Universidad Autónoma de Baja
California
Facultad de Ciencias Marinas
Manual de Prácticas de Laboratorio de Fitoquímica
Marina
Dr. Enrique Hernández Garibay
Responsable de la elaboración del manual de Fitoquímica Marina.
[Avalado, Validado] el [fecha] por Consejo Técnico
Universidad Autónoma de Baja
California
Facultad de Ciencias Marinas
Directorio
Dr. Felipe Cuamea Velázquez
Rector UABC
Dr. Oscar Roberto López Bonilla
Vicerrector, UABC Campus Ensenada
Dr. Juan Guillermo Vaca Rodríguez
Director FCM
Dr. Victor Antonio Zavala Hamz
Subdirector, FCM
Índice
Índice ..................................................................................................................................................................................................... iii
Introducción ........................................................................................................................................................................................ 1
Encuadre del Sistema de Prácticas ............................................................................................................................................. 3
Competencias a las que contribuye ........................................................................................................................................... 4
Ubicación dentro del mapa curricular ...................................................................................................................................... 5
Programa de Prácticas..................................................................................................................................................................... 6
Propósito General de las Prácticas de Fitoquímica ............................................................................................................. 8
Práctica 1: Análisis proximal de Algas Marinas.................................................................................................................... 12
Práctica 2. PIGMENTOS ALGALES ...............................................................................................................................................27
POLISACARIDOS ALGALES ....................................................................................................................................................................................................................34
Práctica 3: Extracción de Agar......................................................................................................................................36
Práctica 4: Extracción de Carragenanos.....................................................................................................................43
Práctica 5: Extracción de ALGINATOS........................................................................................................................................49
Práctica 6: Reología é histéresis de los geles de agar y carragenano....................................................................56
PRÁCTICA 7. ESTIMACIÓN DE LA 3,6 ANHIDROGALACTOSA EN AGAR Y CARRAGENANO.....................63
Práctica 8: Viscosidad de los alginatos, propiedades gelificantes y la Influencia de la concentración y el
efecto de contra-ion.....................................................................................................................................................69
Práctica 9: Aglutinación de células sanguíneas por Lecitinas y Polifenoles de algas marinas.....................78
Práctica 10: Aplicaciones..............................................................................................................................................82
RECOMENDACIONES GENERALES PARA EL TRABAJO DE LABORATORIO....................................................84
COMPORTAMIENTO EN EL LABORATORIO...........................................................................................................84
Normas Generales de Seguridad e Higiene................................................................................................................85
Medidas Generales en Caso de Accidente.................................................................................................................................87
Manual de Prácticas de Laboratorio de Fitoquímica Marina
Introducción
Página 1
Este manual está diseñado para estudiantes de Ciencias Naturales. Está destinado a servir
de complemento a la materia de Fitoquímica Marina de la carrera de Oceanología de la
Facultad de Ciencias Marinas de la Universidad Autónoma de Baja California, pero podrá,
mediante adaptaciones y modificaciones leves, ser usado en cualquier carrera afín.
INTRODUCCIÓN
Las algas marinas se encuentran en todas la costas del mundo, además de su papel
como nicho ecológico y aporte de alimento para diferentes organismos, también
representan, un recurso natural de suma importancia en la economía de las poblaciones
costeras. El éxito de las aplicaciones de los vegetales marinos y de sus compuestos
derivados, en diferentes aspectos de la vida diaria, se debe a la investigación sistemática
de este recurso y a la aplicación de sus resultados. La Fitoquímica Marina es una ciencia
que incorpora varias disciplinas con la finalidad de aportar nuevos conocimientos y
aplicaciones de los constituyentes bioquímicos de los vegetales marinos.
Las algas marinas, son productores primarios; la energía solar es atrapada por el sistema
pigmentario para realizar la fotosíntesis; es un grupo de plantas muy heterogéneo y en
función de sus características de pigmentación, se agrupan en varias divisiones; siendo
estas, las algas verdes o clorofitas, algas rojas o rodofitas y algas cafés o faeofitas.
La utilización de las algas marinas se remonta hasta tiempos muy antiguos (600-800
AC) y sus usos han variado con el tiempo y la localización geográfica. Tradicionalmente las
algas han tenido diferentes aplicaciones, desde aquellas en que se usa en forma directa,
como alimento humano, forrajes, abono, etc., hasta aplicaciones en las que se requiere
cierto tipo de procesamiento, por ejemplo, la combustión directa fue usada para la
obtención de iodo, potasio y sodio; por pirólisis, se obtienen solventes, carbón activo etc.,
por fermentación se logra la obtención de ácidos orgánicos, solventes, gas etc.
Una extracción empleando solventes orgánicos, logra la separación de compuestos
lipofílicos, como esteroides y otros compuestos orgánicos importantes, mientras que por
extracción acuosa, se logra la obtención de los ficocoloides tales como el agar,
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Introducción
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carragenanos y alginato, compuestos que por sus características fisicoquímicas únicas de
viscosidad y gelificación, desde su descubrimiento han alcanzado una aceptación cada vez
mayor, siendo en la actualidad compuestos indispensables en la vida diaria.
A
nivel mundial pueden distinguirse 2 patrones de utilización principales;
primeramente en el oriente incluyendo países como China, Japón y Corea, el
aprovechamiento de las algas está orientada principalmente a la alimentación humana
(Indergaard, et.al. 1991), donde los recursos para este propósito provienen tanto de
praderas naturales como de cultivo. Por otra parte en los países de occidente y Europa
oriental las algas se emplean preferentemente como fuente de coloides, forrajes y
fertilizantes (Jensen, 1993).
Es importante mencionar que además de las aplicaciones anteriores, las algas son fuente
de una amplia diversidad de metabolitos secundarios, tales como, polisacáridos, proteínas,
lípidos, ácidos nucléicos, todos ellos importantes para las funciones algales (Kloareg y
Quatrano, 1988;
Lobban y Harrison, 1994); muchos de los cuales además, pueden
presentar actividad biológica (compuestos bioactivos), por ello han ido ganando terreno
en nuevas aplicaciones en agricultura, medicina, Biotecnología e Ingeniería Genética entre
otras.
El contenido de este manual, va dirigido principalmente a los alumnos del Curso
de Fitoquímica Marina, que se imparte en el séptimo semestre dentro del paquete de
Química marina, en la carrera de Oceanología de la Facultad de Ciencias Marinas de la
UABC. La secuencia de las prácticas descritas en el manual, están en función del orden que
siguen los temas en el programa teórico, esto con la finalidad de comprender y reafirmar
los conocimientos mediante su aplicación. Este manual, incluye ejercicios relacionados
con aspectos nutricionales de los vegetales marinos, ficocoloides y compuestos con
actividad biológica, métodos de análisis, obtención y evaluación de sus propiedades
fisicoquímicas.
Espero que este manual sea también de utilidad para los alumnos de licenciaturas de
otras carreras, investigadores, ficólogos, y en general a todas aquellas personas
interesadas en el estudio de los vegetales marinos.
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Encuadre del Sistema de Prácticas
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Encuadre del Sistema de Prácticas
Introducción
El Manual de Laboratorio de Fitoquímica Marina que presentamos no es más que un
ensayo al que seguramente le faltará mucha madurez. Confiamos que a lo largo del tiempo
siga recogiendo más y más experiencias y que nunca nos deje absolutamente conformes.
Pretendemos terminar con la enseñanza magistral y los Libros Sagrados. Creemos
firmemente que todo es cuestionable. Todo se debe cuestionar para desarrollar en los
estudiantes un espíritu crítico que les permita manejara ideas más que acumular
conocimientos, aunque las ideas que no están fundamentadas en conocimientos de nada
sirven.
Las ideas, críticas y conocimientos nacerán del trabajo en equipo. Los estudiantes
compartirán libros, material de laboratorio y especímenes. La viabilidad de este esquema
de trabajo supone la aceptación de responsabilidades y el cumplimiento estricto de las
mismas. Por ello, en la presentación del curso, se ponen en claro las actividades de los
estudiantes y de los profesores.
En resumidas palabras, quisiéramos que el estudiante descubra, de acuerdo a sus propias
capacidades, lo que tradicionalmente se le ha entregado como la verdad absoluta. Es decir,
quisiéramos enseñar a aprender.
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Competencias a las que contribuye
Niveles de Desempeño
El conjunto de prácticas del presente manual te permitirá llegar a un desempeño de nivel 4
de acuerdo la clasificación de CONOCER, a saber “Nivel 4.- Se desarrollan un conjunto de
actividades de naturaleza diversa, en las que se tiene que mostrar creatividad y recursos
para conciliar intereses. Se debe tener habilidad para motivar y dirigir grupos de trabajo”.
Las razones por las que asumimos que obtendrás un nivel de desempeño tan alto son:
1. La realización de las prácticas en forma y tiempo, presupone el dominio de diferentes
habilidades y conocimientos.
2. La elaboración de un protocolo y un informe por práctica requiere de disciplina y
laboriosidad, así como la utilización de herramientas computacionales.
3. El trabajo en el laboratorio podrá ser realizado tanto en lo individual así como en
equipo, lo que requiere de la participación armónica de los participantes. La capacidad de
liderazgo deberá ser usada en forma óptima para realizar los diversos pasos de la práctica.
El reporte de la práctica se entregará de manera individual.
Conocer la composición de las algas marinas y como varía de una división a otra, así como
por efecto de los parámetros ambientales, es una herramienta que ayudará a entender las
relaciones de las algas marinas con el medio ambiente en que se desarrollan, para de esta
manera estar en posibilidades de proponer alternativas de aprovechamiento integral de
éstos recursos marinos en un contexto de sustentabilidad.
Los usos de las algas marinas abarcan diferentes maneras de aplicación, desde usos
directos hasta la aplicación de productos obtenidos de las algas con un uso particular. Las
algas marinas son una fuente importante de minerales, así como de diversas biomoléculas
tales como, ácidos grasos, proteínas, aminoácidos y carbohidratos, entre otros, algunas de
los cuales pueden provocar cierta bioactividad en otros organismos; es por ello importante
identificar en las diferentes especies de macroalgas de la región su contenido y
características químicas que coadyuven a su óptimo aprovechamiento.
Durante el desarrollo del curso, el alumno aprenderá a obtener diferentes productos de las
algas marinas y evaluará sus características principales; podrá extrapolar los resultados
obtenidos para comprender su relación con el ambiente y otros organismos, su importancia
ecológica, médica y/o económica, con una actitud responsable basada en la ética y el
respeto por el medio ambiente.
.
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Ubicación dentro del mapa curricular
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Encuadre del Sistema de Prácticas
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Programa del Sistema de Prácticas
Tema
Práctica o prácticas programadas
Ninguna
1. INTRODUCCIÓN
Práctica 1: Análisis Proximal Parte 1
Ámbito de
desarroll
o
Repaso de
elaboració
n de un
reporte
científico
Laboratorio
Duración
*
Semana 1:
3 horas
Semana 2:
3 horas
VEGETALES MARINOS Y Práctica 1b: Análisis Proximal Parte 2
Laboratorio Semana 3:
SU CALIDAD
3 horas
NUTRICIONAL
Práctica 2: Determinación de Pigmentos Laboratorio Semana 4:
en Algas Marinas.
3 horas
Práctica 3: Extracción de Agar.
Laboratorio Semana 5:
3 horas
2. POLISACARIDOS
Práctica 4: Extracción de Carragenanos. Laboratorio Semana 6:
ALGALES
3 horas
Práctica 5: Extracción de Alginatos.
Laboratorio Semana 7:
3 horas
Práctica 6: Cuantificación de
Laboratorio Semana 8:
carbohidratos totales y anhidro
3 horas
galactosa en agar y carragenanos
3. EVALUACÍON DE
Práctica 7: Evaluación de Propiedades
Laboratorio Semana 9:
CARACTERÍSTICAS
Reológicas de Agar y Carragenanos.
3 horas
DE CALIDAD
Práctica 8: Evaluación de Propiedades
Laboratorio Semana
Reológicas de Alginatos.
10: 3
horas
Práctica 9: Aglutinación de células Laboratorio Semana
sanguíneas por Lecitinas y Polifenoles
11: 3
de algas marinas
horas
4. APLICACIONES
Práctica 10: Aplicaciones de algas
Laboratorio Semana
marinas y productos derivados.
12: 3
horas
* Duración en horas para cada práctica, y semana del semestre en la que se realizará.
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Contenido de Prácticas de Laboratorio de
Fitoquímica Marina
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Responsable de la elaboración del manual de Fitoquímica Marina
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Responsable(s): Dr. Enrique Hernández Garibay
Número de alumnos por práctica: 6
Propósito General de las Prácticas de Fitoquímica
Conocer los diferentes componentes de las algas marinas y correlacionar el contenido y
características de estos con el tipo de macroalga del que se obtiene y su correlación con el
medio ambiente en que crecen; ya que estas características son producto de la historia de
vida de las algas marinas, debido a que su composición es producto del efecto de los
factores que afectan el medio ambiente en que se desarrollan. Los componentes de las
algas marinas en general tienen muchas aplicaciones por sus características únicas, son
materia prima para muchas industrias a nivel mundial, en México al contar con estos
recursos en abundancia nos corresponde conocer su composición química, ya que es la
base para su aprovechamiento óptimo.
Formato para la Elaboración de Reportes de Laboratorio y de Salidas de Campo de
Fitoquímica Marina.
Especificaciones
Durante el desarrollo del curso, se elaborarán reportes en diferentes formatos, el primero
de ellos debido a que cada estudiante analizará una macroalga diferente, el reporte que se
genere, deberá ajustarse al formato de una publicación, con el propósito de crear un
catálogo de especies de la región.
En general el reporte debe ajustarse a las siguientes especificaciones:
Escrito en computadora, con letra de 12 puntos, espacio sencillo.
Carátula: nombre de la universidad, facultad, carrera, materia, número y título de la
práctica o salida. Nombre completo del estudiante, nombre completo de los profesores y
fecha de entrega.
Introducción (15 puntos)
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Comenzar con una exposición del tema a tratar que ayude al lector a ubicarse dentro del
tema de interés (no más de una página).
Debe indicarse el propósito u objetivos de la práctica o salida.
Gran parte de la información de esta sección es obtenida de trabajos de otros autores, por
lo tanto se deben citar al final del párrafo correspondiente. El trabajo de un autor se cita:
(Jones, 2001). El de dos autores: (Jones y Hanes, 2004). El de más de dos autores: (Grids, et
al., 1999). Muchos autores latinos prefieren utilizar sus dos apellidos, si este es el caso se
cita: (Álvarez-Borrego, 1985). No se deberá extraer información del manual de laboratorio.
Metodología (15 puntos)
Si procede, debe describirse el área de estudio. Incluir un mapa de la misma.
Deben describirse los procedimientos seguidos, con detalle suficiente para que el lector
pueda reproducirlos.
Se puede incluir una lista de los ejemplares de macroalgas, materiales, reactivos y equipos
utilizados. En el caso de los equipos se debe incluir la marca y modelo; los datos deben ser
suficientes para poder repetir el experimento en condiciones similares.
Resultados y Discusión (40 puntos)
En este apartado se deben incluir tablas de resultados o gráficas y una breve descripción de
estos. Las tablas, gráficas y figuras deben ser numeradas progresivamente en cada caso. Las
tablas van numeradas con números romanos y una leyenda como encabezado que describa
su contenido general. Las gráficas, figuras e imágenes se enumeran con números arábigos y
un pie de figura o leyenda al calce que describa su contenido general.
Las leyendas de tablas y figuras deberán escribirse a renglón seguido. Se deberán citar los
autores o fuentes (internet) de las imágenes, dibujos, tablas, gráficas o figuras que se
incluyan. Es importante acompañar la figura con una descripción clara y concisa de lo que
estamos observando (análisis de los resultados), y siguiendo una secuencia coherente y
uniforme.
Los nuevos hallazgos deben ser relacionados con resultados previos publicados por otros
autores (citar).
Conclusiones (20 puntos)
Enumeración de los aspectos más relevantes de la práctica.
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Evaluación del alcance la práctica (revisar objetivos).
Literatura citada (10 puntos)
Presentarse en orden alfabético.
Incluir únicamente las Referencias para consulta citadas en las secciones previas.
Un trabajo de más de dos autores se cita en el texto como (Lara-Lara et al., 1980), pero en
esta sección se tienen que escribir siguiendo los siguientes lineamientos.
Artículos científicos
Autor(es). Año de la publicación. Título completo de la publicación (en el idioma en que fue
publicado). Nombre de la revista en que fue publicado (abreviado adecuadamente).
Volumen (únicamente el número). Número de la revista (entre paréntesis y únicamente si
la revista lo indica): páginas del artículo.
Ejemplo: Lara-Lara, J.R., S. Álvarez-Borrego y L.F. Small. 1980. Variability and tidal
exchange of ecological properties in a coastal lagoon. Estuar. Coastal Mar. Sci. 2(1): 613637 p.
Autores de libros
Autor(es). Año en que fue publicado el libro. Título completo del libro (en el idioma en que
fue publicado). Nombre de la editorial. Número de edición. Ciudad en que se encuentra la
editorial (cuando se encuentra en varias, incluir únicamente la primera). Número total de
páginas del libro.
Ejemplo: Blakeslee, T.R. 1975. Digital design with standard MSI and LSI. John Wiley and
Sons, Inc. Primera edición. New York. 357 pp.
Autor de capítulo de un libro editado por otra persona:
Autor(es) del capítulo. Año en que fue publicado el libro. Título completo del capítulo. En:
nombre(s) del editor(es) (ed.). Título completo del libro (en el idioma en que fue
publicado). Nombre de la editorial, ciudad en que se encuentra la editorial (cuando se
encuentra en varias, incluir únicamente la primera), páginas del capítulo.
Ejemplo: Hammann, M.G. 1991. Spawning habitat and egg larval transport, and their
importance to recruitment of pacific sardine, Sardinops sagax caeruleus, in the Gulf of
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California. En: T. Kawasaka, S. Tanak, Y. Toba y A. Taniguchi (eds.). Longterm variability of
pelagic fish populations and their environment. Pergamon Press, New York, 110-118 p.
Handbook of Marine Macroalgae: Biotechnology and Applied Phycology
editado por Se-Kwon Kim
Internet: Escribir toda la liga e incluir la fecha de consulta.
Ejemplo: taxonomicon.taxonomy.nl/ consultado el 27 de enero de 2010.
Ortografía: Se restará un punto por cada 10 errores ortográficos encontrados en el
reporte. Se restarán los 10 puntos de la sección de ortografía si se encuentran errores
ortográficos básicos como: Autónoma, zoología, también, práctica, nombres propios sin la
primer letra en mayúscula, nombres científicos no en cursiva, negritas o subrayados, etc.
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Composición química de macroalgas.
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Práctica 1: Análisis proximal de Algas Marinas
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Composición química de macroalgas.
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1.1. Introducción
El propósito principal de un análisis proximal es determinar, en un alimento, el contenido
de humedad, grasa, proteína y cenizas. Estos procedimientos químicos revelan también el
valor nutritivo de un producto y como puede ser combinado de la mejor forma con otras
materias primas para alcanzar el nivel deseado de los distintos componentes de una dieta.
Es también un excelente procedimiento para realizar control de calidad y determinar si
los productos terminados alcanzan los estándares establecidos por los productores y
consumidores.
La caracterización química de las algas marinas, permite ubicarlas dentro de la amplia
variedad de usos que actualmente tiene este recurso marino. Aplicaciones tales como
fertilizantes agrícolas, complementos alimenticios y alimento humano (como vegetal),
forrajes, materia prima para la extracción de ficocoloides y fuente de compuestos
biológicamente activos.
El análisis de macroconstituyentes bioquímicos (aquellos cuya proporción es mayor al 1%)
implica la estimación en base seca (*) de: lípidos, minerales, proteínas fibra cruda y
carbohidratos.
Carbohidratos.- Es uno de los componentes que se encuentra en mayor proporción en
las macroalgas, representa alrededor del 50% de su peso seco. Los carbohidratos en las
algas marinas, cumplen un papel fisiológico como carbohidratos de reserva energética y
estructurales (Kloareg & Quatrano, 1988, en Darcy-Vrillon, 1990). Entre las diferentes
divisiones de macroalgas hay diferencias en cuanto al tipo de carbohidratos presentes; en
particular los carbohidratos de reserva se constituyen por azúcares libres (glucosa el
principal) y estructuras polisacáridas formadas principalmente por glucanos (polímeros
de glucosa), donde para algas verdes encontramos al almidón, en algas rojas almidón
florideano y en algas pardas el laminarán. Respecto a los carbohidratos estructurales,
estos son de dos tipos, los fibrosos (insolubles) y los viscosos (solubles); el primer grupo
representa cerca del 10 % del peso seco del alga y es el componente que se conoce como
fibra cruda, está formado por polisacáridos tales como la celulosa (polímero de glucosa) y
la hemicelulosa, esta última fracción es muy heterogénea y en algas verdes y rojas está
representada por xilanos y mananos, mientras que el algas pardas está constituída por el
ácido gulurónico (Painter, 1983, Lobban y Harrison, 1994). Por otra parte, los
polisacáridos viscosos, son de alto peso molecular y se caracterizan por su alto peso
molecular y alta solubilidad en agua debido a la presencia de grupos iónicos tales como
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Composición química de macroalgas.
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grupos hemiester sulfato (OSO3-) y grupos carboxilo (COO-); entre los polisacáridos
viscosos se encuentran los poliscáridos de importancia comercial de las algas marinas,
como agares y carragenanos en algas rojas, alginatos, fucanos en algas pardas y ulvanos en
algas verdes (Painter 1983; Lahaye, 1985).
La forma tradicional en que se cuantifican los carbohidratos es por la diferencia del
100% de la suma del resto de componentes (Humedad + cenizas + proteínas + lípidos).
Otra manera es mediante el empleo de técnicas espectrofotométricas específicas para
el tipo de carbohidratos presente, o bien gravimétricamente; sin embargo estas técnicas
pueden ser aplicadas después de una separación de otros materiales presentes.
Fibra Cruda.- Esta fracción corresponde a la fracción fibrosa de los carbohidratos
estructurales (celulosa y hemcelulosa). No hay una definición precisa para este
componente, sin embargo se define como el material orgánico remanente después de una
hidrólisis ácida, seguida de una hidrólisis alcalina, se resta el contenido de minerales
después de calcinar a 450 C. Se considera que los principales componentes que forman la
Fibra Cruda, insoluble, son polisacáridos estructurales como la celulosa, xilanos y
manannos (Lahaye et al., 1991 en Darcy-Vrillon 1993). Por otra parte La presencia de
Fibra en un alimento favorece la absorción y transito de nutrimentos por el tracto
digestivo. El contenido de fibra en macroalgas es superior al de los vegetales terrestres.
Cenizas.- Las algas son una rica fuente de minerales, el componente de cenizas es la
fracción inorgánica de las algas y está formada por sales inorgánicas, donde se pueden
encontrar todos los minerales presentes en el agua de mar. El contenido de cenizas en
macroalgas, es generalmente alto, va desde un 10 hasta un 50% de su peso seco (Jensen,
1993), su principal función biológica es la de crear un balance de cargas en los procesos de
osmoregulación. Para su estimación se pesan las cenizas remanentes después de calcinar
la materia orgánica a temperaturas de 450 a 550 C.
Proteínas.- Representan de un 5 a un 15% en algas pardas y de un 10 a un 30% en algas
verdes y rojas (Darcy-Vrillon 1990). Los porcentajes de proteínas en algas marinas son
similares al de los vegetales terrestres (alrededor de un 20% del peso seco: Dupin et al.
1992 en Darcy-Vrillon 1993). Sin embargo, su calidad y digestibilidad no son similares, en
la mayoría de las veces es inferior.
Tradicionalmente, la cuantificación de proteínas se lleva a cabo mediante el análisis de
nitrógeno con el método Kjedahl. Que se basa en digerir el material biológico (tejido) en
presencia de ácido sulfúrico concentrado y catalizadores, con esto, se hidroliza la materia
orgánica y el nitrógeno que contiene la muestra queda atrapado en forma de sulfato de
amonio. Después, la sal de amonio formada, se descompone por una solución alcalina
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Composición química de macroalgas.
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fuerte que libera amoniaco, este es arrastrado por una corriente de vapor que se recibe en
una solución saturada de ácido bórico, el amoniaco atrapa protones del ácido bórico y
forma boratos en cantidad estequiométrica equivalente al nitrógeno presente; para
conocer la cantidad de nitrógeno, esta solución se titula con HCL valorado (titulación por
reversión).
1) Digestión,
(*N*)+H2SO4 CO2+H2O+NH3--->2NH3+H2SO4 (NH4)2SO4
2). Destilación
(NH4)2SO4+2NaOH Na2SO4+2NH3+3H2O 3NH3+ H3BO3  (NH4)3BO3
3). Titulación;
(NH4)3BO3 + 3HCL  *H3BO3 + 3nH4Cl * Cambio de color
Se considera que al multiplicar el contenido total nitrógeno por un factor; 6.25, el
resultado equivale al contenido de proteínas. Se acepta este método para evaluar
proteínas en macroalgas, por ser un método estándar de determinación de proteínas en
materiales biológicos, pero también se discute que la presencia de nitrógeno no proteico
almacenado en las células algales produce variaciones y sobreestimaciones de proteínas
(Haug & Jensen, 1954; Indergaard & Knutsen, 1990).
Lípidos.- La fracción lipídica en macroalgas representa, en peso seco, de un 1 a un 5%
(Jensen, 1993) y está formada por una mezcla de diferentes compuestos como; aceites,
pigmentos, vitaminas liposolubles, esteroles y otros componentes no-polares. Los lípidos
son solubles en solventes no-polares como el éter y/o Cloroformo. Ha sido demostrado
que los esteroles de algunas algas pardas reducen el nivel de colesterol en plasma
sanguíneo (actividad hipocolesterolémica).
1.1.1. Objetivo general
Mediante un análisis proximal, evaluar el contenido de los Macroconstituyentes (MC)
en algas marinas.
1.1.1. 1 Objetivos didácticos
 El alumno, aprenderá los fundamentos químicos de los procesos de cuantificación
de cada Componente bioquímico y será capaz de evaluar las ventajas y limitaciones
de cada método, de acuerdo a la naturaleza de la muestra a analizar.
 Evaluará, de acuerdo al contenido porcentual de los MC, sus aplicaciones.
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Composición química de macroalgas.
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 El alumno será capaz de estimar los MC bioquímicos de cualquier material biológico.
1.2. Materiales, Reactivos y equipo
1ª Sesión; Minerales, Proteína (digestión), Grasas, Fibra
Materiales
Reactivos
3 Cápsulas de porcelana
K2SO4 Sólido
3 Crisoles de porcelana
CuSO4.5H2O Sólido
0.12gr
1 Espátula
H2SO4 Concentrado
15 mL
1 Probeta de 250 ml
Cloroformo: Metanol (2:1) 450
mL
1 Pinzas para crisol
2 Vasos de pp de 100 ml
5 Matraces vol. de 25 ml
1 Soporte universal
1 Pinzas para bureta
1 Embudo pequeño para los matraces
vol. de 25ml
3 Matraces bola de 250 ml
Cantidad
6.0gr
H2SO4 1.5%
mL
450
NaOH 2.5
mL
300
Etanol (técnico)
mL
50
Asbesto
Jabón
3 gr
3 Cuadritos de Parafilm (2 cm2)
3 Refrigerantes Sencillos
1 Matraz kitazato de 500 ml
Equipo
3 Crisoles gooch
1 Digestor Microkjedahl
1 camisa de Gooch
1 destilador Microkjeldahl
1 Piceta con etanol
1 Plancha de calentamiento y
agitación
12 Perlas de ebullición
5 Piezas de papel filtro 12.5 cm W#1
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Balanza.
Estufa de convección
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Mufla
Bomba de vacío
Baño María a T cte.
2ª. Sesión.
6 Matraces Erlen-meyer de 50 ml
H3BO3 4%
250 mL
1 Bureta de 10 ml
NaOH 40%
50 mL
HCL 0.01N
50 mL
1 Espátula
1 Piceta
Indicador Shiro-Tashiro
Destilador Microkjedhal
1 Magneto
1 Pipeta de 2 ml
Agitador magnético
Balanza
1 Pipeta de 5 ml
1 Pipeta vol. 10 ml
1 Pipeta de 10 ml
2 Cepillos
10 Cuadritos de Parafilm (2 cm2)
2 Goteros
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1.3 Métodos
Colecta
Registra, la especie colectada para análisis, anotar la localidad y época de colecta. Preserve
por herborizado un individuo o segmento representativo de las muestras colectadas.
Transporte las muestras, seca, a un tamaño de partícula ≥ 2mm, Almacenar la muestra en
frasco cerrado y etiquetado.
Muestreo
Independientemente del análisis a ser realizado, la primera etapa en cualquier análisis es
siempre el muestreo.
Los resultados del análisis no serán mejores que la calidad de la muestra tomada.
Un buen análisis en una mala muestra carece de utilidad.
Molienda - muestreo del producto
La molienda, tiene el propósito de homogenizar la muestra y con ello facilitar la toma de
porciones para el análisis. El producto a ser muestreado debe estar muy bien mezclado y
molido previamente al muestreo.
El muestreo consiste en tomar varias cantidades pequeñas del producto desde diferentes
lugares del recipiente que contiene el alimento.
Posteriormente, se realiza un mezclado intenso de modo de obtener una muestra
homogénea y representativa de la muestra original recibida para el análisis.
Molienda - mezclado
La muestra homogénea es mezclada y molida varias veces para asegurar que una muestra
de ensayo tomada en esta etapa será una muestra representativa del producto.
Usualmente, una muestra de 10 gramos se toma de esta muestra homogeneizada y sobre
esta cantidad se realiza el análisis
Humedad

