Tecnicas quirurgicas - Udabol Virtual

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS
RED NACIONAL UNIVERSITARIA
UNIDAD ACADÉMICA DE SANTA CRUZ
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS
Veterinaria y Zootecnia
SÉPTIMO SEMESTRE
SYLLABUS DE LA ASIGNATURA DE
TÉCNICAS QUIRÚRGICAS
Elaborado por: Dr. Gina Jiménez Cuellar
Gestión Académica I/2013
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UDABOL
UNIVERSIDAD DE AQUINO BOLIVIA
Acreditada como PLENA mediante R.M. 288/01
VISIÓN DE LA UNIVERSIDAD
Ser la universidad líder en calidad educativa.
MISIÓN DE LA UNIVERSIDAD
Desarrollar la Educación superior universitaria con calidad
y competitividad al servicio de la sociedad
Estimado(a) estudiante:
El Syllabus que ponemos en tus manos es el fruto del trabajo intelectual de tus docentes, quienes han
puesto sus mejores empeños en la planificación de los procesos de enseñanza para brindarte una
educación de la más alta calidad. Este documento te servirá de guía para que organices mejor tus
procesos de aprendizaje y los hagas mucho más productivos.
Esperamos que sepas apreciarlo y cuidarlo.
Aprobado por:
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Fecha: Febrero de 2013
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SYLLABUS
Asignatura:
Técnicas Quirúrgicas
Código:
VET-701
Requisito:
VET-601
Carga Horaria:
100
Horas Teóricas:
40
Horas Prácticas:
Créditos:
60
5
I. OBJETIVOS GENERALES DE LA ASIGNATURA.




Aplicar los diferentes métodos de asepsia y antisepsia en todos los actos quirúrgicos.
Poner en práctica los diferentes métodos de anestesia de acuerdo a las diferentes especies animales
domésticas, manejar el funcionamiento teórico de los genes.
Conocer, discernir y aplicar las técnicas operativas básicas para resolver los problemas quirúrgicos
que se presenta.
Actuar en su vida profesional con un criterio y disciplina quirúrgica sólida.
II. PROGRAMA ANALÍTICO DE LA ASIGNATURA.
UNIDAD I: INTRODUCCIÓN A CIRUGÍA GENERAL.
1.1. Introducción.
1.1.1. Objetivos de la asignatura.
1.1.2. Preparación del personal quirúrgico.
1.1.3. Preparación y manejo del paciente quirúrgico.
1.2. Instrumental de Cirugía General.
1.2.1. Manipulación tejidos.
1.3. Inyecciones.
1.3.1. Pautas de aplicación.
1.3.2. Jeringas, agujas.
1.3.3. Vías de administración.
1.4. Tejidos; manipulación.
1.4.1. Disección, hemostasia, drenajes.
1.5. Suturas: Generalidades e indicaciones.
1.5.1. Instrumental.
1.5.2. Diferentes materiales de sutura.
1.6. Suturas: Técnicas, indicaciones y tipos de suturas.
UNIDAD II: ASEPSIA.
2.1. Introducción. Historia. Conceptos.
2.2. Esterilización.
2.2.1. Esterilización de soluciones.
2.2.2. Esterilización por aire caliente.
2.2.3. Esterilización por sustancias químicas.
2.3. Antisepsia.
2.3.1. Preparación del cirujano, ayudante e instrumentista para el acto quirúrgico.
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2.3.2. Antisepsia de la región operatoria.
2.3.3. Colocación de la ropa estéril.
UNIDAD III: ANESTESIOLOGÍA.
3.1. Introducción. Historia. Conceptos.
3.2. Equipo Quirúrgico.
3.2.1. Deberes del personal que conforma el equipo quirúrgico.
3.3. Fases clínicas de la anestesia.
3.3.1. Evaluación preanestésica.
3.3.2. Clasificación de riesgo anestésico.
3.4. Premedicación anestésica.
3.4.2. Sedantes: agonistas alfa-2 adrenérgicos, Fenotiacinas y benzodiacepinas
3.5. Premedicación anestésica.
3.5.1. Analgésicos. El dolor perioperatorio.
3.6. Inducción y mantenimiento.
3.6.1. Anestésicos inyectables: barbitúricos, fenoles, disociativos
3.7. Anestesia local.
3.7.1. Indicaciones y técnicas.
3.9. Monitorización anestésica.
3.9.1. Cardiovascular, respiratoria, temperatura
3.10. Instrumental Quirúrgico.
3.10.1. Material de campo.
3.10.2. Material de diéresis.
3.10.3. Material de hemostasia.
3.10.4. Material de síntesis o suturas.
UNIDAD IV: PATOLOGÍA QUIRÚRGICA.
4.1. Breve introducción histórica.
4.1.1. Patología quirúrgica y cirugía: concepto y definición.
4.1.2. Terminología y clasificación de las intervenciones.
4.1.3. Método, procedimiento y tiempo operatorio.
4.1.4. Indicaciones y contraindicaciones operatorias.
4.2. Preparación previa a las intervenciones quirúrgicas.
4.2.1. Concepto y definición de: asepsia, antisepsia y desinfección.
4.2.2. Preparación del material e instrumental quirúrgico: asepsia.
4.2.3. Métodos de esterilización.
4.2.4. Preparación del paciente quirúrgico.
4.2.5. Preparación del campo quirúrgico.
4.2.6. Preparación del personal quirúrgico: antisepsia.
4.2.7. Limpieza e higiene de los recintos quirúrgicos: desinfección.
4.3. Abordajes quirúrgicos.
4.3.1. Técnicas generales.
4.4. Hemostasia quirúrgica, concepto y definición.
4.4.1. Clasificación: hemostasia fisiológica, hemostasia quirúrgica (hemostasia preventiva y
hemostasia definitiva o curativa), hemostasia física, hemostasia medicamentosa.
4.5. Reparación tisular, técnicas generales, sutura, concepto y definición.
4.5.1. Técnica general de realización.
4.5.2. Indicaciones y contraindicaciones de las suturas.
4.5.3. Instrumental y material.
4.5.4. Clasificación de las suturas.
4.5.5. Técnica general de sutura en piel.
4.5.6. Técnica general de sutura subcutánea.
4.5.7. Técnica general de sutura en línea alba.
4.5.8. Técnica general de sutura en órganos intrabdominales.
4.6. Vendajes, concepto, materiales, complicaciones.
3.6.1. Cuidados posoperatorios: locales y generales.
4.7. Regeneración tisular cicatrización.
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3.7.1. Fases de la cicatrización.
3.7.2. Evolución clínica de la cicatrización.
3.7.3. Factores que influyen en la misma.
3.7.4. Patología de la cicatrización: cicatrices hipertróficas, queloides, cicatrices dolorosas, úlceras
cicatriciales, fístulas.
UNIDAD V: CUIDADOS PRE-TRANS Y POST-OPERATORIOS.
5.1. Cuidados Pre-Operatorios.
5.1.1. Limpieza General.
5.1.2. Normas Fisiológicas.
5.2. Cuidados durante la operación.
5.2.1. Monitorización anestésica.
5.2.2. Monitorización fisiológica.
5.3. Cuidados Post-Operatorios.
5.3.1. Locales para la recuperación.
5.3.2. Salas de Hospitalización.
5.3.3. Consideraciones quimioterapeuticas.
5.3.4. Alimentación del paciente.
UNIDAD VI: TÉCNICAS QUIRÚRGICAS ESPECIALES.
6.1. Técnicas diagnósticas y quirúrgicas básicas en abdomen.
6.1.1. Laparotomía exploratoria.
6.1.1.1. Posiciones quirúrgicas.
6.1.1.2. Tipos de incisiones.
6.2. Técnicas quirúrgicas con fines económicos o de conveniencia.
6.2.1. Orquidectomía en perros y gatos.
6.2.2. Ovariectomia en perras y gatas.
6.2.3. Ovario-histerectomía en perras y gatas.
6.3. Operaciones con fines estéticos.
6.3.1. Otectomía parcial en caninos.
6.3.2. Caudectomía parcial en caninos.
6.3.3. Amputación de dedos supernumerarios.
6.4. Tumores: cirugía general de tumores.
6.4.1. Tumores mamarios.
6.4.2. Tumor Venéreo Transmisible (TVT)
III. EVALUACIÓN DE LA ASIGNATURA

PROCESUAL O FORMATIVA
A lo largo del semestre se realizarán diferentes tipos de actividades formativas:
Las primeras serán de aula (Clínica Veterinaria), que consistirán en clases teóricas-prácticas, exposiciones,
repasos cortos, trabajos grupales, resolución de casos, Work Paper´s y Dif´s. Bajo la siguiente ponderación



Participación. 10%
Calidad del trabajo y/o contenido. 20%
Instrumentos y/o medios utilizados. 20%
La segunda actividad propia de la asignatura consistirá en las cirugías que se realizarán durante todo el
semestre. Bajo la siguiente ponderación.



Calidad del trabajo 20%
Desempeño del equipo quirúrgico 10%
Seguimiento y cuidados pre, trans y post-operatorios 20%
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La tercera actividad será de “aula abierta” que consistirán en la participación del alumnado en actividades
teórico - prácticas propias de la asignatura a realizarse fuera del recinto universitario como campañas de
vacunación y atención veterinaria y. Vinculando los contenidos de la asignatura de forma directa e indirecta
al proyecto. Bajo la siguiente ponderación.



