FISIOLOGIA VEGETAL - Udabol Virtual

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS
RED NACIONAL UNIVERSITARIA
UNIDAD ACADEMICA DE SANTA CRUZ
FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y PECUARIAS
Ingeniería Agronómica
TERCER SEMESTRE
SYLLABUS DE LA ASIGNATURA DE
FISIOLOGIA VEGETAL
Elaborado por: Ing. Luis Aponte Vargas
Gestión Académica II/2014
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UNIVERSIDAD DE AQUINO BOLIVIA
Acreditada como PLENA mediante R.M. 288/01
VISION DE LA UNIVERSIDAD
Ser la Universidad líder en calidad educativa.
MISION DE LA UNIVERSIDAD
Desarrollar la Educación Superior Universitaria con calidad
y Competitividad al servicio de la sociedad
Estimado(a) estudiante:
El Syllabus que ponemos en tus manos es el fruto del trabajo intelectual de tus docentes, quienes
han puesto sus mejores empeños en la planificación de los procesos de enseñanza para brindarte
una educación de la más alta calidad. Este documento te servirá de guía para que organices mejor
tus procesos de aprendizaje y los hagas mucho más productivos.
Esperamos que sepas apreciarlo y cuidarlo
Aprobado por:
Fecha: Agosto de 2014
SELLO Y FIRMA
JEFATURA DE CARRERA
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SYLLABUS
Asignatura:
Fisiología Vegetal
Código:
FIT-314
Requisito:
FIT-214
Carga Horaria Total Semestre:
100
Horas Teóricas:
60
Horas Prácticas:
Créditos:
40
5
I. OBJETIVOS GENERALES DE LA ASIGNATURA.

Conocer el importante papel del agua en la planta y los factores que determinan el
movimiento de la misma en el sistema suelo-planta-atmósfera.

Conocer cómo las plantas obtienen sus nutrientes orgánicos e inorgánicos.

Conocer cómo realiza la planta sus funciones vitales, y cómo pueden verse controlados o
afectados los procesos de crecimiento y desarrollo de la misma, desde la germinación de la
semilla hasta su muerte, por factores hormonales y ambientales.

Consolidar los conocimientos y preparar al alumno para aplicarlos en proyectos de
investigación.
II. PROGRAMA ANALITICO DE LA ASIGNATURA
UNIDAD 1. INTRODUCCION A LA FISIOLOGIA VEGETAL.
1.1. Generalidades.
1.2. Importancia del estudio de la fisiología vegetal
1.3. La fisiología vegetal como ciencia.
1.4. Relaciones de la fisiología vegetal con otras ciencias.
1.5. Factores hereditarios y ambientales que afectan la fisiología de las plantas.
1.6. Interrelaciones de factores biológicos y abióticos en la fisiología de las plantas.
1.7. Discusión y análisis de casos específicos.
UNIDAD 2. PROCESOS DE DIFUSION Y OSMOSIS.
2.1. Difusión: Movimiento Browniano.
2.2. Concepto de difusión.
2.3. Dirección de la difusión.
2.4. Factores que influyen en la velocidad de difusión.
2.5. Problemas prácticos.
2.6. Osmosis:
2.7. Resumen histórico.
2.8. Concepto.
2.9. Transporte pasivo y activo de moléculas de soluto.
2.10. Membranas y permeabilidad.
2.11. Leyes de la ósmosis que afectan la presión osmótica.
UNIDAD 3. PLASMOLISIS Y ESTADO COLOIDAL.
3.1 Plasmólisis: Concepto.
3.2 Desplasmólisis.
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3.10
Medición de la concentración osmótica.
Factores que afectan la concentración osmótica de la célula vegetal.
Importancia y problemas de aplicación.
Estado coloidal: Importancia.
Clasificación de los sistemas de dispersiones.
Estudio de la solución coloidal.
Propiedades físicas de los soles.
Imbibición.
UNIDAD 4. RELACIÓN DE LA PLANTA CON EL AGUA: ABSORCIÓN, CONDUCCIÓN Y
PERDIDA DE AGUA EN LAS PLANTAS.
4.1 Absorción de agua en las plantas:
4.2 Funciones de la raíz.
4.3 Órganos de absorción.
4.4 Movimiento de agua del suelo para las raíces.
4.5 Mecanismos de absorción.
4.6 Factores que influyen en la absorción de agua.
4.7 Energía, termodinámica y potencial químico del agua.
4.8 Conducción de agua en las plantas:
4.9 Concepto. Conducción de agua en diferentes. especies.
4.10 Área total dedicada a la conducción de agua.
4.11 Cantidad y velocidad del agua ascendente.
4.12 El sistema suelo-planta-atmósfera.
4.13 Mecanismos de transporte de agua.
4.14 Dirección del movimiento del agua.
4.15 Transporte de agua y soluto en e tejido conductivo.
4.16 Perdida de agua en las plantas: Concepto.
4.17 Formas de pérdidas de agua.
4.18 Pérdida en forma de vapor.
4.19 Velocidad de apertura estomática.
4.20 La transpiración. Principios que rigen la difusión de gases.
4.21 Medida de la apertura de los estomas. Factores que afectan la transpiración total.
Problemas de aplicación.
UNIDAD 5. FISIOLOGIA DE LAS PLANTAS BAJO TENSION.
5.1. Clasificación de la tensión: Concepto.
5.2. Efectos de la tensión.
5.3. Resistencia a la tensión: prevención y tolerancia.
5.4. Resistencia a la sequía.
5.5. Resistencia al calor.
5.6. Resistencia a bajas temperaturas.
5.7. Resistencia a la radiación.
5.8. Resistencia a las condiciones del suelo.
5.9. Resistencia a agentes contaminantes.
UNIDAD 6. NUTRICION MINERAL DE LAS PLANTAS.
6.1. Nutrición mineral:
6.2. Resumen histórico.
6.3. Concepto.
6.4. Los elementos esenciales.
6.5. Esencialidad de un elemento.
6.6. Mecanismos de absorción de nutrientes.
6.7. Factores que influyen en la absorción.
6.8. Transporte de sales.
6.9. Funciones y síntomas de deficiencia de los elementos esenciales:
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6.10.
6.11.
6.12.
6.13.
Ciclo del Carbono.
Papel de los elementos esenciales.
Macronutrientes: N, P, K, Ca, Mg y S.
Microelementos.
UNIDAD 7. FOTOSINTESIS Y RESPIRACION.
7.1. Fotosíntesis: Concepto.
7.2. Mecanismo de la fotosíntesis.
7.3. Factores ambientales que afectan la actividad fotosintética.
7.4. Absorción de Oxigeno.
7.5. Fotosíntesis y productividad en las plantas.
7.6. Tasas fotosintéticas en diversas especies.
7.7. Modelos fotosintéticos de plantas C-3, C-4 y CAM.
7.8. Respiración:
7.9. Respiración en las plantas.
7.10. Factores que afectan la tasa de respiración.
7.11. Reacciones de la respiración.
7.12. Fotorespiración.
7.13. Crecimiento de la célula vegetal.
7.14. Letargo de semillas y yemas.
UNIDAD 8. HORMONAS VEGETALES.
8.1 Análisis de los diferentes tipos de hormonas:
8.2 Concepto.
8.3 Clases de hormonas vegetales.
8.4 Estudio de las auxinas.
8.5 Estudio de las giberelinas y otras hormonas.
8.6 Estructura química. Estudio de casos.
III. ACTIVIDADES A REALIZAR DIRECTAMENTE EN LA COMUNIDAD.
i.
Tipo de asignatura para el trabajo social.
Asignatura de Apoyo.
ii.
Resumen de los resultados del diagnóstico realizado para la detección de los
problemas a resolver en la comunidad.
Rodrigues et al. (2002) 1 describe algunas contribuciones significativas en la mejoría de la calidad del
ambiente urbano, las cuales son citadas a seguir: purificación del aire por la fijación de suciedad y
gases tóxicos y por el reciclaje de gases a través de los mecanismos fotosintéticos; mejoría del
microclima de la ciudad, por la retención de humedad del suelo y del aire y por la generación de
sombra, evitando que los rayos solares incidan directamente sobre las personas; reducción de la
velocidad del viento; influencia en el balance hídrico, favoreciendo la infiltración del agua en el suelo y
provocando evaporación -transpiración más lenta; abrigo a la fauna, propiciando una variedad mayor
de especies, en consecuencia influenciando positivamente para un mayor equilibrio de las cadenas
alimentares y disminución de plagas y agentes vectores de enfermedades; y el amortecimiento de
ruidos, es función de los árboles captar parte de las aguas de lluvias, así como drenar aguas
subterráneas, lanzando lentamente en la atmósfera, contribuyendo para el confort ambiental.
RODRIGUES, C. A. G. et al. Arborización y producción de mudas de esencias forestales nativas en
Corumbá Ms. Corumbá:EMBRAPA, 2002, 27p.
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iii.
Nombre de la práctica
“Arborización de predios educativos y espacios verdes Distrito 6”.
iv.
Contribución de la asignatura al proyecto.
De acuerdo al contenido programático de la asignatura y su vinculación con el proyecto la
contribución consistirá para esta gestión, en la identificación sistemática de las especies vegetales
forestales y ornamentales nativas del departamento, plantación de las especies vegetales y colocar su
protector físico. Asimismo se harán cursos de capacitación en unidades educativas de la zona Los
Chacos.