Pese 2 gr de muestra (p1) sobre una cápsula de porcelana, previamente
tarada.
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


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Introduzca la cápsula en la estufa de convección a una temperatura de 100110°C y manténgala, al menos, durante 4 horas*.
Coloque la cápsula en el desecador con drierita, hasta que alcance la
temperatura ambiente y pese.
Cuantifique él % de humedad por diferencia de pesos:
(P1 – P2)
% Humedad = ___________
gr muestra
x 100
*Se puede emplear temperatura de 60°C, esto preserva la integridad de los componentes
orgánicos, sin embargo el tiempo de secado debe ser de 72 horas.
**El porcentaje de humedad, será la referencia para estimar los demás constituyentes en
base seca**
Cenizas:





Pese de 0.5 a 1 gr de la muestra de macroalga (de preferencia molida y
homogénea).
Colocar en un crisol de porcelana a peso constante (opcionalmente pueden
emplearse cápsulas de aluminio previamente calcinadas).
Introducir el crisol dentro de una mufla.
Calcinar la materia orgánica; eleve gradualmente la temperatura de la mufla
hasta los 450°C y mantenerla durante 4 horas.
Retire el crisol de la mufla, enfriar en desecador y pesar.
% Cenizas = (Peso de cenizas x 100)/ gr muestra
Determinación de calcio (método espectrofotométrico)
a. Preparación de la muestra: la muestra de cenizas obtenida se humedece con agua y
10 mL de HCl (1+1)
b. Evaporación a sequedad: la muestra se evapora a sequedad en baño de agua durante
1 hora.
c. Aforado a 250 ml: la muestra se enfría, se adiciona 20 ml HCl y se filtra recibiendo
en matraz aforado de 250 mL.
d. Determinación en espectrofotómetro a 422.7 nm: se determina el contenido de
calcio contra una curva estándar previamente preparada, a 422.7 nm.
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Determinación de fósforo (método fotométrico)
a. Preparación de la muestra: la muestra calcinada y reducida a cenizas se adicionan
40 ml HCl (1+3) y gotas de HNO3.
b. Calentamiento y transferencia a matraz volumétrico de 200 mL: se calienta la
muestra y se enfría, trasladándola a un matraz volumétrico de 200 mL.
c. Filtrado y toma de la alícuota: se filtra y se toma una alícuota en un matraz
volumétrico de 100 mL.
d. Adición del reactivo molibdovanadato: se adiciona 20 ml del reactivo de
molibdovanadato, se diluye a volumen con agua. Se deja reposar 10 minutos y se lee
el % T a 400 nm contra una curva estándar previamente preparada.
Lípidos: (modificado de Bligh y Dyer, 1959)*
 Pese 100 mgr de alga seca y molida colocarlos en un tubo de ensayo con
rosca y tapón.
 Agregar 25 ml de una solución de Cloroformo: Metanol (2:1).
 Calentar en baño maría a 40 C por 15 minutos.
 Ajustar el volumen a 25 mL con la misma.
 Filtrar en embudo con papel filtro whatman N.1, recuperar 20 mL del
extracto.
 Agregar 4 mL de agua destilada, agitar enérgicamente y reposar por 30
minutos.
 Centrifugar por 5 minutos a 1000 rpm (fase de cloroformo sin turbidez).
 Drenar la fase superior (metanol-agua).
 Deshidratar a 40 C hasta un volumen mínimo (de ser posible en cámara de
vacío).
 Transferir a una cápsula a peso constante y deshidratar a sequedad.
 Pesar la cápsula que contiene los lípidos.
 Calcular el contenido de lípidos mediante la siguiente relación.