Participación. 10%
Desempeño. 25%
Iniciativa 15%
.

DE RESULTADOS DE LOS PROCESOS DE APRENDIZAJE O SUMATIVA (examen
parcial o final)
Se realizarán dos evaluaciones parciales sobre 50 puntos cada una, teóricos (sobre 15 puntos) y prácticos
(sobre 35 puntos). El examen final consistirá en la realización de una cirugía (sobre 50 puntos).
IV.



BIBLIOGRAFÍA BÁSICA.
Alexander A.: Técnica Quirúrgica en Animales Domésticos. 6a ed. Interamericana, México, D.F,
1989.(Sin clasificar)
Frandson, R. D.: Anatomía y Fisiología de los Animales Domésticos; Ed. Interamericana. México. 5º
Edición. pp. 461. 1998. . (591.1 F85)
Getty, R. y Sisson, S. y J. D. Grossman: Anatomía de los Animales Domésticos; Ed. Salvat.
5º Edición. Tomo I., Barcelona – España 1992. pp. 1-1335.
BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA.




Miller, M. E. y Col.: Disección del perro. Ed. Interamericana – México. 3º Edición. pp. 282.
1997
Nussahag, W.: Compendio de Anatomía y Fisiología de los Animales Domésticos; Acribia, 7º
Edición. pp. 370. Zaragoza – España 1989
Núñez, Q. y SATO, A.: Guía de Disección: Animales Domésticos; Facultad Veterinaria,
Universidad Mayor de San Marcos, Lima –Perú. pp. 114. 1985.
Popesko, P.: Atlas de Anatomía Topográfica de los Animales Domésticos, Salvat, Tomo I. pp.
211. Barcelona – España 1984.
Revistas
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
American Journal of Veterinary Surgery.
Compendium on Continuing Education for the Practiting Veterinarian.
Canine Practice.
Feline Practice.
Journal American Animal Hospital Association.
Journal of Small Animal Practice. Seminars in Veterinary Medicine and Surgery.
The Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice.
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V. PLAN CALENDARIO
SEMANA
ACTIVIDADES ACADÉMICAS
OBSERVACIONES
1ra.
Avance de materia
Presentación de la
materia.
UNIDAD I: 1.1
2da.
Avance de materia
1.2 – 1.3 – 1.4 – 1.5
3ra.
Avance de materia
1.5 – 1.6
4ta.
Avance de materia
UNIDAD II: 2.1 – 2.2
5ta.
Avance de materia
2.3 –
UNIDAD III: 3.1 – 3.2
6ta.
Avance de materia
3.3 – 3.4
Primera Evaluación
7ma.
Avance de materia
3.5 -
Primera Evaluación
8va.
Avance de materia
4.6 – 4.7
9na.
Avance de materia
UNIDAD V: 5.1 – 5.2
10ma.
Avance de materia
5.3
11ra.
Avance de materia
UNIDAD VI: 6.1 -
12da.
Avance de materia
6.1
Segunda evaluación
13ra.
Avance de materia
6.2
Segunda evaluación
14ta.
Avance de materia
6.2 – 6.3
15ta.
Avance de materia
6.3
16ta.
Avance de materia
6.4
17ma.
Avance de materia
Cirugías.
18va.
Avance de materia
Cirugías.
Examen Final
19na.
Avance de materia
Cirugías.
Examen Final
20ma.
Entrega de Notas y Cierre de Gestión
Segunda Instancia
VI. WORK PAPER´S:
PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER # 1
UNIDAD O TEMA: ANESTESIOLOGÍA.
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TITULO: ANESTESIA INYECTABLE EN PERROS: SOLUCIONES, DOSIS Y
ADMINISTRACIÓN.
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
Introducción.
La anestesia inyectable es un estado de inconsciencia inducido por fármacos que son administrados por
medio de inyección. La ruta usual de inyección es la intravenosa (el enfoque de este capítulo), sin
embargo, dependiendo del medicamento, las rutas intramuscular o subcutánea son usadas algunas
veces. Las razones para la administración son muchas. Los medicamentos discutidos en este capítulo
incluyen tiopental sódico, hidrocloruro de ketamina,
etomidato y propofol.
Agentes anestésicos inyectables - razones para su administración.
� Como agente exclusivo administrado por inyección única para inducir un período corto de restricción.
Esto permite llevar a cabo procedimientos menores, generalmente no dolorosos como examen físico,
recolección de sangre y fluidos corporales, radiología y examen ultrasónico.
� Como agente único administrado por inyecciones repetidas o infusión continua para inducir un periodo
mayor de restricción. Esto facilita procedimientos más largos como TAC (tomografía axial
computarizada), IRM (imagen por resonancia magnética) o proporciona sedación profunda o
inconsciencia para pacientes de cuidados intensivos.
� Para inducir anestesia previa al mantenimiento de la anestesia con anestésicos inhalados. Este es el
uso más común de los fármacos anestésicos inyectables ya que proporciona una inducción suave y
rápida de la anestesia y facilita la intubación.
� En combinación con otros medicamentos inyectables para la inducción y mantenimiento de un estado
de anestesia general. La anestesia quirúrgica incluye inconsciencia, relajación muscular y analgesia y
esta combinación es referida como una anestesia intravenosa total (AIVT).
� Como un suplemento de la anestesia inhalada.
Agentes anestésicos inyectables - los medicamentos.
Tiopental sódico
� El principal agente anestésico inyectable desde su introducción en la anestesia veterinaria a principios
de la década de los 30.
� Otros dos barbituratos de acción ultracorta usados previamente en anestesia veterinaria, ya no están
disponibles en los Estados Unidos (tiamilal sódico) o el raramente usado (methohexital sódico).
� Un estudio reciente informó que el 31% de los veterinarios en Colorado usan tiopental en su práctica.
Indices terapéuticos.
Los márgenes terapéuticos determinan la seguridad de un medicamento. Los fármacos anestésicas con
altos índices terapéuticos tienden a ser más seguras en pacientes con enfermedades sistémicas o cuando
son administradas por personal sin experiencia. Los márgenes terapéuticos de los agentes anestésicos
inyectables han sido publicados en diferentes especies con diferentes puntos límite. En perros, el índice
terapéutico (dosis letal/dosis hipnótica, DL50/DH50) es publicado como 16 para etomidato comparado con
7 par tiopental. Un margen de seguridad amplio similar se informóeportó en ratas donde el etomidato tuvo
un índice terapéutico (dosis letal/dosis efectiva, DL50/DE50) de 26,0 comparado con 4,6 de tiopental. En
ratones, el índice terapéutico (dosis letal/dosis anestésica, DL50/DA50) está publicado como 6,9 para
tiopental y 8,5 para ketamina, mientras que en monos el índice terapéutico (DL50/DA50) fue de 16,0 para
ketamina y de 6,5 para tiamilal.
Basados en estos valores publicados, el etomidato es un medicamento anestésico muy seguro, mientras
que, dependiendo de la especie, la ketamina es o más segura o tan segura como el tiopental.
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Soluciones.
Los preparados de cada uno de los agentes anestésicos inyectables están disponibles en diferentes
formas. El tiopental es comercializado como la sal sódica en forma de polvo y es reconstituida con cloruro
de sodio al 0,9% o agua para inyección
La concentración usual para uso clínico es 2,5%. El medicamento es un ácido débil y puesto que la forma
no ionizada es poco soluble en agua, las soluciones concentradas para administración son alcalinizadas,
para que el fármaco este restringida casi completamente a la forma ionizada soluble en agua.
Hidrocloruro de ketamina.
� Uno de los agentes anestésicos inyectables más populares con un estudio reciente que informa que el
90% de los veterinarios en Colorado usa ketamina en su práctica.
� Su predecesor, la phencyclidina, ya no está disponible para el veterinario practicante.
� Un medicamento similar, la tiletamina, es comercializada con la benzodiacepina zolazepam como
Telazol.
Etomidato.
� Es un medicamento con un alto margen terapéutico, introducido en la práctica médica clínica en 1972.
� De uso esporádico en la práctica veterinaria, aunque esto se ha incrementado recientemente debido al
redescubrimiento de su perfil fisiológico beneficioso.
� No es mencionado en el estudio reciente que informa de los medicamentos anestésicos utilizados por
los veterinarios en Colorado.
Propofol.
� El más reciente de los agentes anestésicos inyectables, habiendo sido introducido dentro de la práctica
veterinaria en el Reino Unido en 1987.
� Su popularidad en la práctica veterinaria se está incrementando debido a su perfil farmacológico
altamente deseable como un agente anestésico para pacientes no internados.
� Un estudio reciente reportó que el 38% de los veterinarios en Colorado utiliza propofol en su práctica.