V.
Actividades a realizar durante el semestre para la implementación de la práctica.
Trabajo a realizar por los
estudiantes
Selección
y
Adquisición
de
especies vegetales forestales y
ornamentales.
Plantación de la especie vegetal y
colocada de cerco físico protector.
Localidad, aula o
laboratorio
Aula UDABOL.
Impartir cursos de capacitación a
estudiantes, maestros y padres de
familias sobre cuidados y
necesidades del plantin.
Unidad Educativa Barrio
Nueva Primavera, Zona
Los Chacos
Incidencia social
Fecha.
Entre el 25 y 30
de marzo
Predios de la Unidad
Educativa o área verde
del bario.
1 al 6 de abril.
Capacitar
referente a manejo
e importancia
nutritiva de las
hortalizas.
1 al 6 de junio.
IV. EVALUACIÓN DE LA ASIGNATURA.
●
PROCESUAL O FORMATIVA.
A lo largo del semestre se realizarán 2 tipos de actividades formativas:
Las primeras serán de aula, que consistirán en clases teóricas, exposiciones, repasos cortos, trabajos
grupales, (resolución de casos y Dif´s). Asimismo en laboratorio se realizará las prácticas
correspondientes y resolución de cuestionario para cada tema.
Las segundas serán actividades de “aula abierta” que consistirán en la participación del alumnado en
las actividades de trabajo social y en el proyecto “Arborización de predios educativos y espacios
verdes Distrito 6”., mediante trabajos dirigidos. Vinculando los contenidos de la asignatura de forma
indirecta al proyecto mediante la selección de las especies hortícola, preparación del terreno y cursos
de capacitación a estudiantes de secundaria y profesorado.
El trabajo, la participación y el seguimiento realizado a estos dos tipos de actividades se tomarán
como evaluación procesual calificándola entre 0 y 50 puntos independientemente de la cantidad de
actividades realizadas por cada alumno. Bajo la siguiente ponderación.




Participación. 10%
Calidad del trabajo y/o contenido. 15%
Instrumentos y/o medios utilizados. 15%
Defensa del trabajo presentado 10%
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●
DE RESULTADOS DE LOS PROCESOS DE APRENDIZAJE O SUMATIVA (examen
parcial o final)
Se realizarán 2 evaluaciones parciales con contenido teórico y práctico (resolución de casos y
necropsias) sobre 50 puntos cada una. El examen final consistirá en un examen escrito con un valor
del 90% de la nota y la presentación de los informes y documentos de la práctica con el restante 10%.
V. BIBLIOGRAFIA BASICA.


Lira Ricardo. Fisiología vegetal. Ed. Limusa México. 1994. (581.1 L67)
Rodríguez, M. Morfología y Anatomía Vegetal. Ediciones Bolivia. 1991. (581.4 R61 c.2)
BIBLIOGRAFÍA COMPLEMENTARIA.




Esau, K. Anatomía Vegetal, 2da Ed. Ed Omega, Barcelona,1972
Gola, G. et al. Tratado de Botánica. Ed. Labor. Barcelona.1967
Nultsch, W. Botánica General. Manual para Estudiantes de Ciencias Naturales.
Medicina y Agronomía. Ed. Norma. Cali. 1972
Ramírez, E. Nociones de Botánica y Zoología. Ediciones Saeta, S. A., España. 1967.
VI. PLAN CALENDARIO
SEMANA
ACTIVIDADES ACADÉMICAS
OBSERVACIONES
1ra.
Avance de materia
Presentación de la
asignatura.
UNIDAD I: 1.1
2da.
Avance de materia
1.1 (continuación)
3ra.
Avance de materia
UNIDAD II: 2.1
Prácticas
4ta.
Avance de materia
2.2
Prácticas
5ta.
Avance de materia
UNIDAD III: 3.1
6ta.
Avance de materia
3.2
Primera Evaluación
7ma. Avance de materia
UNIDAD IV: 4.1 – 4.3
Primera Evaluación
8va.
Avance de materia
4.4. – 4.5
9na.
Avance de materia
UNIDAD V: 5.1
10ma. Avance de materia
5.1 (continuación)
11ra. Avance de materia
UNIDAD VI: 6.1
12da. Avance de materia
6.2
Segunda Evaluación
13ra. Avance de materia
6.2 (continuación)
Segunda Evaluación
14ta. Avance de materia
UNIDAD VII: 7.1
15ta. Avance de materia
7.1 (continuación)
16ta. Avance de materia
7.2
17ma. Avance de materia
UNIDAD VIII: 8.1
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Prácticas
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8.1 (continuación)
18va. Avance de materia
Evaluación final
19na. Avance de materia
20va
Evaluación final
2da. instancia
Presentación de Notas
VII. WORK PAPER´s Y DIF´s
PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER # 1
UNIDAD O TEMA: PROCESOS DE DIFUSIÓN Y OSMOSIS
TITULO: Difusión
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
La difusión se puede definir como el movimiento espontáneo de partículas como consecuencia de su
energía térmica desde áreas de elevada concentración a áreas de baja concentración.
En un sentido general, la energía molecular de una sustancia (asumiendo que no hay enlaces
químicos u otras formas extrañas de energía) se debe a la energía cinética de sus moléculas debido su
movimiento y a las fuerzas electrostáticas (fuerzas de van der Waal) entre partículas adyacentes. A
diferencia de lo que ocurre en un gas, en donde las moléculas tienen una cierta libertad para moverse,
en un líquido están muy próximas formando combinaciones intermoleculares que restringen su
movimiento. Sin embargo, algunas partículas (cuyo número depende de la temperatura) pueden
moverse al azar, siguiendo una trayectoria rectilínea, hasta que topan con otra partícula. Cuando esto
ocurre, parte de la energía cinética es transferida al miembro menos activo. La consecuencia de todo
ello es que hay una distribución bastante uniforme de la energía cinética entre todas las partículas que
constituyen una solución homogénea.
La energía cinética de una partícula en movimiento viene determinada por la ecuación siguiente:
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donde m = masa de la partícula V = velocidad lineal
La velocidad está directamente relacionada con la temperatura, factor este que no tendremos aquí en
cuenta dado que los procesos fisiológicos se efectúan a la temperatura de 37ºC.
De la ecuación anterior se desprende la ley de Graham:
"A una temperatura determinada, la velocidad de una partícula está inversamente relacionada con la
raíz cuadrada de su masa"
Esto explica porque, en una solución acuosa de glucosa, las moléculas de glucosa que son unas 10
veces más pesadas que las de agua, se mueve unas tres veces más lentamente.
Por otra parte, cuanto más denso sea el medio, más probabilidades hay que una partícula se tope con
otra al moverse. Por esta razón, a igualdad de otras condiciones, la velocidad lineal neta de una
partícula es inversamente proporcional a la densidad del medio.
Estos factores tienen una relevancia fisiológica importante. Excepto en los pulmones, los procesos de
difusión en el organismo tienen lugar en medio líquido, ya que incluso estructuras aparentemente
sólidas como las membranas actúan como si fueran líquidos. Así, partículas solubles en lípidos que
son demasiado grandes para pasar a través de los canales acuosos que penetran la membrana son
capaces de pasar de un lado a otro. Para llevar a cabo este proceso, las partículas se disuelven en el
centro lipoide de la membrana, difunden hacia el lado opuesto y vuelven a entrar en la fase acuosa.
Como el interior de la membrana es más denso que la fase acuosa, la velocidad de difusión a través
de la misma es considerablemente más lenta que a ambos lados de la membrana y, en consecuencia
se pueden establecer gradientes de concentración.
El proceso de difusión se ilustra separando dos soluciones de sucrosa mediante una membrana
permeable. Al estar más concentrada la solución A, hay una mayor probabilidad de que, al moverse al
azar, alguna de las moléculas de A pase a B que al revés. Aunque las moléculas de azúcar pueden
cruzar la membrana permeable en ambas direcciones, el movimiento neto será pasar de la zona de
concentración más alta a la zona de concentración más baja. Debe observarse también, que las
moléculas de agua, más abundantes en la solución B tienden a pasar a la solución A. La velocidad de
difusión de partículas fue formulada en 1855 por el biofísico Fick y se conoce como ley de Fick. En su
forma simplificada, esta ley se formula:
Q = - (dc/dx) AD
donde Q = la velocidad de paso del soluto (mg/seg) perpendicularmente a la interfase dc/dx =
gradiente de concentración (cambio de concentración en mg/ml a lo ancho de la interfase (cm) que
separa las dos soluciones A = área de la interfase (cm2) D = coeficiente de difusión (cm2/seg)
El coeficiente de difusión depende de la temperatura y de las propiedades de la sustancia que difunde
y de la naturaleza del medio (interfase) a través de la cual se realiza la difusión. El signo negativo
simboliza que el paso de materia tiene lugar "cuesta-abajo" es decir, desde la solución más
concentrada a la menos concentrada.
Dado que la fisiología estudia la difusión a través de membranas, se puede introducir en la ecuación
anterior el ancho de la membrana (equivalente al término dx) como parte del coeficiente de difusión,
originándose la constante de permeabilidad:
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P = D/d
donde d = grueso de la membrana (para las membranas biológicas se asume usualmente un espesor
de 75 Amstrongs) P = constante de permeabilidad (cm/seg).