 % Lípidos = 4/5 (Peso de lípidos/ gr de muestra) x
100
*Esta técnica puede ser empleada para el análisis de lípidos en microalgas, usando las
proporciones correctas, mediante espectrofotometría Ver Valenzuela-Espinoza
(2008).
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Fibra Cruda: (Método Kennedy)
 Pese 0.5gr de muestra e introducirla a un matraz bola de 500mL, agregar
150mL de H2SO4 al 1.5%, ensamblar un refrigerante y reflujar a ebullición
durante media hora.
 Enfríe y filtrar sobre malla fina. Descarte la solución y lavar las partículas con,
aproximadamente, 200 mL de agua destilada.
 Regresar las partículas al matraz, añadir 100 mL de NaOH 2.5% y unas
cuantas perlas de ebullición, ensamblar el refrigerante y reflujar otra media
hora.
 Filtrar sobre crisol Gooch, preparado con asbesto y a peso constante, lavar las
partículas con aproximadamente 200 mL de agua destilada caliente y 15 mL
de etanol.
 Seque el crisol en estufa de convección a 100-110°C durante 4 horas. Enfríe
en desecador y register el peso como F1.
 Transfiera el crisol a una mufla y calcinar a 500°C durante 12 horas. Enfríe en
desecador y registrar el peso como F2.
 Calcule él % de fibra cruda mediante la fórmula:
[(F1 – F2) x 100]
% Fibra Cruda = ______________________
gr de Muestra
Proteínas: (método microkjeldahl).
Digestión
 Introduzca, 0.1gr de muestra, en un matraz microkjedhal. Agregue 2gr de
K2SO4, 0.04gr de CuSO4-5H2O y 2ml de H2SO4.
 Preparar un Blanco agregando en un matraz todos los reactivos excepto la
muestra.
 Caliente los matraces, muestras y blanco, hasta que la mezcla presente un
color verde-azul cristalino.
 Después cada digerido se enfría, se disuelve en agua y se afora a 25 ml.
Destilación
 Coloque 5ml de la muestra digerida y 8mL de NaOH (40%) dentro de la
cámara de un equipo de destilación por arrastre de vapor. Iniciar la
destilación y recoger 45 ml del destilado dentro de una solución que contiene
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10 mL de ácido bórico saturado y 4 gotas de indicador Shiro-Tashiro
(violeta): durante la destilación, debido a la presencia de nitrógeno, el
indicador vira a un color verde esmeralda.
Titulación
 Titule la solución; de muestras y blanco, con HCL valorado (0.01N) hasta el
vire a violeta del indicador.
 El contenido de proteínas se calcula mediante la fórmula:
%N=
[(mL Muestra- mL Blanco) * N (HCl) * 1.4 * Factor de Alícuota]
___________________________________________________________
gr de muestra
% Proteínas = % N x Factor Protéico
Donde:
Factor de alícuota = Volúmen total de digerido / Vol. De muestra usada para
destilar
Factor Protéico = 6.25*
*Este es el factor comúnmente aceptado para el método Kjeldahl, sin embargo, se puede
incurrir en una sobreestimación de proteínas, debido a que este factor considera un
contenido constante de nitrógeno en la proteína (16%), además el método cuantifica la
reserva intracelular de nitrógeno presente.
Carbohidratos:
 El contenido de carbohidratos, se realiza por diferencia de porcentajes de los otros
constituyentes, con respecto al 100%
 % CHOS = 100 – (Lípidos+ Cenizas+ Proteínas+ Fibra cruda +
Humedad)
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1.4. Registro de datos
Humedad
(P1)
(P2)
(P3)
% Hum
P1= Peso de la cápsula
P2=Peso cápsula + Muestra
P3= Peso cápsula + Muestra seca
PA= P3-P2 = Peso de agua
PM = (P2-P1)= Peso de muestra
Prom =
σ=
Cenizas
(P1)
(P2)
(P3)
% Hum
P1= Peso del Crisol
P2=Peso Crisol + Muestra
P3= Peso Crisol + minerales
PA= P3-P2 = Peso de agua
PM = (P2-P1) = gr de Muestra
PC = (P3-P1) = gr de Minerales
Prom =
σ=
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Lípidos
PM
(P2)
(P3)
% Lip
PM = Peso de Muestra
P2=Peso Cartucho
P3= Peso Cartucho + Lípidos*
PL= P3-P2 = Peso de Lípidos
* Considerar el % de Humedad que
se pierde en este paso
Prom =
σ=
Proteínas
ml Mta
ml Bco
%N
% Prot
Muestra original =
Prom =
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gr
σ=
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Fibra Cruda
P1
F1
P2
% FC
P1 = Gooch + Filtro
F1 = P1 + Remanente de Hidrólisis (Org. É
Inorg.)
F2 = P1 + Remanente de Hidrólisis Inorgánico
Fibra Cruda = F1- F2
Prom =
σ=
* Los valores de Cenizas, Lípidos, Proteínas, Fibra Cruda y Carbohidratos, se reportan
en “base seca”; deben ser corregidas de acuerdo al % de humedad.
1.5. Referencias para consulta
A.O.A.C. 1990. Official Methods of Analysis of the Assoc. of Off. Anal. Chemists. Eilliam Horritz,
Editor. Ed.
Badui Dergal Salvador. 1986 Química de los Alimentos. Ed. Alhambra. México. 430pp.
Bligh, E.G. and W.J. Dyer. 1959. A rapid method of total lipid extraction and purification.
Can. Biochem. Physiol. 37: 911-917.
Darcy- Vrillon B. 1993. Nutritional aspect of the developing use of marine macroalgae for
the human food industry. International Journal of Food Sciences and Nutrition. 44(1):2335.
Egan, H.; Kirk, R. y Sawyer, R. 1988. Análisis Químico de alimentos de Pearson. p. 39.
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Fleurence, J., Le Coeur, C., Mabeau, S., Maurice, M. and Landrein, A. 1995. `Comparison of
diferent extractive procedures from the edible seaweeds Ulva rigida and Ulva rotundata'
in Journal of Applied Phycology 7, 577±582.
Fleurence, J., 1999. Seaweed proteins: biochemical, nutritional aspects and potential uses
in Trends in Food Science & Technology 10 (1999) 25±28
Haug A y A. Jensen. 1954. Seasonal Differences in ash, carbon, fiber and nitrogen
components of Furcellaria lumbricalis (Gigartinales, Rhodophyceae), Norway”. Botanica
Marina 33: 327-334.
Jensen A. 1993. “Present and Future Needs for Algae and Algal Products”. Hydrobiologia
260/261:15-23.
Schmidt-Hebbe, H. 1981. Avances en Ciencia y Tecnología de los Alimentos
Sergio O. Lourenço1,*, Elisabete Barbarino1, Joel C. De-Paula2, Luis Otávio da S. Pereira4,
Ursula M. Lanfer Marquez3 2002. Amino acid composition, protein content and calculation
of nitrogen-to-protein conversion factors for 19 tropical seaweeds Phycological Research
Volume 50, Issue 3, pages 233–241.
Plummer D.T. 1981. Introducción a la bioquímica práctica. Ed. McGraw-Hill Latinoamérica
Bogotá Colombia 485pp.
Valenzuela-Espinoza, E. 2008. Razón de pigmentos accesorios/clorofila a, consumo de
nutrientes y composición celular de tres especies de microalgas marinas cultivadas en
diferentes condiciones de luz y nutrientes. Tesis de doctorado. Facultad de Ciencias
Marinas, UABC, Ensenada, México.
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Práctica 2. PIGMENTOS ALGALES
2.1. INTRODUCCIÓN
Los vegetales marinos (macro y micro algas) contienen pigmentos fotosintéticos cuya
función es la absorción de la energía luminosa en diferentes longitudes de onda, y
transferir esta a los centros de reacción donde es utilizada para realizar la fotosíntesis
(Lobban & Harrison, 1994). Estos pigmentos están divididos en tres grupos: Clorofilas (a,
b, c1, c2, c3), Carotenoides (carotenos y sus derivados oxigenados conocidos como
xantofilas), y Biliproteínas (aloficocianinas, ficocianinas, ficoeritrinas). En el reino vegetal,
la clorofila a es el pigmento universal y la cantidad de clorofila a respecto a otros
componentes celulares y o pigmentos presentes en el tejido va a variar de acuerdo a
factores como limitación de luz y nutrientes entre otros.
Cada grupo algal posee un sistema de pigmentos característico. Las clorofilas y carotenos,
son moléculas solubles en grasas y pueden extraerse de las membranas tilacoides con
solventes orgánicos, tales como acetona, metanol o DMSO. En contraste las ficobilinas y la
peridinina son solubles en agua y pueden extraerse del tejido algal después de haber
extraído las clorofilas y carotenoides con solventes orgánicos.
La técnica de extracción, implica el rompimiento tanto como sea posible de la integridad de
la célula, para remover las moléculas de pigmentos de la membrana proteica intrínseca.
Congelar el tejido con nitrógeno líquido y molerlo en estado congelado con mortero u
homogeneizador, evita algunos de los problemas de trabajar con material que produce
una gran cantidad de polisacáridos viscosos.
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El congelado-descongelado de los tejidos, también rompe las membranas celulares, sin
embargo, libera más polisacáridos. El tejido finamente molido se coloca en el solvente
orgánico para lograr un rompimiento adicional de las membranas celulares y liberar las
membranas de pigmentos de los complejos que capturan la luz (proteína-Pigmento).
Puede estimarse la concentración de pigmentos en los solventes en que se extrajo; sin
embargo las fórmulas son predictivas y puede sobreestimar la concentración de algunos
pigmentos. Durante la extracción, el rompimiento del complejo Proteína-Pigmento, puede
cambiar los patrones de absorción de los pigmentos, resultando en elevar el máximo en
10 a 50 nm, comparado cuando el espectro se mide en tejido intacto.
Es importante que tome en cuenta que la luz, calor, pH extremos y el oxígeno, cause la
degradación de los pigmentos, por ello, los extractos deben mantenerse fríos y con luz lo
más baja posible, para evitar su degradación.
El espectro electromagnético. La luz es una forma de energía electromagnética, se
comporta como una onda. La luz de longitud de onda corta, tirene la mayor energía. La luz
visible, representa solo una pequeña parte del espectro electromagnético entre 400 y 740
nanometros.
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Espectro de absorción de la clorofila. Los picos representan la longitud de onda de la luz
solar dondeabsorben fuertemente las dos formas de pigmentos fotosintéticos, (clorofila a
(línea sólida) y clorofila b (línea punteada). Esos pigmentos, absorben
predominantemente la luz violeta-azul y luz roja en dos bandas estrechas del espectro y
reflejan la luz verde en la parte media del espectro. Los carotenoides (no mostrados aquí)
absorben principalmente la luz azul y verde y reflejan la luz anaranjada y amarilla.
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2.1.1Objetivo
Que el alumno:




Identifique los principales pigmentos presentes en organismos fotosintéticos.
Sea capaz de identificar las diferencias en el sistema de pigmentos entre los
diferentes grupos algales.
Sea capaz de correlacionar el contenido pigmentario de los organismos estudiados
con los factores ambientales en que se desarrollan.