Contaminación bacteriana hasta por 4 semanas. Los fabricantes recomiendan descartar las porciones no
utilizadas de tiopental 24 horas después de la reconstitución, sin embargo, un trabajo reciente ha
demostrado que el tiopental permanece estable y estéril por 6 días a temperatura ambiente y más allá de
7 días (el más largo evaluado) a 3ºC. El etomidato, la ketamina y el propofol están formulados
comercialmente, cada uno en diferentes diluyentes. El etomidato es soluble en agua pero no es estable,
por eso está formulado como una solución al 0.2% en propilenglicol (35% por volumen) con un pH de 6,9 y
una osmolalidad de 4,640 mOsm/L.
La ketamina es parcialmente soluble en agua y está preparada en una solución ligeramente ácida (pH 3,5
- 5,5). Está formulada para uso veterinario como una solución al 10% en cloruro de sodio con el
preservativo, cloruro de benzetonio.
Efectos secundarios de los diluyentes.
Se ha informado sobre infecciones en pacientes relacionadas con el uso de propofol. Se cree que esto es
debido a contaminación microbial del propofol y ha resultado en sepsis que amenazan la vida e
infecciones postoperatorias de heridas limpias tanto en pacientes humanos como veterinarios [8,9]. Se
encontró que el propofol, pero no así el tiopental o el etomidato, es un excelente medio para rápido
crecimiento bacteriano. Se cree que el alto pH del tiopental inhibe el crecimiento bacteriano [11]. Debe
seguirse una técnica aséptica estricta cuando se abre y se saca propofol de las ampollas de vidrio, viales
o jeringas llenadas previamente. La refrigeración no es recomendada como mecanismo para prevenir o
retardar el crecimiento microbiano y, una vez que una ampolla es abierta, el propofol no usado debe ser
aspirado en una jeringa estéril y tapado. El propofol no usado de un vial o una jeringa, debe ser
descartado después de 6 horas.
Requerimientos de dosificación publicados.
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Se informa que para el tiopental, la DE50 para intubación en perros saludables no premedicados es 19,4
mg/kg, mientras que la DE95 es 25,9 mg/kg.
La dosis informada para inducción de anestesia con etomidato en perros saludables con y sin
premedicación varia de 0,5 a 2,2 mg/kg con la dosis media de 1,1 + 0,4 mg/kg para todos los perros [12].
La dosis media en el grupo no premedicado fue de 1,3 mg/kg, mientras que la premedicación disminuyó la
dosis media a 1,0 mg/kg.
La dosis de inducción informada y calculada para la ketamina es 10 mg/kg, en combinación con diazepam
0,5 mg/kg [24,25] o midazolam 0,5 mg/kg. Cuando la ketamina fue combinada con midazolam, la
recumbencia esternal fue asumida después de una dosis promedio de 1,5 mg/kg de ketamina y 0,08
mg/kg de midazolam, mientras la recumbencia lateral requirió una dosis promedio de 2,9 mg/kg de
ketamina y 0,15 mg/kg de midazolam.
Se encontró que la DE50 de propofol para la inducción de anestesia es de 2,2 mg/kg en perros
premedicados y 3,8 mg/kg en perros no premedicados. Después de la premedicación con 0,5 mg/kg de
acepromazina, se esperaría que una dosis de 2,6 mg/kg de propofol proporcione condiciones
satisfactorias para la intubación en el 90% de los perros, mientras que una dosis de 6,0 mg/kg se
esperaría que proporcione las mismas condiciones en perros no premedicados.
Características de la inducción.
La inducción de la anestesia con tiopental es usualmente rápida, suave y libre de excitación. La activación
del sistema nervioso central ocurre inicialmente y esto puede convertirse es una fase de excitación si se
administra insuficiente tiopental.
Las inducciones con etomidato están asociadas con una frecuencia aumentada de excitación, mioclonos
(movimientos involuntarios espontáneos del músculo, tremor o hipertono), dolor a la inyección y vómito en
perros. La frecuencia de los efectos secundarios depende de la dosis y puede ser disminuida por
medicación preanestésica. La excitación, mioclonos y movimientos musculares involuntarios han sido
informados durante la fase de inducción en personas y dosis inadecuadas o bajas tasas de administración
pueden predisponer a estos efectos secundarios, produciendo planos ligeros de anestesia y prolongando
el periodo de inducción.
Las inducciones con propofol en perros son usualmente tranquilas, suaves y libres de excitación, aún si es
administrada una dosis insuficiente para la inducción de la anestesia. La apnea es el efecto secundario
adverso más frecuente, con depresión respiratoria informada en el 85% de los perros y la apnea durando
más de 5 minutos en el 38% de los perros. En numerosos estudios, los autores comentaron que la
depresión respiratoria era comparable con la causada por el tiopental, pero mayor que la inducida por el
etomidato o la ketamina [14]. La excitación, caracterizada por pedaleos, contracciones musculares u
opistótonos fue informada en el 7,5% de los perros.
La inducción de la anestesia solamente con ketamina no es satisfactoria ya que el tono muscular es
extremo y el movimiento espontáneo es virtualmente continuo [31,32]. Los tranquilizantes son
administrados usualmente antes de, o en combinación con ketamina para eliminar o minimizar los efectos
secundarios nocivos. Las benzodiacepinas, diazepam o midazolam, son los fármacos más comúnmente
administrados intravenosamente en combinación con ketamina. Cuando se combinó con la ketamina, el
diazepam aumentó la emesis, pero disminuyó el hipertono muscular, la actividad convulsiva y la
salivación.
Recientemente se ha informado de los efectos anestésicos en perros siguiendo la inducción con ketaminadiazepam, comparados con tiopental [25]. En parte debido a las técnicas de inducción, el tiempo de
intubación fue significativamente superior en el grupo ketamina-diazepam. Los reflejos faríngeos y
laríngeos estuvieron presentes en el grupo ketaminadiazepam pero no imposibilitaron la intubación
traqueal. La calidad de la inducción fue considerada de pasable a buena en ambos grupos, aunque la
salivación fue marcada en todos los perros que recibieron ketamina-diazepam.
Características de la recuperación.
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Después de una dosis de inducción de tiopental, los perros se recuperaron con una gran cantidad del
fármaco todavía presente en el cuerpo. El metabolismo del tiopental es lento y los animales pueden
aparecer vacilantes por algún tiempo. La recuperación del tiopental no es siempre suave e intentos sin
éxito por pararse y caminar no son poco comunes. Después de una dosis de 15 mg/kg, la anestesia duró
12 + 6 minutos, mientras que los perros estuvieron esternales en 52 + 29 y caminando en 77 +32 minutos.
Una de las características beneficiosas del propofol es su recuperación rápida, libre de excitación en
perros no premedicados, independiente de la duración de la anestesia [29]. Siguiendo una dosis única, la
recuperación fue completa en perros no premedicados en 18 + 7 minutos y 22 + 10 minutos en perros
premedicados. Cuando se dieron dosis adicionales completas para mantener la anestesia, la recuperación
fue completa en perros no premedicados en 22 + 11 minutos, y 25 + 13 minutos en perros premedicados.
Mientras que el vómito post-operatorio es raro después de la inducción de la anestesia con propofol, el
mantenimiento de la anestesia con infusión continua de propofol resultó en una incidencia del 16% de
vómito en el periodo post-operatorio.
La recuperación del etomidato es relativamente rápida pero pueden ocurrir excitación y movimientos
musculares involuntarios. Estos efectos secundarios pueden ser suprimidos con premedicación. Se
administró etomidato a perros no premedicados en dos dosis (1,0 y 4,0 mg/kg) estuvieron esternales en 7
+ 2 y 33 + 7 minutos y de pie en 10 + 3 y 42 + 4 minutos respectivamente. Los perros premedicados con
acepromazina (0,04 mg/kg) y a los cuales se administró etomidato (1 mg/kg) estuvieron esternales en 13 +
4 y de pie en 18 + 3 minutos.
Así como con la inducción de la anestesia, la recuperación después de la ketamina sola no es
satisfactoria, con emergencia violenta y convulsiones ocasionales [31,32]. Siguiendo a la ketamina, los
perros parecen tener un umbral menor para actividad convulsiva que los gatos. La recuperación está
caracterizada por un período inicial de 10 a 15 minutos en el cual el perro está desorientado y torpe,
seguido por vigilancia y coordinación [32]. La calidad de la recuperación fue considerada buena en perros
inducidos con ketamina-diazepam o tiopental. Sin embargo, los perros fueron mantenidos con anestésicos
inhalados por periodos que excedían los 60 minutos, por lo tanto fue improbable que la recuperación fuera
debida solamente a los agentes inductivos. Comúnmente se observa excitación en la emergencia y
frecuentemente ocurre hipertermia proveniente de actividad muscular incrementada y actividad metabólica
en perros no premedicados despertando de la ketamina.
Precauciones de la ketamina.
Es mejor evitar la ketamina en los siguientes pacientes:
� Aquellos con falla miocardica o inestabilidad cardiovascular, ya que la ketamina tiene propiedades
depresoras del miocardio.
� Aquellos con enfermedades cardiacas en los que un incremento en el consumo de oxígeno o la
contractibilidad probablemente tengan serios efectos adversos. Tales enfermedades incluyen
cardiomiopatia hipertrofica y estenosis subartica y pulmonar.
� Aquellos pacientes en que un aumento en la actividad simpática probablemente tenga efectos nocivos
serios.
Tales enfermedades incluyen hipertiroidismo y feocromocitoma.