Cuando se sustituye la constante de permeabilidad en la ecuación 1-2 y se asume que la disminución
de la concentración de la sustancia que difunde es lineal a medida que cruza la membrana, la ley de
Fick se formula.
donde C1 y C2 son las concentraciones del soluto a ambos lados de la membrana.
Esta relación entre las concentraciones del soluto a ambos lados de la membrana y su velocidad de
difusión tiene una importancia particular en la microcirculación ya que constituye el mecanismo
subyacente de intercambio de nutrientes y metabolitos en el lecho capilar. También es importante
destacar que la difusión sólo tiene relevancia cuando se trata de distancia muy cortas ya que su
efectividad disminuye proporcionalmente al cuadrado de la distancia. Como resultado de esto, un
equilibrio puede conseguirse en segundos si la distancia es de micras, pero puede subir a varias horas
si la distancia de difusión se incrementa a milímetros
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER
1. ¿En que consiste el mecanismo de la difusión?
2. Determinar la velocidad de difusión a 45 °C y 82 °C de las siguientes partículas: CO2, N2, CH4, O2.
3. Indicar la dirección de difusión que registraran los siguientes gases: CO2, N2, O2, H2O en el
siguiente sistema.
4 % O2
0.015 % CO2
79.2 % N2
89 % HR H2O
20 % O2
0.03 % CO2
79.2 % N2
95 % HR H2O
4. Compare la velocidad de difusión del H2 con el CH4, suponiendo que la velocidad del H2 es la
unidad.
5. Determine la velocidad de difusión de una partícula a 55 °C, si a 30 °C es de 1787 m/s.
6. Determinar cual de estos colorantes tiene mayor velocidad de difusión si todas ellas registran igual
concentración: Crisoidina Y (PM 248), Eosina (PM 691), Rojo de Congo (PM 697), Eritrosina (PM
897)
7. Indique en forma de proporcionalidad como afecta la densidad del medio sobre la velocidad de
difusión de una partícula?
8. ¿Por qué es importante el proceso de difusión en el funcionamiento de los vegetales?
9. ¿Indique en forma de proporcionalidad como afecta el tiempo sobre la velocidad de difusión de una
partícula?
10. ¿En que consiste el cociente térmico Q10?
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PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER # 2
UNIDAD O TEMA: Osmosis
TITULO: Osmosis
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
Por ósmosis se conoce al fenómeno de difusión de agua a través de una membrana semipermeable
(conocidas también como de permeabilidad diferencial o de permeabilidad selectiva).
Ejemplos de ese tipo de membrana son la membrana celular, como así también productos como los
tubos de diálisis y las envolturas de acetato de celulosa de algunas salchichas.
La presencia de solutos decrece el potencial de agua de una sustancia, por lo tanto existe más agua
por unidad de volumen en un vaso de agua corriente que en el volumen equivalente de agua de mar.
En una célula, que posee organelas y moléculas grandes, la dirección del flujo del agua es,
generalmente, hacia el interior de la célula. Si observa la animación, podrá ver que en
compartimentos separados por una membrana semipermeable, cuando disminuye la concentración de
solutos (en la animación las partículas rojas simulan proteínas), en uno de ellos, el agua se moverá
desde allí hacia el compartimiento con alta concentración del soluto o, en otras palabras desde el
compartimiento con potencial de agua alto al compartimiento con potencial de agua bajo.
La presión osmótica se define como la presión hidrostática necesaria para detener el flujo neto de
agua a través de una membrana semipermeable que separa soluciones de composición diferente. La
presión osmótica (p) está dada por:
donde p es presión osmótica medida en atmósferas (atm), R la constante de los gases, T la
temperatura absoluta y DC la diferencia de las concentraciones de solutos a ambos lados de la
membrana.
La presión osmótica es una propiedad de tipo coligativa, es decir, depende del número de
partículas. Así por ejemplo una solución de NaCl 0,5 M, si estuviera totalmente disociada en Na+ y
Cl-, sería equivalente a una solución de glucosa 1M. Las soluciones hipertónicas son aquellas, que
con referencias al interior de la célula, contienen mayor cantidad de solutos (y por lo tanto menor
potencial de agua). Las hipotónicas son aquellas, que en cambio contienen menor cantidad de
solutos (o, en otras palabras, mayor potencial de agua). Las soluciones isotónicas tienen
concentraciones equivalentes de solutos y, en este caso, al existir igual cantidad de movimiento de
agua hacia y desde el exterior, el flujo neto es nulo. Las células animales se hinchan cuando son
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colocadas en soluciones hipotónica, algunas como los eritrocitos terminan estallando debido al agua
que penetra en ellas por flujo osmótico (se lisan),
Una de las principales funciones del cuerpo de los animales es el mantenimiento de la isotonicidad
del plasma sanguíneo, es decir un medio interno isotónico. Esto elimina los problemas asociados con
la pérdida o ganancia de agua desde y hacia las células. Estamos hablando por supuesto de una de
las claves de la homeostasis.
A diferencia de las células animales, las células de bacterias y plantas están rodeadas por una pared
celular rígida, en este caso Cuando se encuentran en un medio hipotónico, el agua que penetra por
flujo osmótico genera una presión de turgencia que empuja al citosol y la membrana plasmática
contra la pared celular. En cambio en soluciones hipertónicas las células se retraen, separándose la
membrana de la pared celular como consecuencia de la pérdida de agua por flujo osmótico
(fenómeno conocido como plasmólisis).
Organismos unicelulares como Paramecium, y otros organismos de vida libre en agua dulce, tienen el
problema de que son usualmente hipertónicos con relación a su medio ambiente. Por lo tanto el agua
tiende a fluir a través de la membrana hinchando a la célula y eventualmente rompiéndola, hecho
molesto para cualquier célula. Una vacuola contráctil es la respuesta del Paramecium a este problema,
si bien el bombear agua hacia exterior de la célula requiere energía ya que trabaja contra un gradiente
de concentración.
PROTEÍNAS DE MEMBRANA QUE INTERVIENEN EN EL TRANSPORTE
Debido a su interior hidrofóbico, la bicapa lipídica de una célula constituye una barrera altamente
impermeable a la mayoría de las moléculas polares. Esta función de barrera tiene gran importancia ya
que le permite a la célula mantener en su citosol a ciertos solutos a concentraciones diferentes a las
que están en el fluido extracelular; lo mismo ocurre en cada compartimiento intracelular envuelto por
una membrana. El desarrollo evolutivo ha creado sistemas celulares destinados transportar
específicamente moléculas hidrosolubles, subsanando el problema del aislamiento celular.
El transporte de moléculas es realizado por parte de las proteínas integradas en la membrana celular.
Por lo general es altamente selectivo en lo que se refiere a los productos químicos que permiten pasar.
Las tres clases principales de proteínas de membrana (todas ellas de transmembrana) que intervienen
en el pasaje de moléculas a través de la misma son: proteínas de canal que conforman un "túnel" que
permite el paso de agua y electrolitos a favor de un gradiente de concentración o potencial eléctrico
(forman un canal que atraviesa la bicapa en todo su espesor). La partícula que pasa se selecciona de
acuerdo a su tamaño y carga. Suelen estar cerrados y abrirse frente a estímulos específicos. El pasaje
se realiza de acuerdo al gradiente de concentración de las moléculas.
Las células que presentan gran permeabilidad al agua poseen un canal que facilita la entrada de la
misma. La proteína responsable: la acuoporina, fue identificada por Peter Agre en eritrocitos, a
mediados de los ´80.
Agre probó su hipótesis en un experimento simple donde él comparó células que tenían la proteína en
cuestión con células que no lo tenían. Cuando las células se pusieron en una solución de agua,
aquéllas que tenían la proteína en sus membranas absorbieron el agua por ósmosis y se inflaron,
mientras aquéllas que carecen de la proteína no eran afectadas en absoluto. Agre también ejecutó los
ensayos con las células artificiales, llamadas liposomas (son un tipo de burbuja de jabón por fuera y el
interior constituido por agua). Él encontró que los liposomas se volvieron permeables al agua si la
proteína se incrustaba en sus membranas.
¿CÓMO TRABAJA EL CANAL DE AGUA? UNA PREGUNTA DE QUE LLEVÓ AL NOBEL
En 2000, junto con otros equipos de investigación, Agre informó las primeras imágenes
estructura tridimensional de la aquaporina. Con estos datos, era posible trazar en detalle
funciona el canal de agua. ¿Porque sólo admite las moléculas de agua y no otras moléculas o
por ejemplo, no permite que pasen los protones. Esto es crucial porque la diferencia
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de la
cómo
iones?
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concentración de protones entre el interior y el exterior de la célula es la base del sistema de
almacenamiento de energía de la célula.