2.2. Material





Material algal fresco (de preferencia de las diferentes divisiones algales)
Mortero de porcelana y mano de mortero.
Probeta de 10 mL
Tubos eppendorf
Hielo
Preparaciones
1. Acetona
2. Acetona al 90 %
2.2.1 Instrumental
Espectrofotómetro UV-Vis
2.3 Procedimiento:
Extracción en Acetona:
Puede aplicarse en algas verdes, cafés y rojas, así como para pastos marinos. Algunas de las
algas pueden ser extraídas sin moler en nitrógeno líquido (verdes y pastos); sin embargo
en rojas y cafés puedes ser necesario el uso de medidas más extremas.
1. Tomar entre 0.5 g de peso fresco del alga en cuestión. Moler en un mortero con nitrógeno
líquido (el mortero y la mano es recomendable que estén previamente en el congelador
antes de su uso). Moler el tejido hasta pulverizar.
Aunque la molienda con nitrógeno líquido es lo más recomendable, no siempre está
disponible, en tal caso se puede moler con acetona fría.
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2. Transferir el tejido pulverizado a un homogeneizador de vidrio. Agregar de 2 a 3 ml de
acetona al 90% enfriada en hielo. Moler sobre hielo hasta que las partículas queden
incoloras.
3.- Transferir a un tubo de centrifuga y centrifugar a 1000 rpm por 2 minutos. Decantar el
sobrenadante.
Nota: Si las partículas quedan aún con color, repetir el paso 2 y 3, hasta que quede incoloro.
Las muestras pueden almacenarse en la obscuridad a -4 °C por cierto tiempo.
Leer absorbencias a las diferentes longitudes de onda:
Λ (nm)
Clorofilas
Absorbencia
630
647
664
Carotenos 470
480
510
581
610
664
Determinar el contenido de Clorofilas y carotenos con las fórmulas de Jeffrey y Humphrey
(1975) siguientes:
CLOROFILA a:
v x[(11.85 x A664)-(1.54 x A647)-(0.08 x A630)]/ g alga.
CLOROFILA b:
v x[(21.03 x A647)-(5.43 x A664)-(2.66 x A630)]/ g alga.
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CLOROFILA c:
v x[(24.52 x A630)-(1.67 x A664)-(7.60 x A647)]/ g alga.
CAROTENOS:
v x[(7.60 x A480)-(1.49 x A510)]/ g alga.
FUCOXANTINA:
(A470-1.239x(A631+A581-0.3A664)-0.0275A664)/141
EXTRACCIÓN DE FICOBILINAS
Las Ficobilinas (Ficoeritrina y Ficocianina), son pigmentos solubles en agua. Estos
pigmentos pueden ser obtenidos del pellet extraído con solvente orgánico; sin embargo,
puede haber cierta pérdida en la fase orgánica.
1. Pesar aproximadamente 0.1g del talo algal fresco. Transferir a un mortero y moler en
arena con 5 ml de buffer de fosfatos 0.1 M pH 6.8.
2. Centrifugue para eliminar turbidez.
3. Transferir a un matraz volumétrico y aforar.
Medir las Absorbencias.
Λ (nm)
Absorbencia
565
620
650
4. Determinar la concentración de Ficobilinas usando las siguientes fórmulas:
FICOERITRINA:
v x (124 x A565)/ g Mtra.
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FICOCIANINA
A650/5.79-A620/5.79
ALOFICOCIANINA
A650/6.29-A620/6.29
Observe el espectro de absorbencia realizando un barrido entre 400 a 750 nm y determine
los puntos de máxima absorción.
Averigüe la estructura de las moléculas de los diferentes pigmentos evaluados.
2.4 Referencias para consulta:
Andersson M, Schubert H, Pedersén M 2006. Different patterns of carotenoid composition
and photosynthesis acclimation in two tropical red algae. Mar Biol 149: 653-665.
Cabello-Pasini A, Aguirre-von-Wobeser E, Figueroa F 2000. Photoinhibition of
photosynthesis in Macrocystis pyrifera (Phaeophyceae), Chondrus crispus (Rodophyceae)
and Ulva lactuca (Chlorophyceae) in outdoor culture systems. J Photoch Photobio B 57:
169-178.
Félix L. Figueroa, Alvaro Israel, Amir Neori, Brezo Martínez, Erik-jan Malta, Put Ang Jr., Sven
Inken, Ronny Marquardt, Nathalie Korbee 2009. Effects of nutrient supply on
photosynthesis and pigmentation in Ulva lactuca (Chlorophyta): responses to shortterm stress Vol. 7: 173–183, AQUATIC BIOLOGY.
Lobban C. S.,Paul J. Harrison 1994. Seaweed Ecology and Physiology.
Motten, A. F. 2004. Diversity of photosynthetic pigments. Pages 159-177, in Tested
studies for laboratory teaching, Volume 25 (M. A. O’Donnell, Editor). Proceedings of the
25th Workshop/Conference of the Association for Biology Laboratory Education (ABLE),
414 pages.
Valenzuela-Espinoza, E. 2008. Razón de pigmentos accesorios/clorofila a, consumo de
nutrientes y composición celular de tres especies de microalgas marinas cultivadas en
diferentes condiciones de luz y nutrientes. Tesis de doctorado. Facultad de Ciencias
Marinas, UABC, Ensenada, México.
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POLISACARIDOS ALGALES
Las macroalgas, como productores primarios que son, emplean la energía y mecanismos de
la fotosíntesis para producir compuestos de carbono orgánico; quizás sea por ello, que las
plantas se componen predominantemente de carbohidratos (Kloareg y Quatrano, 1988).
Los carbohidratos en las algas marinas se presentan formando una amplia variedad de
polisacáridos, en donde cumplen diferentes funciones; principalmente como reserva
energética y estructurales (McCandless, 1981; Lobban y Harrison, 1994).
En relación a los carbohidratos estructurales, la situación es compleja; este grupo
comprende el material insoluble de la pared celular y los polisacáridos solubles de la
matriz inter y extracelular. Los polisacáridos de este grupo, se diferencian de las plantas
terrestres, en la abundancia de los componentes de la matriz, en relación a los
componentes esqueletales y por la prevalescencia de polisacáridos polianiónicos sobre los
polisacáridos neutros (Kloareg y Quatrano, 1988; Lobban y Harrison, 1994).
Como
característica común de este grupo, es de que son polisacáridos de alto peso molecular
indigeribles por el cuerpo humano, son usados en la elaboración de alimentos bajos en
calorías y tienen similitud con el componente nutrimental conocido como “fibra”, ya que
aumenta el volumen de la ingesta reduciendo el consumo de alimentos y además favorece
su evacuación de los intestinos. Los hidrocoloides de las algas marinas tienen la
particularidad de absorber grandes cantidades de agua, por lo que en la mayoría de las
aplicaciones, difícilmente rebasan el 1 %, en esta concentración tienen la habilidad de
incrementar en forma notable la viscosidad de soluciones o de formar geles de
consistencia firme. De las paredes celulares de las algas marinas se obtienen los
ficocoloides de importancia comercial tales como agar y carragenanos de algas rojas y
alginatos de algas pardas.
GENERALIDADES EN LA OBTENCIÓN DE FICOCOLOIDES:
En términos generales para propósitos de este manual podemos definir la composición
de las algas marinas desde un punto de vista práctico de la siguiente manera:
1.- Productos a ser separados: Alginatos, Agar ó Carragenanos.
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2.- Impurezas: Estas se agrupan en dos categorías:
a) Solubles: Sales, azúcares relacionados, polisacáridos, proteínas,
aminoácidos, pigmentos etc.
b) Insolubles: Celulosa, proteínas desnaturalizadas, material graso,
materiales extraños, etc.
Para obtener los productos de interés, debemos separarlos
presentes y para ello podemos adoptar los siguientes procesos:
de las impurezas
1.- Molienda de la materia prima
2.- Lavado
3.- Solubilización ó extracción.
4.- Remoción de impurezas insolubles.
5.- Separación del producto.
Para cada caso los procesos de obtención deben cumplir con las siguientes
condiciones:
1.- Máximos rendimientos.
2.- Máxima pureza y calidad.
3.- Mínima degradación ó reducción del tamaño de la cadena del polímero.
(Evitando temperaturas extremas, excesiva agitación mecánica, pHs
extremos, blanqueo de los productos en solución).
Propiedades Funcionales de los Ficocoloides (Schweiger, 1992):
Formación de Gel
Formadores de Películas
Impartición de Viscosidad.
Propiedades de enlace
Estabilización de Emulsiones
Estabilización de Suspensiones.
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Polisacáridos algales
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Práctica 3: Extracción de Agar
3.1. Introducción
El Agar es un polisacárido que se obtiene de diferentes géneros de algas rojas, tales
como, Gelidium, Gracilaria, Pterocladia, Gracilariopsis, Gelidiella entre otros (Craigie,
1990). La palabra agar-agar proviene del malayo que significa gelatina, en Francia y
Portugal es conocido como “gelosa”. Este producto de las algas es el más antiguo en su
uso; se considera que fue descubierto por M. Tarozaemon en 1658 (Armisén, 1993); ha
sido un artículo de comercio desde el siglo XVII en Japón y fue introducido a Europa en el
siglo XIX. Él celebre bacteriólogo Robert Koch hace mención de este producto en 1882, al
lograr aislar bacilos de la tuberculosis también en medios preparados a base de Agar. Sus
soluciones (a un 1.5%) son capaces de formar geles termo-reversibles fuertes, de elevada
histéresis (alrededor de 50°C) y resistentes a la hidrólisis bacteriana. Se emplea en la
industria alimenticia, en bacteriología y en técnicas de separación bioquímica
(cromatografías, inmunoprecipitación, electroforesis). El agar se obtiene de la materia
algal por; solubilización en agua caliente (autoclave o por ebullición). Filtración del
extracto y separación del Agar, de la solución clarificada y gelificada, por congeladodrenado o por prensado-sinéresis (eliminación de agua del gel). Las principales fuentes de
materia prima para la extracción de agar a escala industrial son, por orden de
importancia, las algas de los géneros; Gracilaria; de Chile, Gelidium; España y Pterocladia;
Portugal y Nueva Zelanda (McHugh, 1991).
El Agar es un polímero lineal compuesto por la sucesión de dos unidades alternantes;
β-D-galactosa y α-L-3,6 anhidrogalactosa con enlaces (1-4) y (1-3) respectivamente.
AGAROBIOSA
(1-3) -D-Galactosa ,(1-4) -3,6 Anhidro -L- galactosa
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Estructura de la agaropectina.
Estructura repetitiva de la agarosa.
Araki, 1937, divide el agar en dos fracciones; Agarosa y Agaropectina, la primera se
caracteriza por ser un polímero neutro esencialmente libre de grupos electronegativos
(sulfatos y ácido pirúvico) con una proporción menor al 0.35% y una proporción variable
de grupos metilo (1 al 20%); produce geles muy fuertes (> 800 gr/cm2). La Agaropectina
representa la fracción de Agar con mayor contenido de grupos electronegativos (4-9%)
por lo tanto de carácter hidrofílico muy fuerte y de muy baja o nula capacidad gelificante.
El rendimiento y calidad del Agar depende de la especie de que se obtiene; los géneros
de Gelidium se caracterizan por producir Agares de alta capacidad gelificante y debido a
sus características el agar que producen se conoce como agar verdadero ya que cumple
con la definición de la farmacopeia que dice que el agar en solución al 1.5 % forma geles
fuertes que funden a temperaturas superiores a 85 C y que en el enfriado gelifican a
temperaturas entre 42 a 35 C; por otra parte, los agares nativos de Gracilaria producen los
llamados agaroideos, ya que no gelifican, debido a su alto contenido de grupos iónicos
(alta proporción de agaropectinas). Sin embargo, debido a que se descubrió un
procedimiento químico (tratamiento alcalino) para eliminar los grupos sulfato de las
moléculas de agar, se logró que Gracilaria produjera un agar con características similares
al de Gelidium (Painter, 1983, Craigie, 1990). El tratamiento alcalino que se aplica a los
géneros que producen agaroideos, esta causa la hidrólisis de grupos sulfato de la
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Galactosa-6-sulfato para transformarla a 3,6 anhidrogalactosa (neutra) con lo cual se
incrementa notablemente la capacidad gelificante (Armisén & Galatas, 1987).
Variaciones en la composición química de los agares producidos por las diferentes
especias, son provocadas por los factores ambientales como luz, nutrientes y temperatura
relacionados con el crecimiento del alga (Craigie & We, 1984; Lahaye & Rochas, 1991;
Knutsen, 1992; Armisén, 1993).
Gelidium robustum se cosecha en la costa noroccidental de la península de Baja
California, representa la base para la extracción de Agar que se procesa en México por la
compañía AGARMEX; una parte de las cosechas se exporta como materia prima. La
producción anual promedio es de aproximadamente 1000 toneladas secas mientras que la
producción de Agar es de alrededor de 100 toneladas (Hernández-Garibay, 2006).
En el Golfo de California se han observado extensos mantos de Gracilaria
lemaneiformis en los meses de febrero a junio (Pacheco-Ruiz et al., 1999), 1995 comm.
pers.) y su Agar (extracción con pretratamiento alcalino) produce geles con una fuerza de
825 gr/cm2, unidades Nikkan (Arellano, et al. 1999).
3.2. Objetivo
Aplicar las técnicas de extracción de Agar para especies de Gelidium y Gracilaria.
Cuantificar el rendimiento de Agar colectadas en la península de Baja California.
3.2.1 Objetivos Didácticos
 Evaluar los procesos físico-químicos que intervienen en la extracción del agar.
 Determinar la metodología de extracción adecuada según el género de alga que se
utilice como materia prima.
 Purificar el agar de un extracto crudo y estimar su rendimiento.
3.3. Materiales, Reactivos y Equipo
Materiales
Equipo
3 Vasos de pp de 600mL
3Planchas
Calentamiento/Agitación
1 Termómetro
1 Potenciómetro
3 Navecillas
1 Baño maría a T cte.
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1 Piceta
Balanza
1 Cepillo
Autoclave
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1 Espátula
3 charolas metálicas
Estufa
1 Probetas de 250mL
Bomba de vacío
10 Piezas de papel filtro GFC de 11cm
1 Desecador
3 Magnetos
3 Cedazos 4´´, 550µ
3 Goteros
1 Vaso de pp de 1LT
Reactivos:
Jabón (cbp)
NaOH al 2.5 (600 ml por equipo)
H2SO4 0.03% (750 ml por equipo)
H3PO4 al 10% (2 goteros)
NaOCl 3gr de Cl/Lt (750 ml por equipo)
Tierra de Diatomeas (20 gr por equipo)
Etanol al 90% (500 ml por equipo)
Na2CO3 al 0.06% (600 ml por equipo)
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3.4. Métodos
3.4.1. Extracción de Agar de Gracilaria
Pretratamiento
 Pesar 20 gr de alga seca. Agregar 200 ml de solución, caliente de NaOH al 2.5%.
Mantener a 90°C durante una hora.
 Filtrar sobre cedazo fino, conservar las partículas, colectar una alícuota de líquido
(50 ml) para control de * calidad y descartar el sobrante.
 Lavar las partículas durante 5 minutos con agua fría (250 ml)
 Neutralizar con solución de H2SO4 0.03% durante 10 minutos (250 ml)
 Lavar durante 5 minutos con agua fría (250 ml)
 Blanquear con Hipoclorito de Sodio (3 gr de Cl activo/Lt) durante 10 minutos
(250 ml)
 Lavar las partículas con solución de H2SO4 0.03% durante 10 minutos (250 ml)
 Lavar durante 5 minutos con agua fría (250 ml)
Extracción
 Agregar a las partículas lavadas 300 ml de agua caliente. Calentar y justo después de
hervir enfriar la solución a 80°C y ajustar el pH de 6.8 a 7.2 con ácido fosfórico al
10%.
 Extracción durante 30 minutos a ebullición con agitación continua
 Agregue 8 gr de tierra de diatomeas y filtre en caliente en filtro de presión
(precalentado)
 Vierta el precipitado sobre una charola rectangular y deje gelificar la solución.
 Aislar el agar por congelado y descongelado de la solución gelificada.
 Lave el agar con alcohol al 90%.
 Secar en estufa de convección a 60%.
 Cuantifique él % de agar.
3.4.2. Extracción de Agar de Gelidium
Pretratamiento
 Pese 10 gr de alga. Agregue 200 ml de solución de Na2CO3.
Calentar a 80°C durante 20 minutos.
 Filtrar sobre cedazo fino, conservar las partículas, colectar una alícuota de líquido
(50 ml) para control de *calidad y descartar el sobrante.
 Lavar las partículas durante 10 minutos con agua fría.
 Filtrar sobre cedazo fino, descartar el líquido y conservar las partículas.
Extracción
 Agregar a las partículas lavadas 300 ml de agua caliente. Calentar y justo después de
hervir enfriar la solución a 80°C y ajustar el pH de 6.8 a 7.2 con ácido fosfórico al
10%.
 Trasferir a la autoclave y extraer durante dos horas a 15 lbs de presión (121°C).
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 Agregue 8 gr de tierra de diatomeas y filtre en caliente (80°C) con filtro de presión
precalentado.
 Vierta el filtrado, caliente, en una charola y deje enfriar a temperatura ambiente
hasta que gelifique la solución.
 Congele la solución gelificada
 Drene el gel congelado a temperatura ambiente
 Lave con; agua destilada (2 veces) y con etanol al 90% (3 veces), escurra y seque el
Agar.
 Cuantifique él % de Agar.
3.5 Registro de datos
Rendimiento
Muestra
a
b
c
Prom
Σ
*Lim.Cf.
Gelidium
Gracilaria
3.6. Referencias para consulta
Armisén, R. & F. Galatas. 1985. Production properties and uses of agar. En: production and
utilization of products from commercial seaweeds. D.McHugh (Ed). FAO Fish. Tech. Paper
No.288. Roma. Pp.1-57.
Armisén, R. 1993. Productos derivados de Gelidium: producción, estructura y aplicaciones.
Ed. J.A. Juanes & S. González Diputación Regional de Cantabria, España. 27 pp.
Arellano-Carbajal, F. Pacheco, I. & Correa-Díaz, F. 1999. Variación estacional en
rendimiento y calidad de agar de Gracilariopsis lamaeniformis (Bory) Dawson, Acleto et
Foldvik, del Golfo de california, México. Ciencias Marinas. 25(1):51-62.
Craigie, J.S. & Z.C. Wen. 1984. Effects of temperature and tissue age on gel strength and
composition of agar from Gracilaria tikvahiae (Rhodophyceae). Can. J.Bot. 62:1665-1670.
Espinoza-Avalos, J. E. Hernandez Garibay, J. A. Zertuche-González y M. E. Meave del Castillo,
2003. Agar de dos especies coexistentes de Gracilaria (Gracilariaceae) del Caribe
mexicano.Ciencias Marinas, Vol.19 N. 2 Junio.
González-Leija.J.A; E. Hernández-Garibay; I.; J. Guardado-Puentes; J. Espinoza-Avalos; J.M.
López-Vivas and J. Bautista-Alcantar, 2009. Optimization of the yield and quality of agar
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from Gracilariopsis lemaneiformis (Gracilariales) from the Gulf of California using an
alkaline treatment. J Applied Phycology 21:321–326
Hernández-Garibay E, Guardado-Puentes J, Bautista-Alcantar J y Reyes-Tisnado R. 2006.
Pesquería de Macroalgas del Océano Pacífico. En: Sustentabilidad y Pesca Responsable
en México. Evaluación y Manejo. Instituto Nacional de Pesca. SAGARPA. México.
Hurtado-Oliva MA, M. Manzano-Sarabia, E. Hernández-Garibay, I. Pacheco-Ruíz, J.A.
Zertuche-González, 2011. Latitudinal variations of the yield and quality of agar from
Gelidium robustum (Gelidiales, Rhodophyta) from main commercial harvest beds in
western coast of Baja California, México. (Journal of Applied Phycology 23:727–734.
Knutsen, S.H. 1992. Isolation and analysis of red algal galactants. Dr.Sci.Thesis. Univ. of
Trondheim. NTH, Norway. 87 pp.
Lahaye, M. & C. Rochas. 1991. Chemical structure and physical chemical properties of agar.
Hydrobiologia. 221:137-148.
McHugh, D. 1991. Worldwide distribution of comercial resources of seweeds including
Gelidium. Hidrobiologia. 221:19-29.
Pacheco-Ruíz, I., J. A. Zertuche-González, F. Correa-Díaz, F. Arellano-Carbajal and A. CheeBarragan. 1999. Gracilariopsis lemaneiformis beds along the west coast of the Gulf of
California, Mexico. Hydrobiologia 398/399: 509-514.
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Práctica 4: Extracción de Carragenanos
4.1. Introducción
Los carragenanos son polisacáridos galactanos sulfatados de cadena lineal, se encuentran
presentes en la matriz y pared celular del tejido de algunos géneros de algas rojas tales
como Chondrus, Eucheuma, Kappaphycus, Chondracanthus, entre otros. Su consistencia
gelatinosa le confiere a las algas flexibilidad y resistencia mecánica en tanto que su
carácter aniónico le da propiedades de regulador osmótico. Se emplean en la industria
alimenticia, principalmente en productos lácteos, como agentes texturizantes y
estabilizadores. También, en medicamentos, en cosméticos, en pinturas y tintes.
Hace mas de 600 años los residentes del condado de Carraghen, Irlanda, empleaban las
infusiones del “musgo de Irlanda” (Chondrus crispus) en alimentos y medicinas (Sanofi,
1994). En 1844 Schmidt reporta el aislamiento del polisacárido del musgo de Irlanda
(Santos, 1979) y en 1871 G. Boungarde registra, en E.U.A. la primera patente para su
extracción. En 1882 Standford le da el nombre de “Carrageenin” (Stanley, 1987).
En los 30´s se estableció en Nueva Inglaterra una planta de producción de Carragenano el
cual se usó como estabilizador de bebidas lácteas de chocolate. El éxito de esta aplicación
y el desabasto de Agar, durante la Segunda Guerra Mundial, impulsó la producción de
Carragenanos en otras localidades y el desarrollo de nuevas aplicaciones (Waaland, 1981).
Actualmente las principales fuentes de carragenanos por orden de importancia, son las
algas rojas, de los géneros; Euchema; de Filipinas, Chondrus; Canadá y Francia, Gigartina é
Iridaea; Chile, Hypnea; Brasil y Furcellaria; Dinamarca (McHugh, 1991).
El proceso de extracción de carragenanos implica básicamente; el lavado de la materia
algal y difusión de álcali en el tejido. Solubilización en agua caliente (≥90°C) a pH alcalino
(8-10) y separación de la solución por evaporación del agua o bien por precipitación con
alcohol.
Aunque, los carragenanos se describen como polímeros híbridos compuestos de una
mezcla de diferentes fracciones, cada una con una proporción diferente de grupos sulfatos
y de 3,6-anhidrogalactosa, se reconoce el predominio de cuatro tipos; “β” (Beta) o
furcelaran, “κ” (Kappa), “ι” (Iota) y “λ” (Lambda). Los tres primeros producen, en diferente
grado, soluciones gelificantes mientras que los carragenanos tipo “λ” (Lambda) son más
sulfatados y producen soluciones viscosas y se emplean como estabilizadores. Las algas
del género Furcellaria contienen carragenanos tipo β en tanto que las del género
Eucheuma (Familia Solieriaceae) son productoras del carragenano tipo κ y/o de ι. Las
especies de Hypnea (Familia Hypneaceae) producen κ, mientras que las algas de la familia
Gigartinaceae (*Gigartina, Chondrus, Iridaea) exhiben una alternancia bioquímica en la
composición de sus carragenanos; en la fase sexual gametofita predomina la combinación
de carragenanos κ/ι mientras que en las fases tetraspóricas predomina las fracciones más
sulfatadas del tipo λ.
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CARRABIOSA
(1-3) -D-Galactosa galactosa
(1-4) 3,6 Anhidro -D-
En México, en la costa noroccidental de Baja California, el alga roja Chondracanthus
canaliculatus ha sido cosechada, desde 1966, como fuente de materia prima de
exportación para la industria de carragenanos (Hernández-Garibay, 2006). En la década
de los sesenta se colectaban alrededor de 1200 toneladas secas por año; mientras que
para 1991, disminuyó hasta cerca de 300 toneladas secas McHugh, 1991; es probable que
esta disminución se deba a la introducción al mercado de materia prima proveniente de
cultivos de Eucheuma de Filipinas y de Gigartina de Chile. Actualmente la producción se ha
mantenido cercana a las 200 toneladas secas anuales, sin embargo, durante el 2012, se
incorporaron nuevas localidades de cosecha por lo que es factible incrementar la cosecha
anual.
Además de Chondracanthus canaliculatus en las costas de Baja California existen
otras especies como Chondracanthus squarrulosuis, Mastocarpus papillatus, Mazaella
leptorinchos y Eucheuma uncinatum las cuales representan un recurso potencial para la
extracción de carragenanos (López – Acuña, 1992; Correa-Díaz, 1987; Correa – Díaz, et al.
1990).
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Tabla 1.- Algas productoras de carragenano y tipo de carragenano que contienen:
ESPECIE
CARRAGENANO
Eucheuma gelatinae
Beta
Kappaphycus alvarezii
Kappa
Eucheuma spinosum
Iota
*Eucheuma uncinatum
Iota
Furcellaria fastigiata
Kappa
Chondrus crispus
G
Kappa/Iota
Chondrus crispus
T
Xi, Lambda
*Chondracanthus harveyanus G
Kappa/Iota
*C. harveyanus
T
Xi
*C. canaliculatus
G
Kappa/Iota
*C. canaliculatus
T
Xi, Lambda
*C. pectinatus
G
Kappa/Iota
*C. pectinatus
T
Xi, Lambda
*Mastocarpus papillatus
Kappa/Iota
*Mazaella leptorinchos
Kappa/Iota
* Especies regionales
G. Fase gametofita, T: Fase Tetrasporofita
CARACTERISTICAS
Gel
Gel
Gel suave
Gel suave
Gel
Gel
Viscosidad
Gel
Viscosidad
Gel
Viscosidad
Gel
Viscosidad
Gel
Gel
4.1.1. Objetivo
Extracción y purificación de carragenanos de algas de la región de Baja California.
Evaluación de rendimientos entre un proceso normal y uno con pretratamiento alcalino.
4.1.1. 1. Objetivos Didácticos
 Evaluar los procesos físico – químicos que intervienen en la extracción del
carragenano.
 Determinar la metodología de extracción adecuada según el género y estadio
reproductor del alga que se utilice como materia prima.
 Purificar el carragenano de un extracto crudo y estimar su rendimiento.
4.2. Materiales, Reactivos y Equipo
Materiales
3 Vasos de pp de 600 mL
Equipo
3 Planchas Cal/Ag
1 Termómetro
1 potenciómetro
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1 Piceta
Balanza
1 Cepillo
Estufa
1 Espátula
Compresor/Vacío
3 Matraces Erlenmeyer de 1 L
1 Probeta de 250 ml
Embudo buchner
10 Piezas de papel filtro GFA de 11 cm
1 desecador
3 magnetos
1 vaso de precipitados de 1000 mL
Reactivos
Jabón (cbp)
KOH al 6% en agua de mar (800 mL por eq.)
NaHCO3 0.1 M (800 mL por equipo)
H3PO4 al 10% (2 goteros)
KCl sólido
NaCl sólido
Tierra de diatomeas (20 gr por equipo)
Etanol grado técnico (Destilado)
4.3. Métodos
4.3.1. Extracción normal
 Agregar 3 gr de alga seca molida (2mm) en 300 ml de solución, caliente de NaHCO 3
0.1 M.
 Extraer los carragenanos a 95-100°C durante una hora con agitación contínua.
Registrar el pH de extracción.
 Disolver en la solución, aun caliente, 1.7 gr de NaCl sólido y agregar 5 gr de tierra de
diatomeas.
 Filtrar la solución caliente a través de un filtro buchner (previamente calentado) a
vacío.
 Precipitar con 2 volumenes de etanol concentrado.
 Separar la fibra de carragenano y prensar para eliminar toda la solución.
 Para eliminar sales, lavar 2 veces con etanol al 60% y una vez con etanol
concentrado.
 Secar en estufa a 60 C, hasta peso constante.
 Pesar para calcular el rendimiento.
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4.3.2. Extracción con tratamiento alcalino.
 Colocar 5 gr de alga molida en 100 mL de una solución caliente de KOH 6% (en agua
de mar).
 Continuar el tratamiento alcalino a 90 C por una hora, con agitación de la solución.
 Filtrar sobre cedazo fino, conservar las partículas, colectar una alícuota de líquido
(50 ml) para control de *calidad y descartar el sobrante.
 Lavar las partículas durante 15 minutos con agua fría.
 Decantar el agua de lavado, verter sobre las partículas 200 ml de agua destilada
caliente y calentar.
 Extraer el carragenano a 95-100°C durante una hora con agitación contínua.
 Disolver en la solución, aun caliente, 2 gr de KCl sólido y agregar 5 gr de tierra de
diatomeas.
 Filtrar la solución caliente a través de un filtro buchner (previamente calentado) a
vacío.
 Colocar la solución clarificada en una charola y enfriar hasta gelificar.
 Congelar y descongelar el gel formado.
 Escurrir y enjuagar con agua.
 Secar en estufa de convección a 60 C hasta peso constante.
 Calcular el rendimiento.
4.4. Registro de datos
Rendimiento
Muestra
a
b
c
Promedio
Σ
*Lim. Cf.
*Límite de confianza al 95% = 1.96 [σ/sqr(n)]
4.5 Referencias para consulta
Correa-Díaz, F. 1987. Variación anual de los carragenanos de Eucheuma uncinatum de
Bahía de los Ángeles, México. Tesis de licenciatura. Facultad de Ciencias Marinas.
Universidad Autónoma de Baja California. Ensenada, B.C. México. 54 pp.
Correa-Díaz, F., Aguilar, R. & L.E. Aguilar. 1990. Infrared analysis of eleven
carragenophytes from Baja California, México. Hydrobiologia. 204/205:609-6014.
López-Acuña, L.M. 1990. Cuantificación y caracterización estacional de los carragenanos
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de Gigartina pectinata Dawson (Rhodophyta, Gigartinales) en muestras de campo y
de cultivo. Tesis de licenciatura. Universidad Autónoma de Baja California. Facultad
de Ciencias Marinas. Ensenada, B.C. México. 28 pp.
McCandless, E.L., West, A. & M.D. Guiry. 1983. Carrageenan patterns in the gigartinaceae.
Biochem. Syst. Ecol. 11(3):175-182.
McHugh, D. 1991. Worldwide distribution of commercial resources of seaweeds including
Gelidium. Hydrobiologia. 221:19-29.
Molina-Martínez, J.M. 1988. Las algas marinas, un recurso de interés comercial en Baja
California. En: Los recursos pesqueros del país, Secretaría de Pesca. México. 99. 75-93.
Myslabodski, D.E. 1990. Red-algae galactans: Isolation and recovery procedures – effects
on the structure and rheology. Ph. D. Thesis. University of Trondheim, NTH. Norway. 225
pp.
Sanofi Bio-Industries. 1993. Hydrocolloids in dairy products. Technical Handbook #15.
Carentan. France. 105 pp.
Stanley, N. 1987. Production, properties and uses of carrageenan. En McHugh D.J. (ed.),
Production and utilization of products from commercial seaweeds. FAO. Fish Tech. Pap.
288:116-146.
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Práctica 5: Extracción de ALGINATOS:
5.1. Introducción.
Las algas pardas de la familia de las "feofíceas" constituyen la materia prima principal en la
producción de alginato, ya que es un componente de la pared celular, donde se encuentra
formando un complejo insoluble de ácido algínico y sus sales cálcica, magnésica y de
metales alcalinos en varias proporciones.
En 1883, el químico inglés E. C. C. Stanford, por digestión de frondas de ciertas algas pardas
con carbonato sódico, obtuvo una masa gelatinosa que evaporada a sequedad presentaba
"aspecto algo semejante al de la goma tragacanto". A esta nueva sustancia su descubridor
le dio el nombre de "algina", derivado de alga. Este término se usó en un principio para
designar la sustancia in situ en la planta; mientras que a los distintos productos
comerciales que se obtuvieron posteriormente se les dio otras acepciones: ácido algínico,
alginatos solubles, compuestos algínicos en general.
La producción comercial de alginatos comenzó en 1929 por la compañía Kelco en
California. En 1934 se inició la producción en Gran Bretaña y más tarde, durante la
Segunda Guerra Mundial, surgió la industria de alginatos en Noruega, Francia y Japón.
La variedad de compuestos algínicos de que se dispone en la actualidad son el resultado de
una intensiva tarea de investigación, desarrollo, marketing y programas de servicio que se
han extendido durante un período de cerca de treinta años en los principales países
productores.
Las algas pardas crecen en todas las regiones de aguas templadas y frías del mundo, en los
hemisferios norte y sur. Existe una enorme variedad de especies que varían en tamaño,
forma, así como en el porcentaje y calidad del alginato que producen.
De interés para su aplicación industrial, podemos mencionar especies de los géneros:
Lessonia (nigrescens, flavicans,trabeculata), Macrocystis pyrifera, Durvillea antártica,
Laminaria (digitata, saccharina y cloustoni), Ascophyllum, Fucus, etc. , todos ellos,
corresponden a organismos de grandes tamaños, conocidas también como Macroalgas,
Kelp o sargazos, que alcanzan de 1 a varios metros de longitud.
Los alginatos son las sales del ácido algínico, polisacárido lineal constituido por dos
unidades monoméricas, el ácido b -D-manurónico (M) y el ácido a -L-gulurónico (G). Estos
se agrupan en bloques de secuencias MM, MG, unidos por enlaces glucosídicos β (1-4); y
bloques GG, GM, unidos por enlaces glucosídicos α (1-4).
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Las fórmulas clásicas de Haworth para los dos monómeros se muestran en la figura 1,
mientras la figura 2 ilustra las llamadas fórmulas de silla que permiten ver en forma más
clara el arreglo tridimensional de las moléculas:
Figura 1. Fórmulas de las unidades monoméricas del ácido algínico
Acido β-D Manurónico
Acido α-L Gulurónico
Figura 2. Fórmulas en formas de silla
Acido β-D Manurónico
Acido α-L Gulurónico
Los alginatos disponibles en el mercado se comercializan, en su mayoría, en forma de sales
hidrosolubles, libres de celulosa, blanqueadas y purificadas, entre las que se incluyen
algunos: Ácido algínico, Alginato de sodio, Alginato de potasio,también se producen
compuestos combinados, tales como: Alginato de amonio-calcio y Alginato de sodio-calcio.
5.1.1 Objetivo
Extracción y purificación de los alginatos de diferentes algas pardas de las costas de Baja
California.
5.1.1.1. Objetivos didácticos
 Aplicar el proceso de intercambio iónico, para la extracción de alginatos de algas
pardas.
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 Evaluar el efecto de diferentes cationes, en las propiedades de solubilidad de los
alginatos.
5.2. Materiales, Reactivos y Equipo
Materiales
3 Vasos de pp de 600ml
Pipeta Pasteur con bombilla
Agitador magnético
Espátula
Embudo buchner de
porcelana
Matraz Kitazato de 500 mL
Probeta de 250 mL
Papel filtro para flujo
rápido
Tierra de diatomeas
Equipo
Plancha de Agitación
Balanza
Estufa
Bomba/Vacío
Desecador
REACTIVOS
HCl 0.1N
Na2CO3 0.5%
CaCl2 1%
NaCl cristales
Etanol
Tierra de diatomeas
5.3. Procedimiento:
Los alginatos se encuentran, dentro del alga, neutralizados por la unión de diferentes
cationes que forman un gel lo suficientemente flexible y rígido para que el alga se pueda
desarrollar en el medio ambiente marino. La extracción de los alginatos se da
simplemente por intercambio iónico. Primero los alginatos, dentro de la partícula algal, se
trasfieren, por tratamiento con ácido a su forma insoluble protonada o ácido algínico.
Subsecuentemente al neutralizar las partículas con hidróxido de sodio se reemplazan los
protones por sodio y se forma un alginato de sodio soluble el cual se separa del material
algal por filtración y de la solución clarificada por precipitación con etanol o por adición
de calcio o ácido. Los aginatos se extraen en el ámbito comercial, principalmente de algas
de los géneros Laminaria (China, Noruega y Francia), Ascophyllum; Irlanda, Noruega y
Canadá; Macrocysitis; USA y México, Lessonia; Chile y Durvillaea; Australia (McHugh,
1991).
El proceso de extracción de alginatos a partir de diferentes especies de algas pardas, se
fundamenta en el hecho de que este compuesto se encuentra inmerso en la pared y matriz
celular de las algas y sus propiedades de solubilidad son de carácter iónico, donde las
sales de metales divalentes y trivalentes (Ca, Sr, Ba etc), además de la forma ácida son
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compuestos insolubles, mientras que las sales con metales monovalentes (Na, K y el NH4)
forman compuestos solubles.
En forma breve, podemos obtener los alginatos con una serie de pasos, los cuales se
describen a continuación.
5.3.1. Preextracción
Suspender 5 gr de alga, seca y molida, en 100 mL de HCl 0.1 M y se agita durante 30
minutos y decantar el líquido; repetir éste procedimiento 2 veces más (Si se usa alga
fresca considere un contenido de humedad de aproximadamente 80% y procure,
previamente, desintegrar el material en licuadora o molino de laboratorio.).
Decante el ácido y lave el material algal 3 veces con agua destilada. Desechar el extracto
ácido y el líquido de lavado (este líquido dependiendo de la estación puede contener un
precipitado blanco; Laminarán).
5.3.2. Extracción
Suspender las partículas algales en 150ml de Na2CO3 0.1M y agite. Considere que el
proceso de neutralización es lento, después de 15 minutos de iniciado, revise el pH de la
solución, si el pH es inferior a 6, requiere la adición de algunas gotas de NaOH 1M.
Después de neutralizar (pH aproximadamente de 7), continúe la agitación para favorecer
la extracción de los alginatos, las partículas se vuelven flácidas.
Filtre la solución viscosa resultante de alginato de sodio, use tierra de diatomeas, un
embudo buchner y aplique vacío.
5.3.3. Precipitación
Mida el volumen del extracto y agregue NaCl sólido hasta alcanzar una concentración de 0.1
M; agite para solubilizar.
Precipite el alginato agregando el extracto a un recipiente que contenga un volumen de
etanol al 96%. Vierta lentamente el extracto mientras agita suavemente con una varilla de
vidrio y vaya recubriendo esta con las fibras del precipitado. Si no se forman fibras, el
alginato se puede recuperar por filtración o centrifugación.
Alternativamente, la solución de alginato, se puede verter con agitación suave en una
solución de CaCl2 1% , esto formará alginato de calcio insoluble el cual deberá convertirse a
la forma soluble, convirtiendo primero en ácido algínico y posteriormente en alginato de
sodio.
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5.3.4. Desalado
La fibra de alginato precipitada en etanol, contiene el NaCl que se agregó para favorecer la
precipitación, entonces este paso consiste en eliminar el exceso de NaCl, para ello se hacen
2 lavados con etanol al 60% (entre cada enjuague exprimir la fibra para eliminar el etanolagua), y después dos veces con etanol al 96% esto último es para desplazar la humedad
presente en la fibra de alginato..
Deje secar el alginato a 60°C durante una noche y posteriormente en desecador por 15
minutos y pesar.
Porcentajes de ácido manurónico y ácido gulurónico, relaciones M/G y contenido
de alginato para varias especies comerciales de algas pardas
Especie
% M %G
M:G
Contenido de alginato de sodio
(% sobre algas secas)
Laminaria hyperborea
30
70
0.45
25 –27
Laminaria digitata
55
45
1.20
20 – 26
Macrocystis pyrifera
60
40
1.50
26
Ascophyllum
nodosum
65
35
1.85
26 - 28
Lessonia nigrescens
60
40
1.50
35
Ecklonia maxima
55
45
1.20
40
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5.4. Resultados
Especies utilizadas
gr de Muestra
% de Alginato obtenido
Límite de confianza al 95% = 1.96 [σ/sqr(n)]
Presentar los datos de otros equipos
5.5. Referencias para consulta
Larsen, B. 1994. Curso 6: Alginatos. Maestría en Algología Aplicada. Universidad de las
Palmas de Gran Canaria, España. 340 pp.
Pronova, 1994. Technical Information: Alginates. Pronova Biopolymer. Noruega. 45 pp.
McHugh, D.J. 1987. 'Production, Properties and Uses of Alginates. In McHugh, D.J. (ed)
Production and Utilization of Products from Commercial Seaweeds, FAO Fisheries
Technical Paper (288): p58–115.
McHugh,D. 1991. Worldwide distribution of commercial resources of seaweeds including
Gelidium. Hydrobiologia. 221:19-29.
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DIAGRAMA DE FLUJO QUE
MUESTRA LA EXTRACCIÓN
DE ALGINATOS
Algas Frescas
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Molienda
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HCl 0.1 N
Pre-extracción
Ácida
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ALG-H+
Lavado
Na2CO3
Extracción Alcalina ALG-Na
Filtración
HCl 1 N
Precipitación
Acida ALG-H
ETANOL
Enjuague
ALGINATO DE SODIO SOLUBLE
Na2CO3
Neutralización
ALGINATO DE SODIO SOLUBLE
ALG-Na
CaCl2 1%
Alginato de Calcio
ALG2-Ca
Enjuague
HCl 0.1 N
Conversión Ac
Alginico
ALG-H
Enjuague
Na2CO3 Conversión ALGINATO DE SODIO
(Alg-Na)
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Práctica 6: Reología é histéresis de los geles de agar y carragenano
6.1. Introducción
La reología (**) y la histéresis (***) de los geles formados con agar y/o carragenanos, son
dos características que determinan las aplicaciones que encuentran estos polisacáridos
algales en alimentos, industria y en biotecnología.
Los agares y carragenanos (tipo; Beta, Kappa é Iota) forman geles termorreversibles, su
disolución, en caliente, produce la dispersión al azar de unidades poliméricas las cuales al
decrecer, gradualmente, la temperatura reducen su movilidad y su longitud por la
generación de enlaces intercatenarios lo cual inicia la formación de hélices dobles o
sencillas. Posteriormente, agregados a estas hélices producen redes tridimensionales tan
extensas que son capaces de inmovilizar al solvente y formar el estado de Gel (sólidoelástico), Los geles de agar son por lo regular fuertes y rígidos, de elevada histéresis
(50°C) y no requieren la adición de catalizadores (gel físico). Mientras que los geles de los
carragenanos son generalmente débiles y flexibles de baja o nula histéresis y requieren la
adición de cationes (K y Ca principalmente) para formar el estado de gel (gel
fisicoquímico).
La reología é histéresis de los geles de agar y carragenano y su contenido de 3,6
anhidrogalactosa (3,6 AG) son propiedades íntimamente relacionadas. La presencia de
grupos sustituyentes en posiciones donde no interfieren con la conformación, α(4C1), de la
3,6AG (****) no alteraran la capacidad gelificante, del polímero, pero si modifican las
características reológicas y de histéresis de los geles formados; por ejemplo, los grupos
metilo modifican la temperatura de gelación y fusión, mientras que los grupos sulfatos,
presentes en carragenanos (20 a 50%) y en menor proporción en agar (1-9%), confieren
al gel mayor afinidad al agua y por ende menor rigidez.
Los valores de fuerza de gel de agares y carragenanos deben de ser interpretados con
cuidado ya que estos varían dependiendo del método de medición aplicado. Varios
dispositivos han sido descritos para la evaluación de la reología de geles de agar y
carragenano de los cuales el método Kobe con el gelómetro Nikkan es ampliamente
aceptado. Este método mide la fuerza de compresión que actúa durante 20 segundos y que
rompe un gel de, aproximadamente, 3 cm de grosor a 20°C. la desventaja de este método
es que requiere aproximadamente 8 gr de polisacárido y esta es una cantidad
relativamente alta si se considera que bajo condiciones de extracción de laboratorio el
proceso de purificación y refinación de tal cantidad requiere la aplicación de equipo de
volumen superior a un litro (vasos pp, filtros, etc.) y el gasto de gran cantidad de reactivos
(Hidróxidos, amortiguadores, alcohol, etc.) y una cantidad de materia prima superior a
100 gr (si se desean hacer por lo menos 3 evaluaciones). Además si la muestra proviene
de cultivos experimentales la cantidad de esta es, por lo general, baja. Por lo cual, la
evaluación de la fuerza del gel mediante esta técnica representa una seria limitante si se
desean probar diferentes condiciones de cultivo y examinar varias muestras.
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** Fuerza de gel y flexibilidad
*** Margen entre las temperaturas de fusión y gelificación
**** Por ejemplo en β4 o en α y β 2
En esta práctica de laboratorio evaluaremos geles de agar y carragenano con el
gelómetro Nikkan y también la fuerza del gel medida con un dispositvo mecánico,
utilizando una balanza granataria de 2 platos y un flujo constante de agua.
6.1.1. Objetivo
Evaluar la reología é histéresis de geles de agar y carragenano
6.1.2. Objetivos Didácticos
 Evaluar la influencia de la materia prima y el proceso de extracción, sobre las
propiedades visco-elásticas de los geles de agar y carragenano.
6.2. Materiales, Reactivos y Equipo
Materiales
Equipo
3 Refrigerantes medianos 24/40
Balanza analítica
1 Piceta
3 Planchas de C y A
1 Cepillo
Estufa
1 Espátula
Baño maría
3 Matraces fondo plano 24/40 (500 ml)
Gelómetro Nikkan
1 Probeta de 100 ml
3 Magnetos grandes
1 Desecador
Reactivos
3 navecillas medianas
Jabón (cbp)
3 Soportes universales
KCl (granular)
2 Charolas metálicas medianas
3 Pares de mangueras
3 Pinzas para soporte
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12 Vasos de pp de 10 ml
2 Termómetros
3 Tubos de ensaye de 18*15
2 vasos de pp de 600 ml
6.3. Procedimiento
6.3.1. Preparación de los geles
 Se preparan soluciones de agar al 1.5% y carragenano al 2% con KCl al 1%. Las
soluciones se someten a ebullición con reflujo sobre una plancha de calentamiento y
agitación.
 Vierta la solución caliente sobre; un molde rectangular de 6X30X4.5 cm (a 3 cm de
altura), en 4 vasitos de 10 ml y cubra a la mitad 3 tubos de ensaye de 18 mm x 15
cm.
 Se deja enfriar la solución a temperatura ambiente y cuando se gelifique el gel se
invierten los recipientes con el fin de evitar la pérdida de agua por sinéresis.
 Se dejan reposar los geles durante una noche.
6.3.2. Punto de fusión
 Se sumergen los tubos de ensaye, que contienen los geles, en un vaso de precipitado
de 1 Lt con 700 ml de agua y un agitador magnético.
 Se coloca dentro del tubo (encima del gel) un balín o cuerpo esférico de
aproximadamente 6 mm de diámetro.
 Se calienta gradualmente el agua y cuando la temperatura del baño maría es
superior a los 60°C se comienza a monitorear periódicamente el estado físico del gel.
 Cuando la esfera empieza a penetrar el gel y cae libremente (se da el cambio de gel a
líquido) en ese momento se introduce el termómetro dentro del tubo de ensaye y sr
registra el punto de fusión. NO SAQUE EL TUBO DEL BAÑO MARIA.
6.3.3. Fuerza de gel
Método Kobe con gelómetro “Nikkan”
 El gelómetro Nikkan consiste en un pequeño pistón de metal, de 1 cm2 de base,
ensamblado a una varilla la cual posee una base plana diseñada para agregar pesas
en ella.
 Se agregan pesos en la base de la varilla.
 Se coloca el gel (recipiente de 6X30X4.5) debajo del pistón y se baja el dispositivo.
 Cuando el pistón hace contacto con el gel se inicia el conteo del tiempo, si el gel no
rompe en los siguientes 20 segundos, se levanta el dispositivo, se cambia de
posición el gel, se agregan más pesos y se repite el proceso hasta lograr el
rompimiento del gel.
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 El gel puede romperse antes de los 20 segundos, en este caso la fuerza del gel se
calcula sobre la base del peso agregado (más 100 gr del peso del pistón y la varilla) y
el tiempo transcurrido mediante la fórmula:
Log (w)20=Log(Wx)+K[log(tx)-log(20)]
Donde:
w20= Máximo pesos que puede resistir en 20 segundos
wx= Peso soportado en un periodo de tiempo x
K= Coeficiente (0.18 a 20°C)
tx= Periodo, en segundos, resistido con un peso Wx
 Si la temperatura a la que se mide la fuerza del geles diferente a los 20°C se aplica
una corrección de un 3% por cada grado centígrado de diferencia:
Fza. gel (20°C)= Fza gel (X°C)+0.03*(X°C-20°C)*[Fza gel (X°C)]
Método dinámico con el equipo Gel-Lab
 Se coloca el gel (vaso de 10 ml) sobre el plato de la balanza y debajo del pistón. La
señal que genera el sensor de presión se ajusta a cero.
 Se agrega una pesa de 100 gr.
 Se da marcha al motor acoplado al embolo y al avance del programa
 Cuando el embolo hace contacto con el gel simultáneamente se empiezan a registrar
los datos de esfuerzo vs. deformación.
 Cuando la señal de esfuerzo, en la pantalla, desciende bruscamente en ese momento
el embolo a penetrado el gel y se suspende el proceso.
 Se da marcha inversa al motor del embolo (control de sentido de rotación) y se
restablece el equipo para la evaluación de otro gel.
 Se calcula la fuerza del gel y la deformación mediante la interpretación de la gráfica
de esfuerzo vs deformación.
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PROPIEDADES FÍSICAS DE AGAR Y CARRAGENANOS
Agar: Solución al 1.5 %
Carragenano: Solución al 2 % en
KCl 1 %
Disolver a reflujo por
30 minutos
FUERZA DE GEL