� Pacientes con presión intracraneal elevada.
� Pacientes en donde un incremento en la presión intraocular puede causar efectos secundarios
adversos.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s:
1. ¿Elaboré un protocolo anestésico para un perro de 22 Kg. para una cirugía de 2 horas?
2. ¿Indique los agentes anestésicos inyectables mas utilizados en perros?
3. ¿Describa las reacciones colaterales de la Ketamina?
4. ¿Describa las reacciones adversas del Tiopental?
5. ¿Qué parámetros debe de reunir un anestésico ideal?
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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER # 2
UNIDAD O TEMA: TÉCNICAS QUIRÚRGICAS ESPECIALES
TITULO: Ovariohisterectomía (OVH), técnica lateral
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
Introducción.
En Colombia la técnica de ovario-histerectomía (OVH) por el flanco se retomo como una posibilidad de
control de la población canina a mediados de los años setenta. Un grupo de personas trajeron al país una
auxiliar veterinaria del Brasil quien en realidad lo que realizaba era la extracción de un trozo de cuerno
uterino a través de las heridas que realizaba por cada flanco.
Las graves secuelas que producía dicho procedimiento no fueron muy bien evaluadas por ser los pacientes
las hembras caninas callejeras. El Dr. Noel Ormrod recomienda la técnica lateral para gatas, en su libro de
técnicas quirúrgicas publicado en octubre de 1969 por la compañía editorial continental.
La técnica de OVH lateral se popularizo como el método de rutina para esterilizar las perras sin propietario
luego de las experiencias de la Universidad de Antioquia, en los años noventa.
Técnica.
Originalmente se recomienda el flanco derecho para realizar el abordaje inicial al ovario correspondiente por
ser el ligamento ovárico izquierdo ligeramente más largo y flácido y permitir extirpar el ovario por el flanco
opuesto con mayor facilidad.
Algunos veterinarios recomiendan el flanco izquierdo para realizar el abordaje inicial al ovario
correspondiente por encontrarse libre de asas del intestino delgado.
El mesenterio del colon descenderte mantiene aislado el ovario y cuerno izquierdo.
Sin importar cual sea el flanco escogido para realizar la cirugía, los puntos de referencia son el limite de la
porción muscular del oblicuo abdominal externo, la proyección dorsal del pezón, el borde de las apófisis
transversas de las vértebras lumbares, el borde anterior del pubis y la ultima costilla.
Puntos de referencia para orientar la incisión:
1-Limite de la porción muscular del oblicuo abdominal externo
2-Proyección dorsal del pezón.
3-Borde de las apófisis transversas de las vértebras lumbares
4-Borde anterior del pubis
5-Ultima costilla
El punto central de la incisión debe ser el punto de intersección de la línea que parte del borde inferior del
trocánter mayor y va paralela a las apófisis transversas de las vértebras lumbares y una línea perpendicular
que pasa sobre el pezón.
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La orientación de la incisión es la línea que parte del ángulo de la articulación de la última costilla y finaliza a
nivel del borde anterior del pubis.
La longitud de la incisión depende de la habilidad y experiencia del cirujano, pero debe ser lo
suficientemente amplia para permitir la extracción cómoda del ovario y la grasa que lo envuelve.
Después de incidir la piel se separan las fibras de los músculos: oblicuo abdominal externo, oblicuo
abdominal interno y finalmente las del transverso del abdomen.
Al llegar a la cavidad abdominal se colocan un par de separadores de Tessier o de Farabeuf y con
movimientos suaves podemos visualizar los órganos del área.
Al ingresar por el lado derecho podremos visualizar anterior y centralmente las asas del intestino delgado,
generalmente cubiertas de epiplón.
Posterior y dorsalmente la grasa que cubre el ovario derecho y los ligamentos ancho y redondo del útero.
Al ingresar por el lado izquierdo podemos visualizar posterior y dorsalmente la grasa que cubre el ovario
izquierdo y los ligamentos ancho y redondo del útero.
Ventralmente podemos visualizar el colon descendente con una erina, separador de raíz, gancho de Noel o
un retractor de Senn podemos atrapar el cuerno del útero ingresando perpendicular a la herida y haciendo
un giro hacia dorsal.
Luego de extraer el ovario y su Vascularización, procedemos a pinzar, ligar y cortar la inserción del
ligamento suspensorio del ovario.
Haciendo tracción del cuerno logramos extraer el cuerpo del útero y el cuerno uterino del lado opuesto. Para
extraer el ovario del lado opuesto y su Vascularización, procedemos a presionar sobre la pared abdominal.
Lograda la extracción procedemos a pinzar, ligar y cortar la inserción del ligamento suspensorio del ovario.
Extraemos el cuerpo del útero y procedemos a pinzar, ligar y cortar por detrás del cuello del útero.
Algunos veterinarios prefieren dejar el cuello del útero, pero se puede presentar mas tarde un Piómetra del
muñón.
Finalizada la OVH, se coloca un punto en U para serrar el peritoneo y se sutura tejido subcutáneo y piel.
No se recomienda la técnica lateral, cuando la hembra es obesa o se ha diagnosticado preñez o Piómetra.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER:
1. ¿Cuáles son las ventajas de realizar ovariohisterctomía por el flanco?
2. ¿Cuál es el protocolo anestésico sugerido para la ovariohisterectomía?
3. ¿Describa la técnica de abordaje quirúrgico de la ovariohisterectomía?
4. ¿Cuáles son los casos en los que no se debe de practicar ovariohisterectomía lateral y por que?
PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER´s # 3.
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UNIDAD O TEMA: TÉCNICAS QUIRÚRGICAS ESPECIALES.
TITULO: LAPAROTOMÍA EXPLORATORIA EN EL PERRO
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
Preparación del paciente
- La preparación quirúrgica del paciente para la realización de una laparotomía exploratoria consiste en el
rasurado y lavado aséptico de la zona que va desde el borde craneal del pubis hasta el cartílago
xifoides del esternón.
- A continuación, se procederá a colocar los paños para delimitar el campo quirúrgico fijándolos a la piel
con las pinzas de campo o cangrejos.
Laparatomía
- En caso de realizar una laparotomía combinada, extenderemos esta incisión hasta el cartílago xifoides.
- Incidiremos la piel con el bisturí, profundizando el corte hasta observar la presencia de tejido
subcutáneo.
- Disecaremos el subcutáneo hasta identificar la línea alba.
- Si se produjera alguna hemorragia, realizar hemostasia utilizando el bisturí eléctrico o bien pinzas
hemostáticas (mosquitos) y a continuación ligaduras.
- Podemos realizar una de las 2 técnicas siguientes para la incisión de la línea alba:
Colocar una pinza de Allis o unas pinzas de mano en la zona cercana a la cicatriz umbilical y elevarla
para que se cree un espacio entre la zona de corte de la línea alba y las vísceras abdominales
subyacentes para evitar el riesgo de seccionar dichas vísceras.
1. Efectuar un corte perpendicular a la línea alba con una tijera de Mayo y a partir de esa pequeña
incisión, prolongar la incisión craneal y caudalmente con la tijera de Mayo manteniendo siempre la
tracción de la línea alba bien con la pinza de Allis o con la ayuda de los dedos.
2. La otra técnica para incidir la línea alba es utilizando el bisturí de forma muy cautelosa. Para prolongar
la incisión se protege el bisturí con una sonda acanalada.
Esta segunda técnica presenta mayor riesgo de sección de alguna víscera abdominal, por lo que se
aconseja la utilización de la tijera de Mayo.
-
Una vez incidido la línea alba, podemos colocar unos paños en los bordes de la incisión para evitar
que las vísceras contacten con la piel.
- Para facilitar la visualización y abordaje de las estructuras abdominales podemos colocar un separador
abdominal autoestático.
- En este momento podemos observar el ligamento falciforme cranealmente a la cicatriz umbilical y el
epiplón mayor que desciende desde la curvatura mayor del estómago a la zona más caudal del
abdomen recubriendo los intestinos.
- Localizado en el lado izquierdo del abdomen encontramos el bazo y en la zona media más caudal
podemos observar la vejiga.
Hígado
Está en la zona más craneal del abdomen, en contacto con la cúpula diafragmática, por lo que es una
víscera de difícil acceso y manipulación.
El hígado está formado por lóbulos:
- lóbulo derecho lateral y medial
- lóbulo izquierdo lateral y medial
- lóbulo cuadrado
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- lóbulo caudado
Entre el lóbulo medial derecho y el lóbulo cuadrado encontramos la vesícula biliar y el conducto colédoco
que desemboca en el duodeno.
Aparato digestivo
Estómago
- Caudal al hígado se encuentra el estómago, con sus dos curvaturas, la menor y la mayor.
- Desde el hígado a la curvatura menor del estómago transcurre el epiplón menor, y desde la curvatura
mayor transcurre el epiplón mayor que se dirige hacia la zona más caudal de la cavidad abdominal,
terminando de forma libre, sin fijación.
- El estómago está formado por el cardias, el fundus, el cuerpo y el píloro.
- La vascularización del estómago viene principalmente por los vasos sanguíneos gástricos derechos e
izquierdos en la curvatura menor y los vasos sanguíneos gastroepiploicos derechos e izquierdos que
transcurren por la curvatura mayor.