La selectividad es una propiedad central de la aquaporina. Debido a la carga positiva del centro del
canal, los iones cargados positivamente se rechazan. Esto impide el pasaje de protones a través del
mismo. Las moléculas que se introducen a través del estrecho canal se reacomodan, orientándose
en el campo eléctrico local formado por los átomos de la pared. Los protones (o más bien los iones
oxonium, H3O+) se detienen en el camino y son rechazados debido a sus cargas positivas.
bombas: utilizan energía (provista por el ATP) para transportar moléculas contra un gradiente de
concentración.
transportadores: este tipo de proteínas, luego de fijar las moléculas a transportar (A), sufren un cambio
de conformación (B) en manera tal que permite a las moléculas fijadas, atravesar la membrana
plasmática. Se conocen tres tipos de transportadores:
"uniport" llevan un soluto por vez
“symport" transportan el soluto y co-transportan otro diferente al mismo tiempo y en la misma
dirección. antiport" transportan soluto hacia el interior (o exterior) y co-transportan soluto en la
dirección opuesta. Uno entra y el otro sale o vice-versa.
TRANSPORTE ACTIVO Y PASIVO
Para el transporte pasivo no se requiere que la célula gaste energía. Entre los ejemplos de este tipo de
transporte se incluyen la difusión de oxígeno y anhídrido carbónico, la ósmosis del agua y la difusión
facilitada.
El transporte activo, en cambio, requiere por parte de la célula un gasto de energía que usualmente se
da en la forma de consumo de ATP. Ejemplos del mismo son el transporte de moléculas de gran
tamaño (no solubles en lípidos) y la bomba sodio-potasio.
DIFUSIÓN FACILITADA
La difusión facilitada se realiza tanto por medio de las proteínas canal como por los "uniport". Permite
que moléculas que de otra manera no podrían atravesar la membrana, difundan libremente hacia
afuera y adentro de la célula.
Este proceso permite el paso de iones pequeños tales como K+, Na+, Cl-, monosacáridos, aminoácidos
y otras moléculas.
Al igual que en la difusión simple el movimiento es a favor del gradiente de concentración de las
moléculas. Sin embargo su velocidad de transporte es mayor que el se pronostica con la ley de Fick,
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ya que no entran en contacto con el centro hidrofóbico de la bicapa. El transporte es específico,
transportándose un tipo de moléculas o un grupo de ellas estrechamente relacionados.
La velocidad de transporte en la difusión facilitado esta limitada por el número de canales
disponibles en la membrana. La velocidad de transporte se satura cuando todos los transportadores
están funcionando a su máxima capacidad.
La glucosa entra en la mayor parte de las células por difusión facilitada. Parece existir un número
limitado de proteínas transportadoras de glucosa. El rápido consumo de la glucosa por la célula (por la
tan conocida glicólisis) mantiene el gradiente de concentración. Sin embargo, cuando la concentración
externa de glucosa aumenta, la velocidad de transporte no excede cierto límite, sugiriendo una
limitación en el transporte.
Transporte activo
El transporte activo requiere un gasto de energía para transportar la molécula de un lado al otro de la
membrana, pero el transporte activo es el único que puede transportar moléculas contra un gradiente
de concentración, al igual que la difusión facilitada el transporte activo esta limitado por el numero de
proteínas transportadoras presentes.
Son de interés dos grandes categorías de transporte activo: primario y secundario.
PREGUNTAS DEL WORK PAPER
1. ¿Qué es la Osmosis?
2. ¿En que medio la célula se plasmólisa?
3. ¿Qué tipo de membrana es el plasmatolema y tonoplasto.
4. ¿Por qué esta constituida la membrana plasmática?
5. ¿Por qué una célula vegetal es análoga a un osmómetro?
6. ¿En qué consiste el potencial hídrico?
7. ¿En qué consiste el potencial osmótico?
8. Indique brevemente en que consiste el transporte activo.
9. Indique brevemente en que consiste el transporte pasivo.
10. ¿Cuántos tipos de transportadores se conocen?
PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER # 3.
UNIDAD O TEMA: PLASMOLISIS Y ESTADO COLOIDAL
TITULO: Coloide e Imbibición
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
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Las disoluciones o mejor dicho dispersiones coloidales, llamadas a veces dispersiones coloidales,
consiste de partículas (micelas) de un tamaño aproximadamente entre 0.001 μ y 0.1 μ, de una
sustancia sólida, liquida o gaseosa (fase dispersa) dispersadas en un liquido (fase continua). Si las
partículas son de tamaño menor, se obtendrá un disolución verdadera y si fueren mayores, una
suspensión. Lo importante es que las dispersiones coloidales no sean lo suficiente grandes para
precipitarse ya que una de las características de las dispersiones coloidales es cierta estabilidad del
sistema.
Las partículas coloidales son generalmente de tamaño mayor que el de las moléculas, pues consisten
de agregaciones moleculares. Solamente las proteínas y otras sustancias de estructura
“macromolecular” pueden formar una dispersión coloidal aun cuando se halle en disolución
macromolecular, o sea, que representan al mismo tiempo una disolución verdadera.
En un sistema coloidal es de suma importancia la gran superficie de las partículas en comparación con
igual volumen del miso Material no subdividido. Muchas de las propiedades de los coloides están
relacionadas con esta gran superficie.
Las partículas de la mayoría de los coloides poseen cargas electrostática o eléctrica, cuando se trata
de iones, ya sea carga positiva o (más comúnmente negativa) cuando el medio de dispersión es el
agua. Por regla general esta carga es del mismo signo en todas las partículas de una dispersión
coloidal, lo que da origen a la repulsión mutua entre ellas y a que se mantenga el estado de
dispersión.
Aunque las micelas tengan carga en sus superficie, el sistema en si no tiene carga. Esto se debe a
que las moléculas de agua también esta cargadas, pues constituyen dipolos (un polo positivo y un polo
negativo). Al ordenarse alrededor de las partículas coloidales (adsorción) equilibran así las cargas de
éstas.
Si las micelas pierden su carga también pierden su adsorbida, lo que resulta en una reducción de su
capa de hidratación. Por lo tanto pueden acercarse más una a otras y como la fuerza de repulsión
también se ha reducido o eliminado debido a su movimiento (Browniano), chocan y se aglomeran para
precipitarse. Existe precipitación cuando el fenómeno es reversible, o sea que al restablecerse las
cargas las partículas se suspenden de nuevo. Si el proceso es irreversible, como p.e. en el caso de
proteínas y de protoplasma, se denomina coagulación o floculación. Un efecto similar puede también
producirse por deshidratación por medio de ciertos solventes orgánicos, o por el calentamiento cuando
se trata de coloides termolábiles. Con el protoplasma la coagulación ocurre a temperatura
relativamente bajas.
Si se pasa un haz luminoso potente a través de una dispersión coloidal, observando de lado,
claramente puede notarse su delineamiento. Las micelas desvían (difractan) o reflejan los rayos de luz,
razón por la cual el liquido parece opaco; este fenómeno se denomina efecto de Tyndall.
Al poner coloides, como p. e. Celulosa, gelatina, semillas, en estado seco en contacto con agua, ésta
es absorbida. Tal adsorción de un solvente por una sustancia coloidal se denomina imbibición.
Las primeras moléculas de agua, atraídas por la diferencia de carga, empiezan a ocupar en forma
ordenada el espacio alrededor de cada micela. Con este ordenamiento las moléculas ocupan menos
espacio que cuando estaban desordenadas. Al mismo tiempo las micelas comienzan a separarse unas
de otras debido al agua intercalada entre ellas. Mientras que el volumen del material coloidal aumenta
por la imbibición, el volumen total del sistema disminuye por el arreglo definitivo de las moléculas del
agua alrededor de las micelas.
Capas sucesivas de agua son atraídas luego cada vez con mucho menor fuerza, hasta que ésta
desaparece por completo, es decir se alcanza un estado de desequilibrio o saturación.
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Por consiguiente al comienzo de la imbibición la fuerza de atracción es muy grande. Si se limita el
espacio disponible para el coloide, esa fuerza se transforma en presión (presión de imbibición) cuyos
valores iniciales son muy altos, en el caso de algunas semillas secas excede de 1000 atmósferas, pero
disminuye rápidamente al progresar la imbibición, llegando a cerro en el estado de saturación.
Cuando existe una fuerza de cohesión apreciable entre las micelas, mayor que la que atrae a las
capas exteriores del agua, la imbibición se detiene antes que las partículas se separen por completo.
En este caso la imbibición es limitada y tal estado del coloide se llama gel. Por otra parte, en la
imbibición ilimitada las partículas coloidales se separan por completo, moviéndose libremente en el
solvente, dando como resultado un dispersión (disolución) coloidal o sol. En el caso de la cola de
carpinteros, lo mismo que en otras sustancias coloidales, como gelatina, agar, etc. La forma de
imbibición, limitada o ilimitada, dependen de la proporción del agua con el coloide y también de la
temperatura. Con una concentración suficientemente alta de esas sustancias la imbibición es limitada
cuando la temperatura es baja. Al subir la temperatura, la mayor energía cinética de las partículas
vence finalmente la cohesión entre ellas, alcanzando un movimiento libre y el gel se transforma en un
sol. Al enfriarse, se invierte el proceso, formándose nuevamente el gel. Con algunos coloides esto
ocurre a una temperatura distinta a la que los licuó.
Cuando las moléculas de agua quedan adsorbidas en arreglo bien definido y fijo pierden su
movimiento libre y se disipa la energía cinética que poseían. Como resultado se produce un aumento
en la temperatura del sistema.
Muchos coloides son capaces de adsorber no solamente agua en estado líquido, sino también en
forma de vapor. Un ejemplo es el hinchamiento de la madera en tiempo húmedo; igualmente, muchos
órganos vegetales en estado deshidratado, como semilla, embeben agua en forma de vapor.