PUNTO DE GELIFICACIÓN

10 mL de Solución a T° 70
80 °C
PUNTO DE FUSIÓN

5 mL de solución a 7080 °C


enfriar a 20 °C /24
horas

Colocar los tubos en baño a
80 °C
Colocar los tubos en
baño a 20 °C.
enfriar a 20 °C /24 horas
Determinar los gramos por unidad de
área necesarios para la ruptura del
gel.
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Enfriar progresivamente el
baño maría (1°C/ min)
hasta que la perla de
vidrio quede en la
superficie.
Calentar
progresivamente el
baño María hasta que
la perla de vidrio se
hunda.
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6.4. Registro de datos
Estimación de Fuerza de gel, Método Nikkan
Muestra
Peso
(gr)
Tiempo
(s)
(Wx)
Gelidium
(tx)
Fuerza Fza. gel
(W)20
(20°C)
a
Log(w)20=Log(Wx)+K[log(tx)log(20)]
b
c
K=0.18
Gracilaria a
b
Carr. N
c
Temp. Amb.=
a
*Fza.gel=Fuerza * Factor
temperatura
b
c
Carr.A
a
b
c
Fuerza del gel Nikkan
Muestra a
b
c
Prom a
Fuerza Gel-Lab
b
c
Pfus Pgel Hist.
Prom CNik
Gel
Gra
C.N
C.A
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6.5. Referencias para consulta
Armisén, R. 1993. Curso 4. En: Master degree course in applied algology. Universidad de
las Palmas de Gran Canaria. España. Tommo III: 45-62.
Goring, D.A.I. 1956. A semimicro gelometer. Canadian Journal of Technology. Vol. 34:5359.
Istine, S; M. Ohno and H. Kusunose Methods of Analysis for Agar, Carrageenan and Alginate
in Seaweed Bull. Mar. Sci. Fish.. Kochi Univ. No. 14, pp.49-55, 1994
Ohno, M, D.B. Largo and T. IKumoto, 1994. Growth rate, carrageenan yield and gel
properties of cultured kappa carrageenan producing red alga KaPPmphyeus alvarezii
CDoty) Doty in the subtropical waters of Shikoku, Japan. Apt) Phycology, 6. pp. 1-5
Rochas, C., Rinaudo, M. y S. Landry. 1989. Relation between the molecular structure and
mechanical properties of carrageenans gels. Carbohydrate polymers. 10.
99:115127.
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PRÁCTICA 7. ESTIMACIÓN
CARRAGENANO
DE
LA
3,6
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ANHIDROGALACTOSA
EN
AGAR
Y
7.1. Introducción
Los agares y carragenanos se componen de una secuencia repetitiva de unidades
disacáridas formadas por la β-D-galactosa (1-3) y la α-galactosa (1-4), Levo para agar
(αL) y Dextro para carragenanos (αD). En la unidad α (1-4), se puede generar un anillo
interno entre el carbón 3 y el 6 para formar la 3,6 anhidrogalactosa (3,6 AG). Es
únicamente, en polisacáridos de algas rojas donde se puede encontrar esta molécula. El
contenido y distribución de la 3,6 anhidrogalactosa se relaciona directamente con la
calidad de estos polímeros.
La capacidad gelificante del polímero, la alternancia de sus unidades disacáridas y
la presencia de la 3,6 AG son propiedad íntimamente relacionadas. Además se observan,
en estas unidades, diferentes grados de esterificación por grupos sulfato, piruvato y metilo
los cuales alteran las propiedades reológicas, físicas y eléctricas de los geles de estos
polisacáridos. Las moléculas poliméricas que poseen la 3,6 AG son capaces de formar un
gel. Mientras que aquellas que en su lugar contienen la α-galactosa 6 sulfato o la αgalactosa no son capaces de formar geles y solo producen soluciones viscosas.
La 3,6 AG se genera por la conversión de unidades de α-galactosa-6-sulfato de
manera natural o in situ por enzimas sulfohidrolasas (Rees, 1961; Craigie & Wong, 1984) y
de forma artificial por las condiciones de extracción del polisacárido bajo tratamiento
alcalino (Kojima & Funoka en Myslabodsky, 1990). Por varios años la 3,6 AG no fue
detectada en agares y carragenanos ya que debido a que bajo las condiciones de hidrólisis
aplicados esta molécula es lábil. En 1954 Araki aísla la 3,6 AG por metanolisis parcial y
posteriormente (1968) estableció la estructura de la misma por metilación y síntesis
(Painter, 1983).
Para evaluar la 3,6 AG el polisacárido debe ser depolimerizado en condiciones
ácidas y derivatizado tan pronto se libera. Uno de los productos monoméricos de la
reacción es el 5-Hidroximetil-2-furaldehido el cual también se forma con la fructosa y
puede ser evaluado colorimétricamente con el reactivo de resorcinol aplicando el método
descrito por Craigie y Leigh (1984) el cual es una modificación del original descrito por
Yaphe y Arsenault en 1965.
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7.1.1. Objetivo
Evaluar el contenido de 3,6-anhidrogalactosa en agares y carregananos, obtenidos de
especies de algas rojas de la Península de Baja California, de diferentes hábitats y
sometidas a diferentes condiciones de extracción.
7.1.2. Objetivos didácticos
 Desarrollo de curva de calibración de fructuosa
 Aprender el fundamento de evaluación de la 3,6 anhidrogalactosa
 Evaluación del efecto de; el origen de la materia prima y el proceso de extracción
sobre el contenido de la 3,6 anhidrogalactosa
 Correlacionar el contenido de 3,6 anhidrogalactosa con las propiedades
viscoelásticas de los geles de agar y carragenano
7.2. Materiales, Reactivos y Equipo
Materiales
Equipo
1 Cepillo
Baño con termostato
1 Piceta
2 Planchas de C y A
1 Espátula
Espectrofotómetro
4 Gradillas
Instalado en Lab.
3 Pipetas de 1 ml
3 Pipetas de 10 ml
Reactivos
1 Pipeteador
Jabón
1 Desecador
Fructosa anhidra 0.5 g
1 Termómetro
Resorcinol (0.15%) 50 ml
1 Vaso de precipitado de 600 ml
Acetal (0.825%) 10 ml
4 Vasos de precipitado de 50 ml
Acetal diluido (1 ml de acetal/25
ml) *
2 Matraces de aforación de 50 ml
Hielo (cbp)
2 Matraces de aforación de 100 ml
HCl concentrado 250 ml
1 Matraz de aforación de 25 ml
*Se prepara fresco
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2 Magnetos pequeños
1 Par de celdas
1 Repipet de 10 ml (para todo el grupo)
25 Tubos de ensayo (12 ml) con tapón de rosca
7.3. Método
Curva de calibración y Blanco
 Disuelva 0.108 gr de fructosa en 100 ml de agua (stock). Transfiera 2 ml de este
aforado y aforar ahora en 50 ml (sol. referencia), Calcule la concentración en μg/mL.
 Marque 8 tubos con tapón de rosca; 1s, 2s, 3s, 4s, 5s, 6s, 7s y 8s, trasferir 1 ml de la
solución de referencia al tubo #1 y aforar a 10 ml y proceder respectivamente con
los otros tubos (7ml de solución de referencia en el tubo 7 y aforar a 10 ml).
 Marcar 3 series de 8 tubos (1c, 2c, 3c, 4c, 5c, 6c, 7c, 8c) transferir 1 ml de los tubos
de la serie s a los de la serie c. Procedan respectivamente con los otros tubos.
 Marque un tubo; BCO y agregue 1 ml de agua destilada.
Muestra problema
 Muestras a1 agar de Gracilaria a2 agar de Gelidium, muestras c1 carragenano de
Gigartina normal y c2 alcalino.
 Pese aproximadamente 0.060 gr de Agar y 0.080 gr de carragenano y aforar a 100
ml (4 aforados)
 Marque 4 tubos como; a1s, a2s, c1s, y c2s. Transfiera 1 ml de sus respetivos
aforados y aforar a 10 ml.
 Marque 3 series de 4 tubos como; a1m, a2m, c1m y c2m. Trasfiera 1 ml del tubo a1s
al tubo a1m y así sucesivamente con los otros tubos.
Reacción
 Enfríe en hielo los tubos “c”, BCO y los tubos “m” (13 en total)
 Prepare el reactivo de resorcinol-acetal: 100 ml de HCl conc + 9 ml de resorcinol + 1
ml de acetal (DILUIDO 1/25).
 Agregue 5 ml de reactivo (frío) a cada uno de los trece tubos
 Mezclar, tapar ligeramente y mantener en el baño de hielo, por un mínimo de 3
minutos y máximo de 30.
 Colocar la gradilla de tubos en un baño a 20°C por 4 minutos
 Trasferir la gradilla con los tubos a un baño con termostato a 80°C y mantenerlos
durante 10 minutos exactos.
 Enfriar en baño de hielo por 1.5 minutos
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 El cromóforo que se forma es muy inestable entonces tienes a partir de este
momento 15 minutos para dejar la muestra 2 minutos a temperatura ambiente y
leer en el espectro a 555 nm. Se debe evitar el contacto directo de la luz con el
cromóforo.
 Convierta los datos de absorbancia a concentración a partir de la curva de
calibración
 La concentración se calcula con la curva de calibración de fructosa y el resultado se
multiplica por 1.087 para obtener la concentración correspondiente a 3,6
anhidrogalactosa.
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7.4. Registro de datos
 Curva de calibración
Absorbancia
Conc (y).
a
b
µg/ml
Prom
0
A partir de estos datos calcule la Regresión
lineal:
4.32
8.64
Conc (y) 0 m[Abs(x)]+b
12.96
17.28
m=
b=
X2 =
21.6
25.92
Presente en resultados; la tabla de promedios y
los
30.24
Datos de concentración, de la curva de
calibración
34.56