Intestinos
- La zona pilórica del estómago se continúa con el intestino delgado, concretamente el duodeno, que se
acompaña en este primer trayecto del lóbulo derecho del páncreas, recibiendo su vascularización a
través del borde mesentérico.
- En la porción final del duodeno descendente está la flexura duodenal caudal que se continúa con el
duodeno ascendente. Al principio del ligamento ascendente encontramos el ligamento duodenocólico,
que une el duodeno con el colon descendente.
- El duodeno se continúa con el yeyuno, la porción más larga del intestino delgado. La vascularización la
recibe por su borde mesentérico.
- La última porción del intestino delgado es el ileon, de longitud menor a los anteriores y que se identifica
con facilidad ya que además de la vascularización que recibe por su borde mesentérico, recibe un
aporte vascular adicional por su borde antimesentérico.
- El ileon se continúa con el intestino grueso. En primer lugar el ciego, después el colon ascendente
situado en la zona derecha abdominal, el transverso y el descendente que transcurre por la zona
izquierda.
- La vascularización del intestino grueso es similar a la del intestino delgado, a partir de los vasos que
penetran por su borde mesentérico.
Bazo
- Se sitúa en la zona abdominal izquierda y no se encuentra recubierto por el epiplón mayor.
- La vascularización principal le llega a través de la arteria esplénica, la cual es una rama del tronco
celíaco. También está vascularizado por vasos gástricos cortos y gastroepiploicos izquierdos.
- Todos estos vasos se subdividen en una serie de ramas que penetran y salen del bazo a través de toda
la longitud de su cara visceral, en el llamado hilio esplénico.
Páncreas
- Está formado por dos lóbulos, el derecho que discurre paralelo al duodeno por la zona derecha
abdominal.
- Y el lóbulo izquierdo, que se dirige hacia la izquierda, terminando cerca del bazo.
Aparato urinario
- Está formado por los riñones derecho e izquierdo, uréteres, vejiga y uretra. El riñón derecho se
encuentra cranealmente a la bolsa ovárica, e igual que ésta, se sitúa más cranealmente en la cavidad
abdominal que el riñón izquierdo. El riñón es un órgano retroperitoneal.
- Por el hilio renal transcurre la arteria y la vena renal y también el uréter, el cual desciende hasta
introducirse a la vejiga por el trígono vesical.
Glándulas adrenales
- Las glándulas adrenales, derecha e izquierda, están localizadas retroperitonealmente y cranealmente a
los riñones. Son difíciles de identificar por estar embebidas en la grasa perirenal.
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Aparato genital femenino
- Para la fácil localización del aparato genital femenino, elevaremos la vejiga y entre ésta y el colon
descendente encontraremos el cuerpo de la matriz.
- De caudal a craneal, observaremos el cérvix, el cuerpo y los cuernos de la matriz.
- Localizados caudalmente a los riñones, encontraremos la bolsa ovárica, en cuyo interior se encuentran
los ovarios y las trompas uterinas, en su zona más parietal.
- Todo el aparato reproductor está fijado al techo de la pared abdominal por un meso, que a nivel de la
matriz se denomina mesometrio y a nivel de la bolsa ovárica se denomina mesovario.
- Este meso a nivel del cuerno del útero, se hace doble y se denomina ligamento redondo del útero, y a
nivel de la zona más craneal de la bolsa ovárica se engrosa y se denomina ligamento suspensor del
ovario.
- La vascularización proviene de los vasos ováricos, que forman, junto con el mesovario, el pedículo
ovárico, y de los vasos uterinos, recibiendo también pequeños vasos a través del meso. La posición de
la bolsa ovárica derecha es más craneal que la izquierda.
Cierre de la laparotomía
El cierre de la laparotomía debe realizarse por capas.
Muscular
La línea alba puede cerrarse mediante un patrón de sutura continuo o bien discontinuo.
Como patrón de sutura continuo podemos emplear la sutura de Reverdin, que proporciona mayor rapidez
en el cierre de la laparotomía, o bien un patrón de sutura continuo simple. Como alternativa podemos
realizar un patrón discontinuo como los puntos en cruz.
En el cierre de la muscular es imprescindible incorporar la fascia abdominal, es esta capa la que
realmente proporciona resistencia al cierre de la muscular y nos evitará el riesgo de dehiscencias.
La incorporación del peritoneo al cierre de la muscular no aporta mayor seguridad ni resistencia y sin
embargo aumenta el riesgo de adherencias intraabdominales postoperatorias.
Subcutáneo.
Usaremos un patrón de sutura continuo simple para el cierre del subcutáneo. Procuraremos cada 2 o 3
puntos incorporar un mordisco de muscular (no en todo su espesor) para reducir el espacio muerto que
pueda quedar entre estas dos capas, y así disminuir el riesgo de seroma postoperatorio.
Piel.
Para el cierre de la piel normalmente usaremos patrones de sutura discontinuos mediante puntos simples
de aposición, o bien puntos en U si existiera cierta tensión en los bordes de la incisión.
Otra alternativa es usar un patrón de sutura continuo. El más usado para el cierre de la piel es la sutura
subcuticular o intradérmica, que discurre por debajo de la piel y en la que el hilo de sutura no queda
visible.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s:
1. ¿Cuáles son los pasos para realizar la laparotomía en el perro?
2. ¿Cuál es la finalidad y las utilidades de la laparotomía exploratoria?
3. ¿Cuál es el protocolo anestésico a seguir para la laparotomía exploratoria?
4. ¿Indique los casos en los que seria recomendado realizar una laparotomía exploratoria?
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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER # 4.
UNIDAD O TEMA: TÉCNICAS QUIRÚRGICAS ESPECIALES.
TITULO: PROCEDIMIENTOS QUE INVOLUCRAN LA PARED ABDOMINAL Y LA
VEJIGA URINARIA EN EQUINOS
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
Introducción.
Las operaciones laparoscópicas en el caballo solo se han ampliado recientemente más allá de las que
involucran el sistema genital. Las anormalidades laparoscópicas del ombligo fueron observadas por primera
vez durante la hemorrafia inguinal y se describió la resección umbilical laparoscópica asistida. La cistotomía
laparoscópica se ha empleado para la remoción de cálculos vesicales.
Resección umbilical laparoscópica.
Se anestesia el potro y se coloca en decúbito dorsal. Se rasura la porción ventral del abdomen y se prepara
para una cirugía aséptica. En el potro macho, se cierra el prepucio mediante una sutura, para reducir la
posibilidad de contaminación urinaria durante el proceso. Se introduce una cánula mamaria dentro del
abdomen a 3 cm laterales a la línea media y 10 a 15 cm craneales al ombligo. La colocación intraperitoneal
de la cánula se confirma mediante el empleo de la técnica de la gota pendiente. Se insufla el abdomen con
CO2 a una presión no mayor de 25 mm Hg. Se remueve la cánula mamaria y se introduce la cánula
laparoscópica con su obturador cortante, a través de la misma incisión. Se retira el obturador y se coloca el
laparoscopio dentro del abdomen. Las estructuras umbilicales son examinadas visualmente. La elevación
del tren posterior en posición de Trendelenburg facilita la observación de la vejiga y de las arterias
umbilicales. Se inserta una cánula instrumental de 10 a 12 mm de diámetro a ambos lados del abdomen, 10
cm laterales a la línea media y 5 cm craneales al ombligo. El ligamento ventral de la vejiga se divide con la
tijera endolaparoscópica. Se emplea una pinza de retracción para elevar una de las arterias umbilicales
lejos de la vejiga y se disecciona el ligamento lateral de la vejiga para permitir la colocación de dos grapas
ligadoras. Como alternativa, se puede efectuar la ligadura intracorporea mediante sutura; sin embargo, es
técnicamente más difícil. Se secciona la arteria umbilical entre las grapas y el ligamento lateral de la vejiga
es dividido más adelante para liberar la arteria a nivel del uraco.
El procedimiento se repite en la arteria umbilical contralateral. La sección de las arterias puede hacerse
siempre proximal a cualquier anormalidad visible. Se separa la vena umbilical del ligamento falciforme, con
doble ligadura y se divide. En este punto, se hace una incisión fusiforme alrededor del ombligo y de sus
remanentes y se exterioriza el ápice de la vejiga. Se colocan suturas fijas para estabilizar la vejiga durante
el cierre. Se amputan el uraco y la punta de la vejiga, cerrándose la vejiga en 2 capas con una sutura
sintética absorbible. Con la ayuda de un aparato laparoscópico de sutura (Endostitch, Auto Suture
Company, Norwalk, CT), puede ser posible la resección intracorporea del uraco y la punta de la vejiga; sin
embargo, la ventaja de esta técnica no es clara en este momento. El cierre de la incisión umbilical y de los
portales laparoscópicos es el de rutina. Durante el posoperatorio no hay restricción del ejercicio. Los
antibióticos posoperatorios no son necesarios a menos que haya una contaminación intraoperatoria.