La absorción de agua por una sustancia porosa, como arcilla cocida o tiza, no es imbibición, pues el
reemplazo del aire en los poros por el agua no provoca aumento de volumen o el desarrollo de una
presión.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s:
1.¿Cuál es el efecto de la acetona sobre las dispersiones coloidales?
2. ¿Qué sucede al pasar una corriente eléctrica a través de un sistema coloidal?¿Cómo se denomina
el proceso basado en este principio?
3. Enumere algunos sistemas coloidales hidrófilos de las plantas.
4.¿Cuáles son los coloides que se encuentran en semillas?
5. La imbibición se realiza con una fuerza débil o fuerte?
6.¿En que forma podría la capacidad de adsorción de agua de un coloide ser ventajosa para una
planta?
7. ¿La imbibición de las semillas es un proceso puramente físico, biológico, o una combinación de las
dos?¿Cómo procedería usted para comprobar su contestación)
8. La variación del pH del protoplasma de una célula vegetal tiene un ámbito muy limitado en
comparación con el del jugo celular?
9. ¿Qué efectos podría tener un cambio grande en la reacción del protoplasma?
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WORK PAPER # 4.
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UNIDAD O TEMA: PLASMOLISIS Y ESTADO COLOIDAL
TITULO: Superficie y Adsorción
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
En un sólido las moléculas están tan cerca unas de otras que la fuerza de atracción entre sí, llamada
fuerza de cohesión, es tan grande que no le permite ningún movimiento. La cohesión disminuye
rápidamente conformen las moléculas se separan, y probablemente a distancia de 1 a 2 veces el
diámetro de éstas es casi insignificante. En los líquidos la distancias entre las partículas es un poco
mayor que en los sólidos, razón por la cual las moléculas presentan movimiento libre; sin embargo, la
fuerza de atracción es aún suficientemente grande para impedir su completa separación. En un gas, la
energía cinética de cada partícula es bastante grande para vence la poca fuerza de cohesión existente
entre ellas (por estar tan separadas) lo que permite un movimiento independiente de cada una.
En el interior de un cuerpo la fuerza de cohesión entre las partículas es igual en todas direcciones,
pero en la superficie la fuerza sobre las partículas que forman ésta es desigual, siendo la fuerza mayor
hacia el interior del cuerpo. Este fenómeno es especialmente notorio cuando están en contacto
superficies de dos sustancias de propiedades muy distintas como p. E. La superficie de un líquido con
un gas. En tal caso la fuerza de cohesión sobre las partículas de la superficie es unilateral (no
existiendo fuerza de atracción entre las partículas del líquido y la del gas) lo que tienden a contraer las
partículas superficiales, reduciéndose la superficie a un mínimo: la fuerza de atracción unilateral
resulta en tensión superficial. Si las partículas no son esféricas, pueden colocarse ordenadamente en
la superficie y estarán más compactas, mientras que en el interior del líquido no tienen ordenación
alguna.
La tensión superficial de varios factores, como p. e. La naturaleza del líquido, la temperatura y la
presión de sustancias disueltas. El agua pura tienen una tensión superficial relativamente grande
(unas 72 dinas por centímetro lineal de superficie a 20 ° C contra el aire)la cual disminuye con el
aumento de la temperatura (a 100 °C unas 59 dinas), llegando a cero en el punto de la temperatura
critica. El alcohol etílico tienen una tensión superficial de unas 22 dinas a 20 °C; mezcla de agua y
alcohol etílico tienen valores intermedios. Una disolución de un detergente en agua muestra valores
generalmente entre 25 y 30 dinas. Las sustancias que tienen mayor atracción entre sí que para el
agua tienden a acumularse en la superficie, como por ejemplo detergentes o aceite en agua. Esto
tiene como resultado la reducción de la tensión superficial del agua con la sustancia disuelta en mayor
proporción como debiera ser de acuerdo con la concentración total de la sustancia en la disolución. La
disposición especial y las propiedades distintas de las partículas en las superficies tienen gran
importancia para la vida, estando muchos procesos metabólicos relacionados con los fenómenos
superficiales ya que el protoplasma esta constituido por una mezcla intima de lípidos, grasas y otras
sustanciasen una disolución acuosa de proteínas.
La tensión superficial se desarrolla en la superficie de cualquier líquido en contacto con un gas.
Tensiones similares existen también en el limite (interfaz) entre dos líquidos o liquido y sólido. En tal
caso se habla de tensión interfacial en lugar de superficial. Solamente cuando esta tensión no existe
(valor 0), los líquidos son completamente miscibles.
Las sustancias que disminuyen la tensión superficial tienden a acumularse en la superficie de los
líquidos. Esta acumulación se denomina adsorción. La fuerza de adsorción o adhesión atrae partículas
o moléculas desiguales, de diferente naturaleza. (La atracción mutua de partículas iguales se
denomina cohesión).
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La adsorción existe no solamente en el limite entre dos líquidos, sino también p. e. en el limite entre
liquido y sólido y gas y sólido. Un ejemplo del último sería la adsorción de ciertos gases en la
superficie de carbón activado.
Un liquido moja a un solamente si la fuerza de adsorción entre liquido y sólido es mayor que la fuerza
de cohesión entre las moléculas del liquido. Las fuerzas responsables de la adhesión son en partes
muy parecidas a las que determinan las fuerzas de cohesión entre partículas iguales. Frecuentemente
son también de importancia las cargas electrostáticas o eléctricas en las superficies. La mayoría de los
sólidos, como por ejemplo partículas de arena y arcilla, o la celulosa y la pared celular, etc., al estar en
contacto con agua presentan una carga negativa en sus superficie, Por lo tanto, una sustancia que
tenga una carga positiva, como el azul de metileno (catión), es fácilmente adsorbida por una sustancia
de carga opuesta, como la celulosa. La eosina es una sal (eosinato de sodio) que tienen el
fundamento colorante en el anión, por lo tanto tiene carga negativa. En consecuencia no es adsorbida
por la celulosa por tiene carga igual y pasa con el agua a través de papel de filtró. La celulosa sirve de
este modo para separar estos dos colorantes de una ,mezcla, dando a este principio el nombre de
cromatografía, muy utilizado en bioquímica para la separación de muchos compuestos orgánicos en
cantidades relativamente pequeñas, tales como azucares, aminoácidos, pigmentos vegetales.
El fenómeno de adsorción es muy importante en la vida de las plantas. La mayor parte de los
elementos minerales en el suelo están disponibles en forma de cationes adsorbidos en la superficie de
las partículas de arcilla y de materia orgánica. El primer paso de su incorporación a la planta ocurre
por adsorción en la superficie de las raicillas y pelos radicales. Dentro de cada célula existen también
muchas superficies p. e. entre el protoplasma y la pared, entre el núcleo, los plastidios, los
condriosomas, el vacúolo y el citoplasma, lo que permite acumulación de sustancias por adsorción.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER
1. ¿Por qué detuvo el aceite el movimiento del alcanfor?
2. ¿Por qué se mojan las hojas al aplicar una disolución de un funguicida que contenga un detergente
que sin este?
3.¿Qué pasaría al colocar un pato en agua que contenga una cantidad regular de un detergente? ¿Por
qué?
4.¿Cuál es la explicación de que el filtrado tuviera un color distinto al de la mezcla original?
5.¿Cómo se llama el proceso que permite la separación de muchas sustancias en forma similar?
6. ¿Qué se entiende por cromatografía de gases?
7. ¿Por qué el azul de metileno no pasa el papel filtro?
8. ¿Cuál es el proceso que permite la adhesión de las moléculas de azul de metileno en el carbón
activada?
9. ¿Indique como se mide la capacidad de los coloides del suelo de adsorber los nutrientes?
10. ¿Cuándo un suelo tienen mayor adsorción de nutrientes?
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WORK PAPER # 5.
UNIDAD O TEMA: NUTRICIÓN MINERAL DE LAS PLANTAS
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TITULO: Nutrición Mineral
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
El estudio de la nutrición mineral de las plantas amerita conocer su composición química, cuyo
objetivo se puede alcanzar utilizando los dos métodos siguientes:
El análisis elemental, que determina la naturaleza y las proporciones en que se encuentran los
elementos minerales en los tejidos vegetales.
El análisis inmediato, que trata de reconocer la naturaleza de los compuestos orgánicos que existen en
las diversas partes de la planta.
Así mismo, es recomendable saber las proporciones de humedad y de materia seca en los órganos
sometidos al análisis. La determinación del peso seco es indispensable, ya que el contenido de agua
de los órganos vegetales está entre 6 y 90%; aunque para un órgano determinado puede variar
también dependiendo de su estado de desarrollo.
Como promedio el protoplasma contiene 85 a 90% de agua, e inclusive los organelos celulares con un
alto contenido en lípidos, como cloroplastos y mitocondrias tienen 50% de agua, El contenido de agua
de las raíces expresado en peso fresco varia de 71 a 93%, el de los tallos de 48-94%, las hojas de 77
a 98%, los frutos tienen un alto contenido entre 84-94%. Las semillas de 5 a 11%, aunque las de maíz
fresco comestible pueden tener un contenido de agua elevado del 85%. La madera fresca recién
cortada contiene cerca de 50% de agua.