 Reacción Muestra Problema
Muestr
Absorbancia
*Cx
a
a
b
Prom mg/ml
Gel
Gra
*Cx= Concentración calculada en base a
la curva de calibración
Presente los Resultados una gráfica de
Barras con los valores de porcentaje
de 3,6 AG de cada muestra
CarrN
CarrA
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7.5. Referencias para consulta
Craigie, J.S. y C. Leigh. 1984. Carrageenans and agars. En: Handbook of phycological
methods; physiological and biochemical methods. Hellebust, J.A. and J.S. Craigie (Eds).
Cambridge University Press. 110-131.
Craigie, J.S. y Z.C. Wen. 1984. Effect of temperature and tissue age on gel strength and
composition of agar from Gracilaria tikvahiae (Rhodophyceae), Can. J. Bot. 62:1665-1670
Kojima, Y. y K. Funaki. 1951. Studies on the preparation of agar-agar from Gracilaria
confervoides (part 2) Bull. Jap. Soc. Sci.Fish. 16:405-410.
Myslabodski, D.E. 1990. Red-algae galactants: Isolation and recovery procedures – effects
on the structure and rheology. Ph D. Thesis. University on Trondheim, NTH. Norway. 225
pp.
Painter, T. J. Algal polysaccharides. In: ASPINALL, G. O. (Ed.). The polysaccharides. New
York: Academic Press, 1983. p. 195-285.
Rees, D.A. 1961a. Enzymic desulphation of porphyran. Biochem. J. 80:449-453.
Yaphe,E, W., 1984. Chemistry of agars and carrageenans. Hydrobiologia, 116/117, 171-186
Yaphe, W. & G. P. Arsenault, 1965. Improved resorcinol reagent for the determination of
fructose and 3,6- anhidrogalactose in polysaccharides. Analyt. Biochem. 13: 143-148.
.
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Práctica 8: Viscosidad de los alginatos, propiedades gelificantes y
la Influencia de la concentración y el efecto de contra-ion.
8.1. Introducción
El estado físico y las propiedades de las soluciones de alginatos, ya sea como geles o como
soluciones viscosas, son un reflejo del ambiente iónico que lo rodea y de su concentración.
El alginato al ser polianiónico tiene la capacidad de interactuar con diversos cationes;
forma soluciones viscosas con cationes monovalentes, como el Na y K, mientras que los
iones divalentes, Ca, Ba, Sr, inducen la formación de un gel.
Algunos cationes, di o tri valentes, enlazan selectivamente al alginato é inducen la
formación de geles ionotrópicos. Estos iones son predominantemente bivalentes (Ca++,
Ba++, Sr++). Para formar gel los alginatos necesitan contener niveles adecuados de
monómeros de guluronato y que una cierta proporción de estos monómeros ocurran en
bloques homogéneos. Las regiones de monómeros de guluronato en una molécula de
alginato pueden unirse a una región similar en otra molécula por medio del calcio u otro
catión multivalente. Los cationes bivalentes, como el Ca, embonan dentro de las
estructuras de guluronato como huevos en una caja de huevos. Esto agrupa los polímeros
de alginato por formación de zonas de enlace, dando lugar a la gelificación de la solución
(*)*. Desde un punto de vista químico, la formación de un gel de alginato de calcio
proviene de un intercambio iónico porque este desplaza el sodio u otro catión
monovalente.
Un gel de alginato se puede considerar de naturaleza; parcialmente en estado
sólido y parcialmente en un estado líquido. Las zonas de enlace representan la parte
sólida, después de la gelificación, las moléculas de agua son, físicamente, embebidas por la
matriz de alginato, pero aun pueden migrar. Esto es de gran importancia en varias
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aplicaciones, por ejemplo en geles para inmovilizar células o para encapsulación. La
capacidad de retención de agua por el gel se debe a fuerzas capilares.
*Alta turbidez y bajo modulo de rigidez son características de alginatos ricos en unidades M
(polimanuronatos). El polimanuronato de calcio se puede describir mejor como una
voluminosa pasta de grumos más que un gel. Mientras que los poliguluronatos se
caracterizan por su resistencia y trasparencia de gel.
Es también posible hacer un gel de alginato sin la incorporación de calcio u otros cationes
entrelazados. Al acidificar una solución de alginato se forma un gel de ácido algínico.
Este evento se desarrolla cuando el polianión de alginato pierde sus cargas a bajos pH´s
-cuando los grupos carboxilos de los ácidos urónicos se protonan- Esto atrae las cadenas
adyacentes de alginato y favorece la formación de enlaces de bloques G. aquí de nuevo son
los bloques G los que contribuyen a la fuerza de gel por el desarrollo de zonas de enlace
con los bloques rígidos G alineados y ensamblados unos a otros por medio de enlaces de
puentes de hidrógeno.
Los geles de alginato son termo-estables. La fuerza de gel es generalmente independiente
de la longitud de cadena molecular, siempre y cuando la cadena exceda cierta longitud
crítica (el grado de polimerización deberá exceder las 200 unidades para alcanzar una
fuerza de gel óptima).
8.1.2. La viscosidad es la fuerza que opone un líquido al fluir en relación con el esfuerzo
que se le aplica para lograr el flujo. La viscosidad de las soluciones de alginatos depende
de la concentración, de la extensión de la molécula y de su flexibilidad. La viscosidad se
incremente conforme aumenta la concentración. A mayor peso molecular mayor
viscosidad. Los pesos moleculares de los alginatos comerciales varían de 20,000 a 600,000
lo cual corresponde aproximadamente a un grado de polimerización de entre 100 y 3,000.
Con relación a esto se observa que cuando se adicionan pequeñas cantidades de Ca, a las
soluciones, estas exhiben un incremento en su viscosidad debida a que los átomos de Ca
producen una unión entre las cadenas y aparentemente aumenta la longitud de los
segmentos y por ende la viscosidad. En las regiones de los bloques G Las moléculas
disueltas no son completamente flexibles; la rotación de los enlaces glicosídicos se reduce
ligeramente, dando lugar a un reforzamiento de la molécula. Las soluciones de
macromoléculas rígidas son altamente viscosas. En las soluciones de alginato, cuando se
incremente el esfuerzo de flujo este causa un acomodo de las cadenas poliméricas y da
como resultado una disminución de la viscosidad conforme este esfuerzo se incrementa.
Una de las principales formas de comparar la calidad y el potencial de aplicaciones en
alginatos, provenientes de diferentes fuentes algales, es mediante la evaluación de la
viscosidad y de las propiedades gelificantes.
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Todos los polímeros, incrementan la viscosidad del solvente en el que se encuentran
disueltos; éste incremento permite por métodos convenientes, determinar el peso
molecular del polímero. Dado que el método de la viscosidad no está basado en rigurosas
leyes físicas, este debe ser calibrado por estándares de peso molecular conocido, con una
distribución del peso molecular apropiada.
Para un sistema polímero-solvente dado a una temperatura fija, es posible determinar un
peso molecular promedio para el polímero, el tamaño del enrollado o Radio de giro y el
exponente de la ecuación de Mark-Houwink, que contiene información acerca de las
interacciones Polímero-Solvente.
El viscosímetro capilar, es el instrumento apropiado para medir la viscosidad de soluciones
diluidas de un polímero.
En el viscosímetro, la solución es liberada dentro de un capilar en el cual se registra el
tiempo (t) que el menisco de la solución viaja una distancia (d) o tiempo de flujo, el cual
se mide para varias concentraciones de la solución del polímero, así como para el solvente
sin polímero.
De la siguiente relación se
obtiene la Viscosidad Viscosidad específica:
Puede definirse como el
relativa ( rel)
incremento fraccional de
la viscosidad causada
rel = t / to
por la presencia de el
Donde: t = Tiempo de
polímero disuelto en el
flujo de la solución
solvente.
To = Tiempo de flujo del
solvente.
sp =

