5, 455-467.
of
maize
Anker M., Stading M. y Hermansson A. 2000. Relationship between the
microstructure and the mechanical and barrier properties of whey protein films.
J. Agric. Food Chem. 48 (9): 3806-3816.
Anker, M., Stading, M., y Hermansson A..M. 2001. Aging of whey protein films
and the effect on mechanical and barrier properties. J. Agric. Food. Chem. 49,
989-995.
Arvanitoyannis I. S., Nakayama A. y Aiba S. 1998. Chitosan and gelatin based
edible films : state diagrams, mechanical and permeation properties.
Carbohydrate Polymers 37 (4) : 371 – 382.
Avena-Bustillos R.J., Krotchta J. y Saltveit M. 1997. Water vapor resistence of
red Delicious apples and celery sticks coated with edible caseinate-acetylated
monoglyceride films. J. Food Sci. 62(2): 351-354.
Capron I., Nicolai T. y Durand D. 1999. Heat induced aggregation and gelation
of -lactoglobulin in the presence of -carrageenan. Food Hydrocolloids 13: 15.
Copetti G, Lapasin R, Morris ED, Pricl S, Richardson RK. 1994. Synergistic
interactions in xanthan-locust bean gum gels. En: Progress and Trends in
Rheology IV. Proceedings of 4th European Rheology Conference, Gallegos, C
(ed), 215-217.
Dobry A y Boyer-Kawenoki F. 1947. Phase separation in polymer solution. J.
Polymer Sci 2 (1).
Donhowe G. y Fennema O. 1994. Edible films and coatings: Characteristics,
formation, definitions, and ttesting methods. En: Edible coatings and films to
improve food quality, Krotchta J., Baldwin E. y Nisperos-Carriedo M (eds),
Technomic Publishing Co., Inc. Lancaster, Pennsylavnia. Pp. 1-22.
Fernandes PB, Goncalves MP, Doublier JL. 1994. Rheological behaviour of
kappa-carrageenan/galactomannan mixtures at a very low level of kappacarrageenan. J. Texture Stud 25, 267-283.
Ferry JD. 1980. Viscoelastic properties of polymers. John Wiley & Sons.
Goycoolea FM, Foster TJ, Richardson RK, Morris ER, Gidley MJ. 1994.
Synergistic gelation of galactomannans of konjac glucomannan: binding or
exclusion? En: Gums and stabilisers for the food industry 7. Phillips GO,
Williams PA y Wedlock DJ (eds), IRL Press at Oxford University Press, Oxford,
333-344.
Grinberg VY y Tolstoguzov VB. 1997. Thermodynamic incompatibility of
proteins and polysaccharides in solutions. Food Hydrocoll 11, 145-158.
Krotchta J. y De Mulder C. 1997. Edible and biodegradable polymer films:
Challenges and opportunities. Food Technology 51(2): 61-74.
Laemmli, U.K.(1970). Nature (London) pág. 227,680
Morris ER. 1990. Mixed polymer gels. En: Food gels, Harris P. (ed), Elsevier
Applied Sci. Nueva York, 79-119.
Papageorgiou M, Kasapis S, Richardson RK. 1994. Steric exclusion
phenomena in gellan/gelatin systems. I Physical properties of single and binary
gels. Food Hydrocol 2, 97-112.
Park S.K., Rhee C.O, Bae D.H. y Hettiarachchy N.S. 2001. Mechanical
properties and water-vapor permeability of soy-protein films affected by Calcium
salts and glucono-d-lactona. J. Agric. Food Chem. 49 (5): 2308-2312.
Pérez-Gago, M.B., Nadaud,P., Kochta, J.M. 1999. Water Vapor Permeability,
Solubility, and Tensile Properties of Heat-denatured versus Native Whey
Protein Films. J. Food Sci. 64(6) 1034-1037.
Samant S.K., Singhal R.S., Kulkarni P.R. y Rege D.V. 1993. Proteinpolysaccharide interactions: a new approach in food formulations. International
Journal of Food Science and Technology 28: 547-562.
Schorsch C., Jones M.G. y Norton, I.T. 1999. Thermodynamic incompatibility
and microstructure of milk protein/locust bean gum/sucrose systems. Food
Hydrocolloids 13: 89-99.
Sothornvit R. y Krotchta J.M. 2000. Oxygen permeability and mechanical
properties of films from hydrolyzed whey protein. J. Agric. Food Chem. 48(9):
3913-3916.
Tolstoguzov V.B. 1986. Functional properties of protein-polysaccharide
mixtures. En: Functional Properties of Food Macromolecules, J.R. Mitchel y
D.A. Ledward (eds). Elservier. Londres. Pp. 385-415.
Weinbreck F., de Vries R., Schrooyen P. y de Kruif C.G. 2002. Complex
coacervation of whey proteins and gum arabic. Biomacromolecules
Williams P.A y Phillips G.O. 1995. Interactions in mixed polysaccharide
systems. En: Food Polysaccharides and their applications, Alistar M.S. (editor).
Marcel Dekker, Inc. EUA.
Descargar

Tratamientos - Universidad Iberoamericana

Preguntas del examen de documentación administrativa 2001−2002 •

Preguntas del examen de documentación administrativa 2001−2002 •

CatalogaciónFondos especialesClasificación y ordenación de fondosConservaciónSoportesPreguntasFormatos

PRACTICA 3 MICROSOFT ACCESS

PRACTICA 3 MICROSOFT ACCESS

InformáticaTablasVideoclubMicrosoft Access

Planeación general de negocios

Planeación general de negocios

Estructuras de la informaciónNiveles de requerimientoSistemasde Información AdministrativaAnálisis de empresasDetermínación de necesidades

REFLEXIÓN

REFLEXIÓN

PelículasSociedad: influenciasOfertaComunicaciónSociologíaEntretenimientoSpots publicitarios