Al determinar las tasas de humedad se puede obtener por diferencia el peso de materia seca. Cuando
se halla el peso seco colocando el tejido vegetal entre 100-105º C, se eliminan con el agua, esencias
orgánicas volátiles, produciéndose un error casi despreciable, sin embargo es recomendable secar en
la estufa a 75º C.
En las plantas el agua cumple
múltiples funciones. Las células deben tener contacto directo o
indirecto con el agua, ya que casi todas las reacciones químicas celulares tienen lugar en un medio
acuoso. Para que un tejido funcione normalmente requiere estar saturado con agua, manteniendo las
células turgentes. Todas las sustancias que penetran en las células vegetales deben estar disueltas,
ya que en las soluciones se efectúa el intercambio de sustancias nutritivas entre células, órganos y
tejidos. El agua como componente del citoplasma vivo, participa en el metabolismo y en todos los
procesos bioquímicos. Una disminución del contenido hídrico va acompañado por una pérdida de
turgencia, marchitamiento y una disminución del alargamiento celular, se cierran las estomas, se
reduce la fotosíntesis, la respiración y se interfieren varios procesos metabólicos básicos. La
deshidratación continuada ocasiona la desorganización del protoplasma y la muerte de muchos
organismos.
El residuo que queda después que se seca un tejido vegetal, está constituido por compuestos
orgánicos, elementos minerales y sus óxidos. Casi toda la materia orgánica se sintetiza a partir de
CO2 y H2O mediante el proceso fotosintético. Los minerales y el agua son absorbidos primeramente
del suelo a través del sistema radical; aunque bajo condiciones de sequía el agua de la niebla y el
rocío pueden entrar a la planta a través de las hojas. La absorción foliar de los elementos minerales
ha sido utilizada ventajosamente para suministrar a las plantas fertilizantes y algunos micronutrientes,
asperjando las hojas con soluciones acuosas o suspensiones de nutrientes minerales.
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Las plantas toman del aire que las rodea, el dióxido de carbono y el oxígeno. El movimiento continuo
de la atmósfera asegura una composición bastante constante: nitrógeno 78% (v/v), oxígeno 21% (v/v),
y anhídrido carbónico 0,03% (v/v), junto con vapor de agua y gases nobles. Además en el aire se
encuentran impurezas gaseosas, líquidas y sólidas; constituidas principalmente por SO 2, compuestos
nitrogenados inestables, halógenos, polvo y hollín. El contenido de anhídrido carbónico (CO 2), del aire
está experimentando un aumento debido a actividades humanas que implican la utilización de
combustibles fósiles, la quema de vegetación, así mismo la fabricación de cemento a partir de piedra
caliza. El dióxido de carbono juega un papel importante en el aire, regulando la temperatura del
planeta. La temperatura de la tierra aumenta al aumentar la concentración de CO2, ya que este gas
absorbe la radiación solar infra roja, impidiendo que una parte del calor que llega a la tierra se escape
hacia el espacio exterior, produciendo un efecto de invernadero.
Dentro de la composición de los vegetales el 85 % es agua y 15 % residuo seco (105 °C), el 90 a 95
del residuo seco es C, O y H (elementos del aire y del agua) y el resto es contenido mineral de la
planta y que es tomado por esta desde el suelo.
Las plantas deben absorber, para su uso, varios tipos de minerales a través del sistema radicular. Para
que un elemento sea considerado esencial debe tener las siguientes características:
 En ausencia de este la planta no puede completar su ciclo biológico.
 La acción del elemento debe ser específica, es decir, ningún otro elemento puede sustituirlo
totalmente.
 El elemento debe estar implicado directamente en la nutrición vegetal, bien como constituyente de un
metabolito esencial, o que sea requerido para el funcionamiento de un enzima
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER
1. ¿Cuáles son los efectos de un cultivo intensivo sobre la reacción del suelo?
2. ¿Con soluciones nutritivas preparadas con cenizas de plantas, se observa que una planta de fríjol
crece
mientras que una de maíz se muere. ¿Por qué?
3. ¿Por qué las sales de elementos pesado son por lo general más tóxicas en soluciones nutritivas,
que en la
misma concentración, en el suelo.
4. ¿Por qué muestra el agua destilada de ciertos alambiques metálicos un efecto tóxico y no así el
agua de
grifo?
5. ¿En que formulación absorben los vegetales el nitrógeno, fósforo, potasio y calcio?
6. ¿Cuáles son los macroelementos?
7 ¿Cuáles son los elementos secundarios?
8. ¿Cuáles son los micronutrientes?
9. ¿Cuáles son los síntomas de deficiencias de nitrógeno en los vegetales?
10. ¿Cuál es la función que cumple el Molibdeno y el Boro en los vegetales?
11. ¿Cómo reconoce la deficiencia de fósforo en los cultivos anuales?
12. ¿Cómo interpreta usted la Ley de los Rendimientos Decrecientes?
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WORK PAPER # 6
UNIDAD O TEMA: FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN
TITULO: Pigmentos Fotosintéticos
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
Los cloroplastos de las plantas superiores contienen siempre varios pigmentos, clorofila a, clorofila b,
algunas xantofilas y carotinas. Todos estos pigmentos son insolubles en agua, pero se disuelven
fácilmente en algunos solvente orgánicos, como ciertos alcoholes, acetona, benzol, cloroformo, éter,
etc. Las xantofilas tienen un color amarillento u ocre, las carotinas son principalmente anaranjadas, la
clorofila a es verde azulada y la clorofila b verde amarillenta. Existen varias plantas que contienen
solamente clorofila a, como las algas azules, las diatomeas, las algas rojas y pardas, y también una
orquídea saprofita. Sin embargo, muchas de las algas mencionadas contienen en los plastidios
pigmentos adicionales, tales como otras clorofilas (c, d, e), fucoxantina (amarillo – pardo), ficoeretrina
(rojizo) y ficocianina (azulado) que comunican sus respectivos colores a las algas.
Cuando los cloroplastos pierden parte de su contenido de clorofila predominan los pigmentos
amarillentos, causando un cambio de coloración, tal como ocurre en la maduración de muchas frutas
o con la hojas al envejecer, al transformarse los cloroplastos en cromoplastos. Lo mismo sucede
cuando se coloca una planta verde durante algún tiempo en la oscuridad, lo que comprueba que, con
algunas excepciones, la luz es esencial para la formación y el mantenimiento de la clorofila en las
plantas.
Los carotinoides (carotinas y xantofilas) solamente absorben en la parte verde – azul y violeta del
espectro visible, mientras que las clorofilas tienen dos máximas de absorción, una en la parte roja y
otra en la parte zul (clorofila a aproximadamente 660 mμ y 430 mμ; clorofila b 645 mμ y 455 mμ). Estas
últimas muestran además fluorescencia marcada, emitiendo luz de color rojo intenso. La fluorescencia
se debe a la reemisión de luz, para lo cual se utiliza energía electromagnética de onda más corta, que
es transformada en luz de mayor longitud de onda pero de menor energía.
Las clorofilas poco estables in vitro, especialmente bajo iluminación intensa. El átomo central, el
magnesio, es fácilmente reemplazado tanto por hidrógeno, dando lugar a las feofetinas respectivas,
pigmentos de color pardo – oliva, como también por cobre, lo que imparte un color verde azulado muy
estable.
Además de las clorofilas y carotenoides, muchas plantas poseen otros pigmentos, tales como
antocianos, hidroxiflavona, flavonoles e hidroxiflavonas. Los últimos son derivados oxidados de la
flavona, una sustancia incolora. Según el grado de sustitución del anillo con grupos hidroxil la
coloración se intensifica de amarillento hasta anaranjado u ocre. La hidroxiflavonas y los flavonoles
son solubles en agua y se encuentran con frecuencia en el jugo celular, tanto en hojas como frutos y
especialmente en flores (a veces en combinación con cromoplastos), impartiéndoles su color
característicos. También se encuentran encrustadas en ciertas maderas.
El grupo de los antocianos está formado por sustancias de constitución química muy parecida, como
cianina, pelargonina, delfinina, etc., cada una con un color un poco distinto que varia desde azul a
morado o rojizo; también hay compuestos incoloros. Por lo general, una planta contiene varios de
estos pigmentos en una mezcla difícilmente separable.
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Igual que los derivados de la flavona, todos los anticianos son glucosidos hidrolizables, constituido por
un componente colorante, el aglicón (en este caso las antocianidinas respectivas), en combinación con
una o varias moléculas de azucares como glucosa, galactosa, ramnosa, etc. Por ser solubles en agua,
los antocianos siempre están disueltos en el jugo celular. Para su extracción es necesario matar el
tejido, ya que la semipermeabilidad del protoplasma vivo impide su difusión hacia el exterior de la
célula.
La presencia de los antocianos comunica a los órganos vegetales, tales como flores, hojas, frutos,
tubérculos, etc. Un color azul, violáceo o rojizo. Para su síntesis son necesarios no solamente factores
genéticos sino ciertas condiciones ambientales favorables, como alta intensidad lumínica, temperatura
baja, carencia de ciertos elemento nutritivos como fósforo o magnesio, etc.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s
1. ¿Por qué la clorofila son de color verde?