Las infecciones de los restos umbilicales que involucran las arterias y el uraco se manejan corrientemente
mediante proceso laparoscópico asistido. Las infecciones de la vena umbilical son menos frecuentes, pero
pueden presentar un mayor desafío. Los métodos de engrapado endoscópico en línea pueden emplearse
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de manera benéfica en algunos potros con infecciones de la vena umbilical En teoría, puede efectuarse un
proceso de marsupialización de la vena umbilical, mediante un proceso laparoscópico asistido.
Reparación laparoscópica de la ruptura de la vejiga urinaria
La ruptura de la vejiga urinaria ocurre con mayor frecuencia como lesión durante el parto. Se presenta
típicamente en potros de dos a tres días de edad. Las anormalidades bioquímicas sistémicas características
incluyen: hiponatremia, hipocloremia e hipercalemia. El riesgo de la anestesia general es mayor en potros
con elevadas concentraciones de potasio y por esta razón, el manejo preoperatorio debe incluir medidas
que retornen los niveles de potasio a un rango normal. El drenaje repetido de la orina del abdomen mientras
se establece simultáneamente la diuresis del potro, es temporalmente suficiente para corregir las
anormalidades. Otras medidas asociadas pueden incluir la administración endovenosa de glucosa e
insulina. Cuando la concentración sérica del potasio ha retornado al rango normal, el potro es candidato
para la cirugía reparativa de la ruptura vesical.
Tradicionalmente, la reparación de la vejiga urinaria se realiza como un procedimiento abierto. La resección
de restos umbilicales se efectúa corrientemente. El procedimiento abierto es altamente exitoso; sin
embargo, hay instancias en donde se desarrollan complicaciones a la incisión que ponen en riesgo la vida
del animal. La reparación laparoscópica de la ruptura de la vejiga es posible, siempre y cuando el cirujano
este capacitado para hacer la sutura intracorporea.
La combinación de la disminución del rendimiento cardíaco bajo la anestesia general y el incremento
repentino en el torrente venoso central asociado con el drenaje del abdomen puede conducir a un colapso
cardiovascular. Para evitar esta complicación, el abdomen debe drenarse antes de anestesiar el potro.
Cuando la cavidad peritoneal esta esencialmente libre de orina, se induce la anestesia general y el potro se
coloca en decúbito dorsal. Se rasura la porción ventral del abdomen desde el pubis hasta el xifoides y se
prepara para una cirugía aséptica. En los potros machos, se cierra el prepucio mediante sutura, para reducir
la posibilidad de contaminación urinaria durante el proceso. Se introduce una cánula mamaria dentro del
abdomen a 3 cm laterales a la línea media y 10 a 15 cm craneales al ombligo. La colocación intra-abdominal
se confirma por el libre flujo de fluido a través de la cánula. Se insufla el abdomen con CO2 a una presión no
mayor de 25 mm Hg. Se remueve la cánula mamaria y se introduce la cánula laparoscópica con su
obturador cortante, a través de la misma incisión. Se retira el obturador y se coloca el laparoscopio dentro
del abdomen.
La posición intraperitoneal del laparoscopio se confirma visualmente y se eleva el tren posterior para
permitir el desplazamiento craneal de las vísceras. Se inserta una cánula instrumental de 10 a 12 mm de
diámetro a ambos lados del abdomen 10 cm laterales a la línea media y 5 cm craneales al ombligo. Los
residuos de orina pueden removerse mediante un mecanismo de succión insertado a través de una cánula
instrumental. Se emplea un par de pinzas atraumáticas para manipular la vejiga y las estructuras umbilicales
y atraer el área de la ruptura dentro del área visual. Se ha informado que la porción dorsal de la vejiga es el
sitio de mayor ruptura; sin embargo, ocurren muchos desgarros cerca de la unión del uraco y del ápice de la
vejiga. Cuando se localiza el defecto, se desbridan los bordes mediante la tijera laparoscópica.
Es posible que se requiera colocar dos cánulas instrumentales adicionales para permitir la manipulación de
la vejiga y lograr un óptimo acceso visual y de manipulación. Comenzando en el extremo caudal del
desgarro, se coloca una sutura simple continua absorbible, para adosarlos bordes del defecto. La sutura
intracorporea se facilita altamente por el aparato de sutura endolaparoscópica (Endostitch); sin embargo, el
suturas es posible empleando materiales corrientes forjados en agujas de sutura. Hacer nudos dentro del
abdomen puede ser difícil y este paso puede evitarse mediante el empleo de grapas de sutura. Se coloca
una sutura continua de Lembert sobre la primera capa de cierre. Se descomprime el abdomen y el potro se
regresa a su posición horizontal. Se emplea una sutura de monofilamento absorbible para cerrar la fascia
abdominal externa y se utiliza sutura subcuticular para adosar la piel.
No es necesario hacer una resección umbilical a menos que haya anormalidades visibles de los restos
umbilicales. Los potros con ruptura del uraco deben manejarse mediante una resección umbilical. El empleo
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de grapas endolaparoscópicas para el cierre de defectos de la vejiga pueden estar asociados con la
formación de cálculos vesicales.
Remoción laparoscópica de cálculos vesicales.
Los cálculos vesicales en yeguas se pueden remover generalmente a través de la uretra. La remoción de
cálculos vesicales en el macho requiere de una celiotomía ventral y puede ser difícil debido a la limitada
exposición de la vejiga que proporciona la técnica. La cistotomía laparoscópica permite una excelente
exposición de la superficie ventral de la vejiga Los caballos deben ponerse en ayunas durante 48 horas
antes de la cirugía para reducir el volumen del contenido intestinal. Se administran antibióticos de amplio
espectro antes de la cirugía. Bajo anestesia general, se coloca al caballo en decúbito dorsal, se depila la
parte ventral del abdomen y se prepara para una cirugía aséptica. Se extiende el pene y se dobla
caudalmente después de colocar un catéter urinario. La vejiga se lava con dos litros de solución salina
normal y se drena. El proceso de lavado se repite hasta que el flujo sea claro. La vejiga se distiende con dos
litros de solución salina y se fija el catéter con pinzas. La incisión de la vejiga es más fácil con la vejiga
distendida.
Se hace una incisión de 1 cm en el ombligo y se introduce una cánula mamaria dentro del abdomen. La
posición intra-abdominal se confirma mediante la técnica de la gota pendiente. Se insufla el abdomen con
CO2 a una presión no mayor a 25 mm de Hg. Se remueve la cánula mamaria y se inserta la cánula
laparoscópica con un obturador filoso. Se remueve el obturador y se reemplaza con el laparoscopio.
Cuando se confirma visualmente la colocación intra-abdominal, se eleva el tren posterior para permitir que
las vísceras se desplacen cranealmente facilitando la visualización de la vejiga. Se coloca un total de cinco
cánulas instrumentales, 3 a la derecha y dos a la izquierda. Se introduce una bolsa laparoscópica para la
recuperación de muestras dentro del abdomen y se coloca debajo de la vejiga y se abre. Se hace una
incisión longitudinal ventral a través de la pared vesical empleando un electrocauterio. Se emplea una pinza
de lazo metálico retráctil para manipular al cálculo de la vejiga hacia adentro de la bolsa para muestras. Se
cierra la bolsa y se mantiene a un lado para ser removida posteriormente. Se utiliza un sistema de lavado
por succión para lavar la vejiga y remover los fragmentos. Se emplea un aparato de sutura automática
(Endostitch) para colocar una sutura simple continua, seguida de una sutura continua de Lembert
empleando polysorb 2-00. La vejiga se distiende con solución salina para observar si hay escapes en la
línea de incisión y se descomprime. El laparoscopio se transfiere a uno de los orificios craneales para
instrumentos y se introduce una pinza de tracción en el ombligo para facilitar la remoción de la bolsa de
muestra que contiene al cálculo. Se amplía la incisión umbilical para permitir la remoción de la bolsa y del
cálculo. El cierre de de la incisión es la de rutina.
En el postoperatorio, los caballos se mantienen con antibióticos por al menos 24 horas. Los antibióticos
pueden continuarse por más tiempo si es necesario. Se recomienda restringir el ejercicio por 30 días. No
debe subestimarse la importancia del manejo de la anestesia y el empleo económico del tiempo durante el
proceso quirúrgico. Son prerrequisitos para el éxito de la ejecución de este procedimiento una amplia
experiencia en las técnicas de manejo del laparoscopio, específicamente las técnicas de sutura
intracorporea.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER:
1. Describa las utilidades y la técnica de la remoción laparoscópica de los cálculos vesicales.
2. ¿Cuáles son las características de la resección umbilical?
3. Indique el protocolo anestésico para la resección umbilical.
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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER´s # 5.
UNIDAD O TEMA: TÉCNICAS QUIRÚRGICAS ESPECIALES.
TITULO: GONADECTOMÍA PREPUBERAL – CASTRACIÓN DE PERROS Y GATOS
A EDAD TEMPRANA.
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
Introducción.
La gonadectomía prepuberal no es un procedimiento nuevo. Los veterinarios en los EUA han recomendado
a menudo que los perros y los gatos hembras sean castrados antes del primer estro (es decir, prepuberal)
para reducir el riesgo de neoplasias mamarias y para eliminar la posibilidad de preñez no deseada. Lo que
es nuevo, sin embargo, es la edad del animal prepuber a la que ahora muchos veterinarios están castrando.