Con la viscosidad relativa,
se pueden obtener todas
las otras viscosidades de
la solución.
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[t - to] / to
sp =
rel
–1
Con la viscosidad
específica y la
concentración (c) de la
solución, se obtiene la
viscosidad reducida (
red).
Viscosidad reducida (
red).
sp
/c=
red
La viscosidad reducida
cambia en función de la
concentración, entonces
graficando la viscosidad
reducida respecto a la
concentración
obtenemos la siguiente
gráfica:
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η red = k’[η]2c + [η ]
Donde la intersección con el eje Y obtenemos la viscosidad intrinseca [η], la cual está
relacionada a la pendiente k’[η ]2. La viscosidad intrínseca es la cantidad que relaciona la
viscosidad al peso molecular y las diferencias estructurales intrínsecas de las moléculas
de soluto que son importantes para determinar el peso molecular.
Sin embargo hay otra manera de calcular la viscosidad intrínseca. Este método implica el
cálculo de la Viscosidad inherente (η inh) a partir de la viscosidad relativa.
ln η rel / c = η
inh
También la viscosidad inherente cambia en función de la concentración, entonces
graficando la Viscosidad inherente respecto a la concentración obtenemos la siguiente
gráfica:
De Nuevo la Viscosidad intrínseca [η], es la intercepción con el eje-y pero con pendiente
diferente k"[ η ]2 donde
η inh = k"[ η ]2c + [n]
Ahora se obtuvo la Viscosidad intrínseca con 2 métodos diferentes; es un procedimiento
normal hacer el cálculo empleando ambos métodos; si el resultado con ambos métodos se
asemeja entonces las medidas que se realizaron, son correctas. Colocando ambos
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resultados en la misma gráfica, ambas deben interceptar en el mismo punto indicando el
valor de la Viscosidad intrínseca.
Una tercera forma de calcular la viscosidad intrínseca es con la ecuación de Martin- Punto
Único.
Punto Unico: ln (η sp / c) = ln [n] + k1 [n] c.
Con ese dato se tiene la información necesaria para calcular el Peso Molecular mediante la
ecuación de Mark-Houwink.
[η ] = K’ Ma
Donde para alginatos tenemos que: K= 2 X 10-5 y a = 1 para NaCl 0.1
8.1.1. Objetivo
Evaluar las propiedades viscoelásticas de los geles de alginato preparados en soluciones
que contienen diferentes cationes y diferentes concentraciones de alginato.
8.1.2. Objetivos didácticos
 Explicar el mecanismo de gelificación de las moléculas de alginato y efecto del medio
ambiente iónico sobre esta propiedad.
 Correlacionar las diferencias en las propiedades viscoelásticas de las soluciones de
alginato con respecto al origen de la materia prima.
 Determinar el peso molecular de alginatos de diferentes fuentes.
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8.2. Materiales, Reactivos y Equipo
Materiales
Equipo
1 Cepillo
1 Espátula
1 probeta de 25 mL
2 Planchas de Calentamiento y
Agitación
2 Matraces (24/40) 100 mL
Viscosímetro capilar Ubbelhode N.1
2 Magnetos medianos
Baño maría
2 Refrigerantes chicos (24/40)
2 Pipetas serológicas de 1 mL
2 Pipetas serológicas de 20 mL
6 Vasos de pp de 50 ml
2 Vaso de pp de 250 ml
12 Cilindros de plástico (1cm h)
Reactivos (por equipo)
Jabón (cbp)
CaCl2 0.2 M
250 mL
NaCl 0.2 M
250 mL
HCl 0.2 M
250 mL
MgCl2 0.2 M
250 mL
Alginato de sodio 2gr
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8.3. Método
8.3.1. Viscosidad relativa
1.- De los alginatos que obtuvo usted en practicas anteriores
prepare 25 mL de una solución al 0.5 % (Solución A).
2.- Prepare una solución stock de Cloruro de Sodio 0.2 M
100 mL (Solución B).
3.- Con la Solución B prepare 100 mL de NaCl 0.1M
(Solución C). Mida el t0 en el viscosímetro capilar.
4.- Para preparar la primer solución de trabajo, mezcle 20
mL de Sol A con 20 mL de Solución B. Características:
Alginato 0.25% en NaCl 0.1M (1) mida el tiempo ts en el
viscosímetro capilar.
5.- A partir de la solución 1 y 3 prepare diferentes
diluciones de alginato conservando constante la
concentración de NaCl.
6.- Con los datos obtenidos calcule Viscosidad relativa (η rel),
Viscosidad específica (η sp ) y la viscosidad intrínseca [η]
empleando las formulas respectivas.
7.- Calcule el peso molecular de su alginato.
8.3.2.Propiedades gelificantes
 Prepare, anticipadamente, soluciones al 4% de alginato de diferente origen algal.
 Prepare con cada solución al 4% una solución adicional al 2% (dilución 1:20).
 Enjuague los tubos de diálisis en agua destilada por lo menos 10 minutos, corte un
pedazo y únalo, por medio de un “O-ring” al extremo de un cilindro de plástico.
 Llene el cilindro con la solución de alginato y cierre l otro extremo, evite atrapar
burbujas.
 Deje reposar el cilindro inmerso en las soluciones de prueba por una hora y media.
 Retire los cilindros de las soluciones y evalué las propiedades viscoelásticas de cada
tratamiento.
 Hierva, 5 minutos, tracitos de los geles y describa cual es la diferencia entre los geles
de alginato y los de carragenano/agar.
Soluciones de prueba; CaCl2 0.2 M, NaCl 0.2 M, HCl 0.2 M y MgCl2 0.2 M.
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8.4. Registro de datos
Viscosidad
Tabla de Resultados:
Tiempo
Conc en seg.
0
Alg 1
Alg 2
Alg 3
Alg 4
r
sp
ln
( sp /C
rel
ln rel/C
Huggins
Kraemer
[2( sp ln rel)]
**0.5/C
Punto Unico
Con los datos obtenidos en el viscosímetro determine la viscosidad intrínseca en forma
gráfica.
Con la viscosidad intrínseca encontrada, calcule el peso molecular de su alginato.
Propiedades Gelificantes relativas
Muestra
Ca++
H+
Na+
Mg++
Describa lo sucedido después de someter a calentamiento el gel de alginato y que diferencia
observa con respecto a los geles de agar y carragenano:
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8.5. Referencias para consulta
Ferry, J. D. (1980) Viscoelastic Properties of Polymers, 3rd ed. (JohnWiley & Sons, New
York) or Sperling, L. H. (1986) Physical Polymer Science. (John Wiley & Sons, New York)
Haug, A. 1964. Composition and properties of alginates. Norwegian Institute of Seaweed
Research. Report 30. 123 pp.
Martisen, A., Skjak-Braek,G. & O. Smidsord. 1987. Alginate as immobilization material: I
Correlation between chemical and physical properties of alginate gel beads.
Biotechnology and Bioengineering. 33:79.
Smidsrod, O. 1973. Molecular basis from some physical properties of alignates in solution.
Farr. Disc. Chem. Soc. 57:263.
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Práctica 9: Aglutinación de células sanguíneas por Lecitinas y Polifenoles
de algas marinas.
9.1. Introducción
Las Lecitinas son proteínas o glicoproteínas, no relacionadas con el sistema
inmunológico, que aglutinan células y/o precipitan carbohidratos complejos. El efecto
aglutinante de estas moléculas, altamente específicas, es reversible y puede ser fácilmente
inhibido por la presencia de monosacáridos libres, aunque en algunos casos se requieren
di, tri y en ocasiones polisacáridos. Los polifenoles, son moléculas, que entre otras
propiedades, tienen la capacidad de aglutinar células sanguíneas mediante la formación
de complejos irreversibles.
Las lecitinas se extraen de una amplia variedad de fuentes, dentro de las que se
incluyen; algas, semillas, raíces, cortezas, hongos, bacterias, esponjas, moluscos, huevos
de peces, fluidos corporales de invertebrados y de vertebrados menores y hasta de
membranas celulares de mamíferos. La verdadera naturaleza del papel fisiológico de las
lecitinas permanece, aun desconocida. Sin embargo, estas moléculas han demostrado ser
muy valiosas en una amplia gama de aplicaciones in vitro como por ejemplo en:
1.
2.
3.
4.
5.
Tipos de sangre y estudios de poliaglutinación de eritrocitos
Estimulación mitogénica de linfocitos
Estudios de subpoblación de linfocitos
Fraccionación de células y otras partículas
Estudios histoquímicos de condiciones normales y patológicas
Actualmente encuentran aplicación las lecitinas de origen algal que se extraen de la alga
verde Codium fragile, subespecie tometosoide y de la alga roja Ptilota plumosa. La
primera exhibe afinidad hacia los glóbulos rojos del grupo A y tiene un costo aproximado
de 41.2 dlls por miligramo, mientras que la de la segunda es muy específica al grupo
sanguíneo B, el costo aproximado es de 23 dlls por miligramo (Roger & Blunden, 1980;
Sigma, 1998).
Los polifenoles, también conocidos como taninos, se encuentran en diversos tejidos
vegetales. Su principal aplicación ha estado, tradicionalmente, en el curtido de pieles. Son
polímeros de floroglucinol y poseen pesos moleculares entre 500 y 3000. Además, de
presentar las reacciones fenolicas comunes, presentan propiedades muy especiales como
la habilidad de precipitar alcaloides, gelatinas y otras proteínas, mediante la formación de
complejos irreversibles. Diversas pruebas in vitro han exhibido la amplia variedad de
propiedades biológicas y de actividad farmacológica de los polifenoles, entre muchas
destacan (Haslam, 1996):
 Actividad bactericida
 Actividad antihelmíntica
 Inhibición de la replicación viral de inmunodeficiencia humana (HIV)
 Actividad antitumoral
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 Inhibición de la glucosil tranferasa de Streptococcus mutans (caries dental)
 Inhibición de enzimas
 Aglutinación de células
En todo el mundo, se han hecho notables estudios relacionados con la actividad biológica y
farmacológica de moléculas de origen algal. Es importante evaluar la presencia y
propiedades de las moléculas “activas” provenientes de algas marinas, de nuestras costas,
con el fin de desarrollar productos de importancia comercial. Que permitan una
explotación sustentable de este recurso natural.
9.1.1. Objetivo
Analizar el efecto de aglutinación de células, de diferentes tipos sanguíneos, provocado por
Lecitinas y Polifenoles de algas marinas.
9.1.2. Objetivos didácticos
 Desarrollar ensayos con moléculas biológicamente activas
 Evaluar la actividad aglutinante y la especificidad de este tipo de moléculas
9.3. Materiales, Reactivos y Equipo
Materiales
Equipo
2 Vasos de pp de 50 mL
Homogenizador
1 Pipeta automática de 200 µL
Plancha de Cal y A
3 Camisas de centrífuga (15 mL)
1 Columpio de centrífuga (15 mL)
Equipo en laboratorio
1 Pipeta Pasteur
Centrífuga
1 Pipeta graduada de 1 mL
Balanza
1 Pipeta graduada de 5 mL
1 Equipo soxhlet (250 mL)
Reactivos
1 Soporte universal
Etanol
2 Mangueras
Bufer Salino : Fosfatos pH 7
1 Pinza para soporte
En NaCl 0.9%
6 Tubos de ensayo 10*100
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1 Gradilla
9.4. Métodos
Colecta de algas
 Colectar Codium fragile y Sargassum sp.
 Trasportar las muestras al laboratorio en contenedores refrigerados
Extracto de Lecitina
 Homogenizar 100 gr de Codium fragile en 400 ml de bufer salino
 Centrifugar la mezcla y separar el sobrenadante claro
Extracto de Polifenoles
 Introducir 100 gr de Sargassum sp. (fresca) en un cartucho de extracción
 Armar equipo soxhlet y someter a reflujo con metanol al 85% (aprox 125 ml),
durante 6 horas
 Evaporar el metanol casi a sequedad y diluir el extracto con 10 ml de bufer salino
Prueba de Hemaglutinación
 Preparar una suspensión al 4%, en bufer salino, de eritrocitos de diferentes tipos
sanguíneos
 Preparar dos series de tubos (Lecitina y Polifenoles) y trasferir 5 ml de cada
suspensión a su7 tubo de ensayo correspondiente
 Agregar a cada tubo 600 µl de extracto, según la serie; Lecitinas y/o Polifenoles.
 El tubo en el que sea muy evidente la precipitación de eritrocitos, se registra como
prueba positiva.
 Observe si existe especificidad en la aglutinación de eritrocitos de distintos grupos
9.5. Registro de Datos
Grupo Sanguíneo
Extracto
Lecitinas
Polifenoles
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9.6. Referencias para consulta
Blunden,G. 1993. Marine algae as sources
Interdisciplinary Science Reviews. 18(1):73-80.
of biologically
active compounds.
Geiselman, J.A. O.J. McConell. 1981. Polyphenols in brown algae Fucus vesiculosus and
Ascophyllum nodosum: Chemical defenses against the marine herbivorous snail, Littorina
littorea. Journal of Chemical Ecology. 7(6):1115-1133.
Haslam, E. 1996. Natural polyphenols (Vegetable tannins) as drugs: Possible modes of
action. Journal of Natural Products. 59:205-215.
Hori, K.; Miyazawa, K.; Ito, K. Some common properties of
algae.Hydrobiologia. 1990, 204/205, 561-566.
lectins from marine
Rofers, D.J. G. Blunden. 1980. Structural properties of the Anti-B Lecitin from the red alga
Pilota plumosa (Huds.) C. Ag. Botanica Marina. Vol.XXIII. pp.459-462.
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Práctica 10: Aplicaciones
Esta hoja está esperando a que la llenes
ejemplo:
Elaboración de perlas de alginato como intercambiador iónico.
Se sabe que los metales son esenciales para todos los seres vivos, sin embargo, cuando la
concentración excede ciertos límites, pueden volverse tóxicos y peligrosos. Por esta razón
se han ido implementando distintos métodos para remover tóxicos de ambientes o medios
contaminados. La bio-absorción ha aplicado a este proceso y se refiere a la forma pasiva o
no metebólica mediante la unión iónica a los grupos funcionales de la biomasa (Davis et al,
2003).
En este estudio buscamos encontrar la capacidad que tiene el alginato de dos
distintas especies en forma de pequeñas cápsulas de gel, de unirse o remover los cationes
de Ca presentes en el medio; suponiendo que aquel presenta una mayor afinidad por los
metales antes mencionados.
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Anexos
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Anexos
RECOMENDACIONES GENERALES PARA EL TRABAJO DE LABORATORIO.
TU ACTITUD
Ocasionalmente los alumnos consideran que su trabajo consiste en seguir una receta de
cocina y que llenar una hoja de resultados. Si esta es tu actitud, entonces pregúntate a ti
mismo, “¿Estoy adquiriendo los conocimientos y habilidades que apoyen a mi formación y
desarrollo en futuro?”.
Regularmente durante el desarrollo de la práctica, tu instructor te preguntará “¿En qué
paso vas?”, Si tú tienes que buscar la respuesta en el manual, quiere decir que no estás
haciendo, completamente, bien tu trabajo.
Procura llegar a tiempo, tú puedes ahorrar un valioso tiempo de laboratorio si estudias la
práctica y si preparas tu material antes de llegar al laboratorio.
El trabajo en equipo requiere cooperación y organización, se tomará en cuenta tu
participación. No supervises el trabajo de los demás para que tú no hagas nada. No
rompas la continuidad del trabajo, si requieres salir del laboratorio por alguna razón
procura esperar cuando el proceso de trabajo lo permita o no tardes mucho si tus
compañeros requieren de tu colaboración.
Aunque, en algunas ocasiones es posible predecir, por los antecedentes, el resultado de
nuestro trabajo en laboratorio. No consideres que un resultado, es incorrecto, solo por el
hecho de contradecir esta expectativa, trabaja cuidadosamente y si tus resultados difieren
de los antecedentes, repite el experimento o trata de tomar en cuenta que factores
influyeron en tu “contradictoria” observación. En cualquier evento, cultiva la originalidad
y la autoestima en tu trabajo. Tu instructor aceptara con gusto tus resultados y discusión,
en el entendido que desarrollaste los experimentos como se indica en el manual y que tus
resultados se basan en tu propia observación.
COMPORTAMIENTO EN EL LABORATORIO
La conducta en el laboratorio es más informal que en el salón de clases. Sin embargo,
chiflar, gritar o cantar (mal), no está permitido.
No fastidies a tu vecino por información. Si no puedes obtener las respuestas de tus
observaciones, consulta a tu instructor.
No tires sólidos en la tarja.
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Los sólidos y líquidos que se derramen en cualquier lugar del laboratorio deben de
limpiarse inmediatamente.
Normas Generales de Seguridad e Higiene
1.
El uso de bata es obligatorio.
2.
Antes de empezar el trabajo en el laboratorio tienes que familiarizarte con los
elementos de seguridad disponibles.
3.
Es necesario localizar las salidas principales y de emergencia por si se diese el caso
de una evacuación por fuego o por cualquier otro incidente, así como conocer la
localización exacta de extintores, duchas de seguridad y duchas de ojos.
4.
Es obligatorio usar gafas de seguridad siempre que se esté en el laboratorio.
5.
No usar lentes de contacto en el laboratorio, ya que en caso de accidente las
salpicaduras de productos químicos o sus vapores pueden pasar detrás de las lentes
y provocar lesiones en los ojos antes de poder retirar las lentes. En estos casos es
recomendable el uso de gafas graduadas o de gafas de seguridad cerradas.
6.
Sí un producto químico te salpica los ojos, utiliza inmediatamente una ducha de ojos
y lava completamente el ojo afectado durante 15 minutos sin interrupción. Actúa
siempre con urgencia, en menos de 10 segundos. No dirijas una corriente de alta
presión de agua de un grifo directamente al ojo porque podrías lesionarlo. Informa
al encargado del laboratorio de lo que ha sucedido y si es necesario pide asistencia
médica.
7.
El uso de bata (preferentemente de algodón) es obligatorio, ya que por mucho
cuidado que se tenga al trabajar, las salpicaduras de productos químicos son
inevitables.
8.
Así mismo se recomienda llevar zapatos cerrados y no sandalias.
9.
No comer ni beber en el laboratorio, ya que hay la posibilidad de que los alimentos o
bebidas se hayan contaminado con productos químicos.
10.
Los recipientes del laboratorio nunca deben utilizarse para el consumo y
conservación de alimentos y bebidas; tampoco las neveras u otras instalaciones
destinadas al empleo en los laboratorios.
11.
Lavarse siempre las manos después de hacer cualquier análisis y antes de salir del
laboratorio.
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Anexos
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12.
Procure quitarse la bata hasta que salga del laboratorio.
13.
Está prohibido fumar en el laboratorio por razones higiénicas y de seguridad.
14.
No inhales, pruebes o huelas productos químicos si no estás debidamente
informado.
15.
Cerrar herméticamente los frascos de productos químicos después de utilizarlos.
16.
Para pipetear los líquidos utilice siempre una bombilla pipeteadora, no absorber
directamente con la boca.
17.
Cuando caliente tubos de ensaye hágalo siempre en la parte superior del líquido y
con agitación suave, nunca por el fondo del tubo, y debe estar inclinado y no apuntar
hacia ninguna persona.
18.
No deben transportarse innecesariamente los reactivos de un sitio para otro del
laboratorio. Sí tuviese que hacerlo, tenga cuidado con las botellas, las cuales deben
ser siempre transportadas cogiéndolas por el fondo, nunca por la boca de la botella.
19.
El área de trabajo tiene que mantenerse siempre limpia y ordenada, sin libros,
abrigos, bolsas, productos químicos vertidos.
20.
La conducta en el laboratorio debe ser seria, sin bromas, sin correr, jugar, empujar,
gritar, etc.
21.
No se puede hacer ningún experimento no autorizado.
22.
No utilices nunca un equipo o aparato sin conocer perfectamente su
funcionamiento.
23.
No utilices material de cristal en mal estado ya que aumenta el riesgo de accidentes.
24.
El material y los aparatos utilizados tienen que dejarse siempre limpios y en
perfecto estado de uso.
25.
Todos los productos químicos tienen que ser manejados con mucho cuidado de
acuerdo con las Hojas de Seguridad de cada una de las sustancias.
26.
No inhales los vapores de productos químicos y trabaja siempre en vitrinas
extractoras, especialmente cuando manipules productos tóxicos, irritantes,
corrosivos o lacrimógenos.
27.
Antes de dejar el laboratorio asegúrate que: (1) tu material y equipo está completo y
en buen estado, (2) tu área de trabajo está limpia, (3) la tarja no tiene basura, (4) las
llaves de gas y agua están cerradas, (5) los frascos de reactivos preparados y los
desechos están bien cerrados y que los regresarás al almacén.
Dr. Enrique Hernández Garibay
Facultad de Ciencias Marinas de la UABC
Manual de Prácticas de Laboratorio de Fitoquímica Marina
Anexos
Página 87
Medidas Generales en Caso de Accidente
Plan general de emergencia
 Dar la alarma.

Ponerse a salvo.

Ayudar a las personas.

Luchar contra el fuego.

Avisar al responsable del departamento.

Evacuación del edificio en caso necesario.

Avisar a ambulancias, bomberos.
Fuego en el laboratorio
 Evacuar el laboratorio, por pequeño que sea el fuego, por la salida principal o por la
salida de emergencia, sí la principal está bloqueada.

Avisar a todos los compañeros de trabajo sin que se extienda el pánico y conservando
siempre la calma.

Sí el fuego es pequeño y localizado, apagarlo utilizando un extintor adecuado, arena
cubriendo el fuego con un recipiente de tamaño adecuado que lo ahogue.

Retirar los productos químicos inflamables que estén cerca del fuego. No utilices nunca
agua para extinguir un fuego provocado por la inflamación de un disolvente.

Para fuegos grandes aislar el fuego, utilizar los extintores adecuados, sí el fuego no se
puede controlar rápidamente accionar la alarma de fuego, avisar al servicio de extinción
de incendios y evacuar el edificio.
Fuego en el cuerpo
 Sí se te incendia la ropa, pide inmediatamente ayuda.

Estírate en el suelo y rueda sobre ti mismo para apagar las llamas.

No corras ni intentes llegar a la ducha de seguridad si no es que está muy cerca de ti.

Es tu responsabilidad ayudar a alguien que se está quemando, cúbrele con una manta
antifuego, condúcele hasta la ducha de seguridad, si está cerca, hazle rodar por el suelo,
no utilices nunca un extintor sobre una persona.
Dr. Enrique Hernández Garibay
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Anexos

Página 88
Una vez apagado el fuego, mantén a la persona tendida, procurando que no coja frío y
proporciónale asistencia médica.
Quemaduras
 Las pequeñas quemaduras producidas por material caliente, baños, placas, etc., se
tratarán lavando la zona afectada con agua fría durante 10-15 minutos.

Las quemaduras más graves requieren atención médica inmediata.

No utilices cremas y pomadas grasas en las quemaduras graves.
Cortes
 Los cortes producidos por la rotura de material de cristal son un riesgo común en el
laboratorio.

Las cortadas se tienen que lavar bien, con abundante agua corriente, durante 10
minutos como mínimo.

Sí la cortada es pequeña y deja de sangrar en poco tiempo, lávala con agua y jabón y
tápala con una venda.

Sí la cortada es grande y no deja de sangrar, requiere de asistencia médica inmediata.
Derrame de productos químicos sobre la piel
 Los productos químicos que se hayan vertido sobre la piel han de ser lavados
inmediatamente con agua corriente abundantemente, como mínimo durante 15
minutos.

Las duchas de seguridad instaladas en los laboratorios serán utilizadas en aquellos
casos en que la zona afectada del cuerpo sea grande y no sea suficiente el lavado en una
pila.

Es necesario sacar toda la ropa contaminada de la persona afectada lo antes posible
mientras esté bajo la ducha.

Recuerda que la rapidez en el lavado es muy importante para reducir la gravedad y la
extensión de la herida.

Proporcionar asistencia médica a la persona afectada.
Corrosiones en la piel por ácidos y álcalis
 Cuando ocurre una corrosión por ácidos, corta lo más rápidamente posible la ropa, lave
con agua abundantemente la zona afectada, neutralice la acidez con bicarbonato de
Dr. Enrique Hernández Garibay
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Manual de Prácticas de Laboratorio de Fitoquímica Marina
Anexos
Página 89
sodio durante 15-20 minutos, sacar el exceso de pasta formada, seca y cubra la parte
afectada con linimento óleo-calcáreo o parecido.

Cuando se produce una corrosión por álcalis, lave la zona afectada abundantemente con
agua corriente y aclárala con una disolución de ácido acético al 1%, seca y cubre la zona
afectada con una pomada de ácido tánico.
Corrosiones en los ojos
 En este caso el tiempo es esencial (menos de 10 segundos), cuanto antes se lave el ojo,
menos grave será el daño producido.

Lava los dos ojos con agua corriente abundantemente durante 15 minutos como
mínimo en una ducha de ojos, y, si no hay, con un frasco de lavar los ojos.

Es necesario mantener los ojos abiertos con la ayuda de los dedos para facilitar el
lavado debajo de los párpados.

Es necesario recibir asistencia médica, por pequeña que parezca la lesión.
Ingestión de productos químicos
 Antes de cualquier actuación pide asistencia médica.

Sí el paciente está inconsciente, ponerlo en posición lateral de seguridad, con la cabeza
de lado, y estirarle la lengua hacia fuera.
Dr. Enrique Hernández Garibay
Facultad de Ciencias Marinas de la UABC
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