2. ¿Cómo explica usted el cambio de color verde en las hojas de algunas plantas a un color pardo,
cuando se sumergen en agua herida?
3.¿Por qué se formaron feofitina en el tubo 4?
4. ¿Cómo explico usted que existan plantas cuyas flores varían en su coloración: rosadas al abrirse y
azuladas cuando son viejas?
5.¿Qué analogía existe entre los antocianos y los indicadores usados en la química?
6. ¿Cómo explica usted que en algunas flores el hidróxido de amonio produce una coloración
amarillenta, mientras que en otras no ocurre ningún cambio?
PROGRAMA DE CONTROL DE CALIDAD
WORK PAPER # 7
UNIDAD O TEMA: HORMONAS VEGETALES
TITULO: Fitohormonas
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
El desarrollo normal de una planta depende de la interacción de factores externos: luz, nutrientes,
agua y temperatura, entre otros, e internos: hormonas.
Las hormonas se han definido como compuestos naturales que poseen la propiedad de regular
procesos fisiológicos en concentraciones muy por debajo de la de otros compuestos (nutrientes,
vitaminas) y que en dosis más altas los afectarían.
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Regulan procesos de correlación, es decir que, recibido el estímulo en un órgano, lo amplifican,
traducen y generan una respuesta en otra parte de la planta. Interactúan entre ellas por distintos
mecanismos:
 Sinergismo: la acción de una determinada sustancia se ve favorecida por la presencia de otra.
 Antagonismo: la presencia de una sustancia evita la acción de otra.
 Balance cuantitativo: la acción de una determinada sustancia depende de la concentración de otra
Tienen además, dos características distintivas de las hormonas animales, a) ejercen efectos
pleiotrópicos, actuando en numerosos procesos fisiológicos y b) su síntesis no se relaciona con una
glándula, sino que están presentes en casi todas las células y existe una variación cuali y cuantitativa
según los órganos. Las hormonas y las enzimas cumplen funciones de control químico en los
organismos multicelulares.
Dentro de las que promueven una respuesta existen 4 grupos principales de compuestos que ocurren
en forma natural, cada uno de los cuales exhibe fuertes propiedades de regulación del crecimiento en
plantas. Se incluyen grupos principales: auxinas, giberelinas, citocininas y etileno.
Dentro de las que inhiben: el ácido abscísico, los inhibidores, morfactinas y retardantes del
crecimiento, Cada uno con su estructura particular y activos a muy bajas concentraciones dentro de la
planta.
Mientras que cada fitohormona ha sido implicada en un arreglo relativamente diverso de papeles
fisiológicos dentro de las plantas y secciones cortadas de éstas, el mecanismo preciso a través del
cual funcionan no es aún conocido.
Auxinas
El nombre auxina significa en griego 'crecer' y es dado a un grupo de compuestos que estimulan la
elongación de las células. El ácido indolacético (AIA) es la forma natural predominante, actualmente
se sabe que también son naturales.
 el IBA (ácido indol butírico),
 ácido feniácetico,
 el ácido 4 cloroindolacético y
 el ácido indol propiónico (IPA),
 Existe gran cantidad de auxinas sintéticas siendo las mas conocidas:
 ANA (ácido naftalenacético),
 IBA (ácido indolbutírico),
 2,4-D (ácido 2,4 diclorofenoxiacético),
 NOA (ácido naftoxiacético)
 2,4-DB (ácido 2,4 diclorofenoxibutilico)
 2,4,5,-T (ácido 2,4,5 triclorofenoxiacético)
Aunque las auxinas se encuentran en toda la planta, la más altas concentraciones se localizan en las
regiones meristemáticas, las cuales están en crecimiento activo, siendo éste el sitio de síntesis. Su
síntesis puede derivar del triptofano, que por transaminación y descarboxilación da origen al AIA o de
la triptamina por oxidación.
Se le encuentra tanto como molécula libre que es la forma activa o en formas conjugadas (con
proteínas solubles), inactivas. La forma conjugada es la forma de transporte, de almacenamiento en
semillas en reposo, y de evitar la oxidación por acción de la AIA oxidasa. Este proceso de
conjugación parece ser reversible.
La concentración de auxina libre en plantas varía de 1 a 100 µg/kg peso fresco. En contraste, la
concentración de auxina conjugada ha sido demostrada en ocasiones que es sustancialmente más
elevada.
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Una característica sorprendente de la auxina es la fuerte polaridad exhibida en su transporte a través
de la planta. La auxina es transportada por medio del parénquima que rodea los haces vasculares, sin
penetrar en los tubos cribosos. Su movimiento es lento y basipéto, alejándose desde el punto apical de
la planta hacia su base, aún en la raíz, y requiere energía. Este flujo de auxina reprime el desarrollo de
brotes axilares laterales a lo largo del tallo, manteniendo de esta forma la dominancia apical. El
movimiento de la auxina fuera de la lámina foliar hacia la base del pecíolo parece también prevenir la
abscisión. Las auxinas asperjadas sobre las hojas, en concentraciones bajas, pueden ser absorbidas,
penetran en los elementos cribosos, pero posteriormente se trasladan al parénquima vascular, las
auxinas sintéticas, aplicadas en altas concentraciones, se trasladan por floema, junto a los
fotoasimilados.
Modo de Acción
Existe acuerdo en que las auxinas actúan a nivel génico al desreprimir o reprimir la expresión de los
genes. EL AIA se liga a un receptor de naturaleza proteica, formando un complejo receptor-hormona
de carácter reversible, específico, con alta afinidad y saturable. Este complejo activa un promotor que
controla la expresión de los genes que codifican la síntesis de las enzimas catalizadoras de los
compuestos de la pared.
El efecto inicial preciso de la hormona que subsecuentemente regula este arreglo diverso de eventos
fisiológicos no es aún conocido. Durante la elongación celular inducida por la auxina se piensa que
actúa por medio de un efecto rápido sobre el mecanismo de la bomba de protones ATPasa en la
membrana plasmática, y un efecto secundario mediado por la síntesis de enzimas.
Las citocininas son hormonas vegetales naturales que derivan de adeninas sustituidas y que
promueven la división celular en tejidos no meristemáticos. Inicialmente fueron llamadas cinetinas,
sin embargo, debido al uso anterior del nombre para un grupo de compuestos de la fisiología animal,
se adaptó el término citocinina (citocinesis o división celular). Existen citocininas en musgos, algas
café, rojas y en algunas Diatomeas.
Las citocininas se trasladan muy poco o nada en la planta, sin embargo se las identifica en xilema
(cuando se sintetizan en la raíz) y floema. Sin embargo, cuando los compuestos se encuentran en las
hojas son relativamente inmóviles.
El etileno, es una de las hormonas de estructura más simple, gaseoso, al ser un hidrocarburo, es muy
diferente a otras hormonas vegetales naturales. Aunque se ha sabido desde principios de siglo que el
etileno provoca respuestas tales como geotropismo y abscisión, no fue sino hasta los años 1960s que
se empezó a aceptar como una hormona vegetal.
CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s:
1. ¿Indique la aplicación de la auxina en la agricultura y bajo que nombre técnico especifico?
2. ¿Señale tres afectos del Ácido Giberélico sobre la fisiología de los vegetales?
3. ¿Cómo se explica que una hormona que en concentraciones bajas produce mayor crecimiento,
pueda usarse como heroicidad?
4. ¿En cuál tejido se efectúa principalmente el traslado de hormonas en la planta?
5. ¿Cuáles son las principales aplicaciones del etileno en la agricultura?
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WORK PAPER # 8
UNIDAD O TEMA: FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN
TITULO: Respiración
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
La respiración aeróbica es realizada a nivel celular, por aquéllos organismos que pueden utilizar el
oxígeno atmosférico en la combustión de moléculas como la glucosa, para la obtención de la energía
que requieren las células. La energía que se obtiene de la respiración es "administrada" por una
molécula conocida como ATP.
La respiración celular tiene lugar en tres etapas (glucólisis, ciclo de Krebs y cadena respiratoria), y se
lleva a cabo con la intervención de una estructura celular especializada: la mitocondria.
Las dos primeras etapas de degradación de la molécula de glucosa (glucólisis y ciclo de Krebs) se
llevan a cabo sin la intervención del oxígeno. Es hasta la tercera etapa (cadena respiratoria) donde
interviene el oxígeno.
Durante la glucólisis la célula hace reaccionar a la glucosa con la presencia de dos moléculas de
adenosín trifosfato (ATP) formando un azúcar difosfatado y liberando dos moléculas de ADP (adenosín
difosfato, que han dejado dos ácidos fosfóricos en el azúcar). Esta molécula difosfatada se rompe por
la acción de enzimas y forma dos moléculas de 3 carbonos. Cada molécula de 3 carbonos reacciona
incorporando un fósforo inorgánico, formándose así dos moléculas de 3 carbonos, difosfatadas.
A partir de ese momento, cada una de las moléculas de 3 carbonos reacciona en presencia de ADP,
formando 4 ATP. El resto (dos moléculas de 3 carbonos sin ácidos fosfóricos) se conocen como ácidos
pirúvicos.