Tradicionalmente, las perras
meses de edad y los perros
embargo, en un intento por
comenzaron a preguntarse si
joven.
y gatas no previstas para crianza eran castradas aproximadamente a los 6
y gatos eran castrados aproximadamente a los 6 a 9 meses de edad. Sin
reducir el número de mascotas indeseadas en los EUA, los veterinarios
también era seguro castrar los cachorros y gatitos en una edad incluso más
Aunque los refugios de animales a menudo solicitan firmar contratos de castración para adoptar una
mascota, muchos nuevos propietarios no cumplen el contrato. El no cumplimiento del contrato ocurre
incluso cuando el reembolso económico está disponible para la cirugía de castración. En una encuesta
publicada por la Sociedad de Massachusetts para la Prevención de la Crueldad a los Animales (MSPCA) y
conducida por el Dorr Research Corporation de Boston, 73% y 87% de 500 hogares con perros y gatos,
respectivamente, indicaron que sus mascotas fueron castradas, pero cerca del 20% de los animales
castrados produjeron por lo menos una camada de cachorros antes de la esterilización. La gonadectomía
prepuberal realizada antes de la adopción, en cachorros y gatitos, podría ofrecer una herramienta para los
refugios de animales que desean dar en adopción solamente a animales castrados para controlar la
superpoblación del animal doméstico.
Preocupaciones de los profesionales veterinarios - riesgos vs. Beneficios.
Aunque los procedimientos anestésicos y quirúrgicos para la gonadectomía prepuberal han sido señalados
como seguros, los veterinarios también se han preocupado por los riesgos para la salud a largo plazo. Los
veterinarios se preguntaban si el sistema inmune de cachorros y de gatitos sería afectado adversamente por
el estrés de la anestesia y cirugía a edad temprana, y en un momento en que los animales se están
inmunizando contra enfermedades infecciosas potencialmente fatales.
Los veterinarios también estaban preocupados por los riesgos de obstrucción del tracto urinario en los gatos
machos y por el riesgo de incontinencia urinaria en las perras hembras castradas en edades tempranas.
Basándose en la experiencia clínica, algunos veterinarios también se preocupaban de que los animales
castrados pudieran tener una propensión a la obesidad o tener un patrón de crecimiento anormal. Hasta los
años 90, pocos estudios habían sido publicados en los cuales se evaluaba críticamente estas
preocupaciones en los perros y gatos castrados a diversas edades antes y después de la pubertad.
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Propensión a la enfermedad.
En estudios conducidos en refugios de animales, los cachorros y gatitos castrados a edades tempranas no
presentaron mayor riesgo a las enfermedades infecciosas que los animales de mayor edad. Un estudio
involucró perros y gatos de 2 refugios de animales que realizaban cirugías de castración en asociación con
el programa de enseñanza quirúrgico de estudiantes de cuarto año de un hospital de enseñanza de la
universidad. Doce de 1988 (0,6%) animales murieron o fueron sacrificados debido a infecciones severas del
tracto respiratoria o como resultado de infección por parvovirus durante el período postoperatorio de siete
días. Todas las muertes fueron en animales del refugio con periodos de tenencia más cortos. Los animales
castrados después de las 24 semanas de edad tenían una menor proporción (significativamente superior (P
<0.004)) de complicaciones que los animales castrados antes de las 12 semanas de edad, pero no se
diferenciaron de los animales castrados entre las 12 a las 23 semanas de edad.
Complicaciones de menor importancia durante o después de la gonadectomía incluyeron complicaciones
tales como inflamación incisional o reacción a las suturas, inflamación escrotal, anormalidades ritmo y
frecuencia cardíacos, y trastornos gastrointestinales leves. No se detectaron diferencias en complicaciones
mayores entre los grupos. En general, los pacientes más jóvenes reaccionaron mejor que los animales de
mayor edad, incluso cuando la inmunidad contra enfermedades infecciosas pudo no haber sido posible
debido a sus edades jóvenes, o cuando los estudiantes veterinarios realizaban las delicadas cirugías
pediátricas.
Crecimiento.
Muchos veterinarios tenían la creencia de que los cachorros y los gatitos castrados a edades tempranas
podían estar retrazados en el crecimiento. Varios estudios de investigación ahora han refutado esta
creencia antes sostenida. En un estudio de 15 meses realizado por la Universidad de Florida, fueron
investigados los efectos de la gonadectomía prepuberal sobre el crecimiento esquelético, el aumento de
peso, el consumo de alimento, la grasa corporal, y los/las características sexuales secundarias en 32 perros
mestizos. Las tasas de crecimiento no fueron afectadas (P >0.05) por la gonadectomía, pero el período de
crecimiento en la longitud radio/cubital final se extendió en todos los perros machos castrados (castrados a
las 7 semanas o 7 meses) y en las hembras castradas a las 7 semanas de edad. Así pues, los animales no
fueron retrazados en el crecimiento sino que por el contrario fueron levemente (según lo determinado por
las radiografías) más altos.
En un estudio similar en la misma universidad, treinta y un gatos fueron castrados a las 7 semanas o 7
meses o mantenidos intactos. No se detectaron diferencias (P >0.05) entre los gatos castrados, sin importar
cuando fueron castrados, en la longitud del radio o el tiempo de cierre de la fisis radial distal. El cierre de la
fisis radial distal fue retrasado (P <0.05) en gatos castrados cuando se comparó con los gatos intactos.
En machos y hembras, el cierre de la fisis radial distal fue retrasado (P <0.01) en ambos grupos de gatos
castrados (castrados a las 7 semanas o 7 meses de edad) comparados con los animales enteros. El cierre
de la fisis radial proximal también fue retrasada significativamente (P = 0.02) en las gatas castradas a las 7
semanas de edad.
Obesidad.
Aunque la obesidad puede ocurrir en animales castrados e intactos, y está influenciada por numerosos
factores tales como la dieta y el nivel de actividad, hay datos que sugieren que los gatos castrados pueden
ganar considerablemente más peso que los aquellos que permanecen intactos. La información respecto de
si los perros son más propensos a experimentar aumentos de peso después de la castración es conflictiva
en la literatura.
Cuando se compararon gatos castrados con gatos sexualmente intactos, se encontró que los gatos enteros
pesaron menos (P <0.05) que los gatos castrados a los 7 meses, pero no hubo diferencias entre los gatos
intactos y los castrados a las 7 semanas. Root evaluó obesidad por índice de masa corporal a los 24 meses
de edad en 34 gatos. Los alcances de la condición corporal y el índice de masa corporal fueron más altos (P
<0.01) en animales gonadectomizados a las 7 semanas o 7 meses que en los animales intactos, indicando
que los animales gonadectomizados a cualquier edad eran más propensos a la obesidad que los gatos
enteros. El coeficiente de calor, una medida de la tasa metabólica de reposo, fue más alta en gatos enteros
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que en gatos gonadectomizados. De acuerdo con estos datos, el autor sugirió que los gatos machos
castrados requieren de un consumo de 28% calorías menos que los gatos enteros y las gatas castradas
requieren de un consumo de 33% calorías menos que las gatas intactas.
La información sobre 8.000 perros fue recopilada a partir de 11 clínicas veterinarias en el Reino Unido
durante seis meses de encuesta. En este estudio retrospectivo, las perras castradas fueron alrededor de
dos veces más propensas a la obesidad que las perras intactas. Sin embargo, Salmeri y col., no
encontraron diferencias en el consumo de alimento, aumentos de peso, o grosor de la grasa del lomo entre
los animales castrados y los intactos durante un estudio prospectivo de 15 meses.
Salud del tracto urinario.
La preocupación por la obstrucción urinaria en gatos se ha utilizado mucho como argumento en contra de la
castración a temprana edad. La gonadectomía parece tener poco efecto en la función uretral en perros o
gatos según lo determinado por la perfilometría de presión uretral. Los diámetros uretrales según lo
determinado por el uretrograma retrógrado de contraste son similares entre los gatos castrados (castrados
desde las 7 semanas hasta los 7 meses de edad) y aquellos que permanecieron intactos. La incidencia de
obstrucción uretral en 263 gatos adoptados de refugios y castrados antes de las 24 semanas de edad o
después de las 24 semanas de edad no mostró diferencias. De 70 gatos machos castrados antes de las 24
semanas de edad, ninguno tuvo episodios obstructivos, mientras que dos de 38 gatos machos castrados
después de las 24 semanas de edad tuvieron episodios obstructivos.
La incidencia de incontinencia urinaria estrógeno-dependiente aumenta en perras castradas, y hubo
preocupación de que el castrar a las cachorras a una edad más temprana pudiera aumentar aún más este
riesgo en las perras castradas. La incontinencia urinaria en perras castradas en las edades tradicionales
puede aparecer dentro de los primeros días después de la cirugía o hasta varios años después. La
incontinencia urinaria estrógeno-dependiente fue publicada en 34 de 791 (4%) perras castradas a las
edades convencionales, y siete de 2,434 (0,3%) perras sexualmente intactas. Howe y col., evaluaron 269
perras adoptadas de refugios y castradas antes de las 24 semanas de edad o después de las 24 semanas
de edad y encontró sólo tres casos donde los propietarios señalaron incontinencia urinaria. Una perra fue
castrada antes de las 24 semanas de la edad y dos perras fueron castradas después de las 24 semanas de
edad. Así pues, hay poca información hasta la fecha para sugerir que la incidencia de incontinencia urinaria
es más alta en hembras castradas a edades tempranas con respecto a edades convencionales.
Tumores adrenales.
Hubo cierta preocupación de que los perros y los gatos castrados a edades tempranas pudieran correr el
riesgo de desarrollar tumores de glándulas adrenales. Tal preocupación parecía venir de informes donde los
tumores funcionales adrenocorticales en hurones eran también hallados frecuentemente en animales
castrados. A favor de esta sugerencia, algunos estudios han mostrado que la gonadectomía dentro de los
primeros días de vida puede conducir a tumores adrenales en algunas cepas de ratones. Hasta la fecha, no
hay documentación de tumores adrenales productores de esteroides sexuales en los perros o gatos
asociados con la gonadectomía prepuberal.
Inflamación del pene, prepucio y vulva.
El pene, prepucio y hueso del pene parecen infantiles en cachorros que se castran entre las seis y las ocho
semanas de edad cuando se comparan con cachorros castrados a las edades convencionales o con los
animales que permanecen enteros. Hasta la fecha, las características sexuales secundarias infantiles no
han sido asociadas con un aumento del riesgo de balanopostitis. La completa extrusión del pene fue posible
en el 100% de los gatos enteros, 60% de los gatos castrados a los 7 meses de edad, y en ninguno de los
gatos castrados a las edades convencionales. El significado clínico de la falla de la extrusión del pene es
desconocido, aunque podría aumentar la dificultad para cateterizar a los animales que requieran de tal
procedimiento.
Las vulvas de las cachorras castradas antes de la pubertad aparecen más pequeñas cuando se comparan
con las de las hembras intactas. El tamaño vulvar también puede aparecer pequeño en hembras intactas
durante el anestro o en algunas hembras castradas a mayor edad. La dermatitis perivulvar puede ocurrir en
perras con vulvas hundidas o pequeñas, especialmente si la perra tiene piel excesiva y el tejido adiposo
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cubre parcialmente la vulva. Aunque la dermatitis perivulvar ha sido asociada con un aumento de peso y
con vulvas hundidas después de la ovariohisterectomía, no hay información para sugerir que la ocurrencia
es más elevada en hembras castradas a edades tempranas que en aquellas castradas a las edades
convencionales.
Consideraciones quirúrgicas y anestésicas.
Las consideraciones quirúrgicas y anestésicas para el paciente pediátrico incluyen el potencial para la
hipoglucemia, la hipotermia, un volumen de sangre relativamente pequeño, y la naturaleza delicada de los
tejidos pediátricos. Puesto que el almacenamiento de glucógeno hepático es mínimo en recién nacidos, el
ayuno prolongado puede dar lugar a hipoglucemia. El alimento se debe suspender por no más de 8 horas,
siendo recomendadas 3 - 4 horas para los pacientes más jóvenes (6 - 8 semanas). Además, los animales
pueden ser alimentados con pequeñas cantidades en el plazo de 1 - 2 horas después de la recuperación de
la anestesia. La hipotermia puede ser aminorada usando mantas de agua caliente y líquidos intravenosos
tibios (si son usados). Minimizar el tiempo de operación también ayuda a disminuir la severidad de la
hipotermia. El humedecido excesivo del paciente pediátrico durante la preparación del sitio quirúrgico y la
utilización de alcohol deben ser evitados, el uso de una solución desinfectante y antiséptica tibia
(clorhexidina) es beneficiosa ara ayudar a mantener el calor corporal. Los tejidos pediátricos son muy
friables y se deben manipular cuidadosamente. El volumen relativamente pequeño de sangre de los
pacientes pediátricos hace que la meticulosa hemostasis sea muy importante.
Afortunadamente, el tamaño pequeño de los vasos sanguíneos y la presencia mínima de grasa abdominal y
bursal ovárica permiten la excelente visualización de la vasculatura, y hacen posible alcanzar una
hemostasis precisa.
Las ovariohisteretomías pediátricas se pueden realizar semejantes a las ovariohisteretomías en el adulto
con algunas leves modificaciones. Las incisiones de la cachorra son relativamente más caudales al ombligo
que en las perras adultas. Generalmente, el útero se expone más fácilmente en las cachorras si la incisión
se comienza por lo menos 2 - 3 cm en caudal al ombligo (resultando la incisión cerca del tercio medio de la
distancia entre el ombligo y el borde craneal de la pelvis, similar a la incisión felina). En las gatitas, la
incisión se realiza en una localización similar a las incisiones en la gata adulta. Tras la entrada en el
abdomen, es común encontrar cantidades substanciales de líquido seroso en cachorras y gatitas.
Puede ser necesario quitar algo del líquido usando esponjas de gasa para mejorar la visualización. En
contraste con las perras y gatas adultas, se recomienda que el uso del gancho para ovariohisterectomía de
Snook sea evitado en pacientes pediátricos debido a la naturaleza delicada de los tejidos. Debido a la
localización de la incisión tanto en cachorras como en gatitas, el útero es fácil de localizar mirando entre la
vejiga urinaria y el colon. El tejido uterino es extremadamente friable en cachorras y gatitas jóvenes, por lo
tanto se debe tener cuidado evitando el exceso de tracción. Después de que se haya localizado el útero, el
ligamento suspensorio se puede romper cuidadosamente para mejorar la visualización, y se hace una
ventana a través del ligamento ancho adyacente a la vasculatura ovárica.
Una pinza se coloca proximal (medial) al ovario a través de los vasos utilizando un hemostáto de mosquito
en gatitas y cachorras y fórceps de Kelly, de Crile, o de Carmalt en cachorras más grandes. Los vasos
ováricos se ligan con ligaduras dobles usando material absorbible de sutura 3 - 0 a 4 - 0 o clips
hemostáticos de acero inoxidables. Una ligadura simple puede ser suficiente para evitar la hemorragia de
pedículos muy pequeños. Después de la ligadura de los vasos ováricos en ambos lados, el ligamento ancho
restante debe ser roto y el pedículo uterino ligado en la unión del cuerpo con el cuello uterino con dos
ligaduras que abarquen completamente el cuerpo uterino o con clips hemostáticos.
Después de que el tracto reproductivo haya sido removido, se debe examinar para asegurar la completa
remoción (de ovarios y cuerpo uterino), y el abdomen debe examinarse para verificar la presencia de
hemorragia. Al cerrar, es importante identificar cuidadosamente la fascia ventral (envoltura externa del
recto) y distinguirla del tejido subcutáneo superpuesto debido a que pueden ocasionalmente ser difíciles de
distinguir (particularmente en algunas cachorras). La fascia ventral puede ser cerrada realizando sutura
continua simple o simple interrumpida usando 3 - 0 (o posiblemente 2 - 0 en cachorras grandes) absorbible
(polidioxanono, poligluconato, o poliglactin 910) o monofilamento no absorbible (polipropileno, polibutester o
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nylon). La capa subcuticular se puede cerrar con un material de sutura absorbible (3 - 0 a 4 - 0) con una
sutura intradérmica continua para evitar el uso de suturas en piel. Alternativamente, las suturas en piel se
pueden colocar libremente después del cierre del tejido subcutáneo.
La castración pediatrica de cachorros también se realiza con modificaciones de las técnicas usadas en los
perros adultos. Tal y como en las castraciones de caninos adultos, es importante comprobar que ambos
testículos hayan descendido antes de comenzar la cirugía. Debido al tamaño pequeño y a la movilidad de
los testículos del cachorro, el área escrotal entera se puede depilar y preparar quirúrgicamente para permitir
que el escroto entero sea incluido en el campo estéril. Esto facilita mucho la localización y manipulación del
testículo, y no causa irritación escrotal como en perros adultos, puesto que el saco escrotal no está bien
desarrollado. Los cachorros pueden ser castrados a través de una sola incisión en línea media prescrotal o
una incisión escrotal.
Alternativamente, dos incisiones escrotales pueden usarse como en la castración felina. Después de
exponer a los testículos y al cordón espermático en la forma cerrada (los testículos siguen dentro en la
túnica vaginal parietal durante la castración), los cordones espermáticos deben ser ligados con ligaduras
dobles con material de sutura absorbible 3 - 0 o con clips hemostáticos de acero inoxidable. Las incisiones
pueden cerrarse con 1 - 2 suturas interrumpidas enterradas dentro en la capa subcuticular, o las incisiones
se pueden dejar abiertas para cicatrizar por segunda intención.
El cierre de las incisiones previene la contaminación pos-operatoria con orina o heces, y previene que la
grasa se salga de la incisión.
La castración del gatito se realiza usando unatécnica idéntica a la del gato adulto. Se debe tener cuidado al
exteriorizar los testículos previniendo el desgarro del cordón espermático debido a su tamaño pequeño.
Como en los gatos adultos, las incisiones se dejan abiertas para que cicatricen por segunda intención.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s:
1. ¿Describa los beneficios de la gonadectomía prepuberal?
2. ¿Indique el protocolo anestésico para la gonadectomía en perros y gatos?
3. ¿Describa el riesgo quirúrgico para pacientes que requieran una gonadectomía prepuberal?
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