La segunda etapa de degradación de la molécula de glucosa se inicia a partir del ácido pirúvico. Este
reacciona con una molécula de Acetil-coenzima A y libera un CO2. El Acetil-coenzima A se retira, se
desprende CO2 y la molécula de dos carbonos que resta, se une a una de 4 carbonos (ácido
oxalacético) formando el ácido cítrico. Posteriormente la molécula desprende nuevamente una
molécula de CO2 que se libera (éste es el que se exhala a la atmósfera), y forma una molécula de 5
carbonos (el ácido cetoglutárico) desprendiendo H ++ que es captado por el aceptor NAD. De nuevo se
libera CO2 y H++ (captado por el NAD) y energía suficiente para que el ADP forme ATP. Así se forman
el ácido succínico que regenera más tarde el ácido oxalacético cerrando un ciclo.
En este momento ya sólo queda de la glucosa inicial: ATP y NADH ++ (NADH2). El CO2 ha sido liberado
a la atmósfera con lo que todo el carbono y el oxígeno de esa molécula, son desechados. La última
etapa es iniciada por las moléculas de NADH2.
Ahora tienen lugar una serie de reacciones de oxidoreducción donde varias moléculas se oxidan y se
reducen en presencia de los H2. En cada reacción se libera energía (ya que todas las reacciones son
exergónicas) que es utilizada en la formación de moléculas de ATP. Como resultado final se obtiene
agua metabólica (H2O), cuando media molécula de O2 atmosférico reacciona con los H2 .
Si consideramos la degradación total de la molécula de glucosa y descontamos los 2 ATP que
entraron a ella al inicio de la glucólisis, la célula obtiene un total de 38 ATP.
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CUESTIONARIO DEL WORK PAPER´s:
1. ¿Por qué se utiliza la refrigeración para el almacenaje de frutas y vegetales?
2. Cite varias maneras en que usted procedería para disminuir la respiración de trigo almacenado en
un silo.
3. ¿Por qué las plantas pueden producir más materia seca (crecimiento) en un ambiente con días
calurosos y noches frescas que en un con días y noches calurosas?
4. ¿Por qué es necesario la presencia de oxigeno durante el almacenamiento de papas y otros
productos?
5. Indique varias maneras en que los tubérculos pueden producir alteraciones en su propio ambiente.
6. ¿Cuál es la adaptación anatómica más importante que permite a ciertas plantas vivir en pantanos u
otros lugares con poco oxigeno?
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DIF # 1
UNIDAD O TEMA: PROCESOS DE DIFUSIÓN Y OSMOSIS
TITULO: Leyes de la Termodinámica
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
La termodinámica tal como se la observa en los seres vivos, considerada sobre todo en torno a los
fenómenos de autoorganización de los sistemas complejos, que generalizan la segunda ley. Asimismo
se relaciona con el Principio de Le Chatelier generalizado para fenómenos complejos en condiciones
alejadas del equilibrio. En ambos casos los ejemplos más interesantes son los típicos de la vida.
Veamos esta lista secuencial de estados físicos y biológicos:
Entre el gas y el cristal hay una progresiva disminución de la entropía y aumento del orden topológico.
El cristal periódico (repetitivo) se caracteriza por su baja entropía y alto orden. Pero también tiene
bajos grados de libertad dinámicos (no se mueve ni tiene metabolismo). Entre el cristal periódico y el
DNA hay una diferencia notable: el DNA puede ser un cristal, pero su asimetría (la de sus átomos de
carbono) y su aperiodicidad facilitan que pueda ser informático, que muestre información, signos y
significado, los cuales no existen en el caso de un cristal clásico. Entre el DNA y el ser viviente la
diferencia estriba en sus ampliados grados de libertad dinámicos mostrados en sus estados químicos
internos y sobre todo en el sistema nervioso de una fracción del reino animal. Hay límites para esos
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grados de libertad en el ser vivo: ellos son una clara manifestación de la vigencia de la segunda ley en
el campo de la biología, ley que es la causa de dichas restricciones. Por ejemplo, de estas
restricciones básicas de la vida: límites a la eficiencia de la fotosíntesis, glicólisis, replicación y
reparación del DNA, mitosis y meiosis, desintoxicación celular.
Los sistemas vivientes representan el final más rebuscado de la secuencia. La termodinámica clásica,
que nació con el tratamiento de los gases (extremo izquierdo de la lista), debe sufrir algún cambio para
seguir ilustrando lo básico que pasa en un ser viviente (extremo derecho). Ese cambio es la transición
de la termodinámica clásica hacia la biotermodinámica.
Schrödinger, al estudiar la vida, consideraba la generación del orden a partir del orden y la del orden a
partir del desorden. El misterio del orden a partir del orden (misterio porque trivialmente la segunda ley
pide que el orden se desordene) fue develado por la biología molecular de Crick y Watson y sus
seguidores, al desentrañar estructura y funciones de los genes del DNA. En lo referente al misterio del
orden a partir del desorden, su estudio aclara el enlace entre la biología y las leyes termodinámicas. A
primera vista los sistemas vivientes desafían a la segunda ley clásica, que asegura que en los
sistemas cerrados la entropía o desorden debieran maximizarse. La desafían porque un ser viviente es
la antítesis de dicho desorden. Un ejemplo: la fotosíntesis de las plantas. Las plantas son estructuras
de alto orden biológico, estructuradas a partir de moléculas de gases y vapores atmosféricos
desordenados, de elementos químicos desordenados del suelo y de ondas electromagnéticas (luz),
que los físicos identifican como producto final de la entropía del universo, lo más desordenado
imaginable. La luz se degrada un poco más virando al infrarrojo. Un producto típico es C 6H12O6, la
glucosa, comparativamente ordenado. Aquí el orden surge del desorden. Se podría repetir el
argumento con la moneda de la energía, el ATP, que el reino animal sintetiza con esa misma glucosa.
Con la moneda de la energía y desorden aparece el orden, por ejemplo como producto del esfuerzo
muscular o del razonamiento humano.
Termodinámica quiere decir "dinámica de la Energía" - no del calor solamente como parecería y es una
de las ramas más importantes de la Física, ya que estudia las distintas formas de energía movimiento,
calor, luz, electricidad, magnetismo (o mejor dicho electromagnetismo) gravedad, etc.)
Las "leyes" son empíricas o sea, hasta donde podemos ver en todo el Cosmos, no se ha observado
excepciones a ellas y están tan arraigadas que hasta dan cuenta de porqué los seres biológicos nos
"degradamos" envejecemos y morimos.
La primera ley de la termodinámica señala que la energía no se crea ni se destruye sino que se
transforma. La segunda ley de la termodinámica enseña que cuando la energía se transforma de un
tipo en otro disminuye la cantidad útil, pues una parte se disipa en forma de calor. La tercera ley de la
termodinámica dice que la entropía de cualquier sustancia pura en equilibrio termodinámico tiende a
cero a medida que la temperatura tiende a cero.
TAREA DEL DIF:
El grupo construir una interpretación propia de una de las tres Leyes de la Termodinámica,
debiendo plantear ejemplos e interpretar el concepto de Energía Libre.
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DIF # 2
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UNIDAD O TEMA: ABSORCIÓN, CONDUCCIÓN Y PERDIDA DE AGUA
EN LAS PLANTAS
TITULO: Transporte de agua
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
Los animales poseen un sistema circulatorio que transporta fluidos, productos químicos y nutrientes
dentro de su cuerpo. Las plantas vasculares tienen un sistema análogo: el sistema vascular. El agua y
los minerales son incorporados por las raíces. El extremo de cada raíz presenta varias zonas: el ápice
donde se encuentra el meristema apical radicular, responsable del crecimiento en longitud de la
misma, se halla cubierto por una caliptra que lo protege de las partículas del suelo. A continuación se
observa una zona de alargamiento, generada por la actividad mitótica del meristema. Se continúa una
zona de los pelos absorbentes. Los pelos de las raíces son extensiones unicelulares de las células
epidérmicas que poseen una pared muy fina y tienen vida efímera (1-3 días). Esto aumenta el área de
la superficie y permite una absorción más eficiente del agua y los minerales.
El agua y los nutrientes minerales disueltos entran en la planta por dos rutas. En la ruta intracelular o
SIMPLASTO el agua y solutos seleccionados pasan a través de las membranas celulares de las
células que forman la epidermis de los pelos de la raíz y, a través de los plasmodesmos a cada célula
hasta llegar al xilema. En la ruta extracelular o APOPLASTO, el agua y los solutos penetran a través
de la pared celular de las células de los pelos de la raíz y pasan entre la pared celular y la membrana
plasmática hasta que encuentran la endodermis, una capa de células que deben atravesar hasta llegar
al xilema.
La endodermis contiene una cinta de material impermeable (suberina) conocida como la banda de
Caspary que fuerza agua a través de las células endodérmicas y de esta manera, regulan la cantidad
de la misma que llega al xilema. Solo cuando la concentración de agua dentro de las células
endodérmicas caen debajo de los valores de los de las células parenquimatosas del córtex, el agua
fluye a la endodermis y luego al xilema.
Si el agua absorbida por los pelos radicales que llega a atravesar la endodermis continuara pasando
de célula a célula, el transporte sería muy lento (y dependería también del tamaño del vegetal), por lo
que las plantas han desarrollado para ello tejidos conductores. Hay dos tipos de materiales a
transportar y a cada uno de ellos corresponde un tejido encargado de transportarlo:
Xilema o leño: transporte ascendente de agua e iones desde la raíz.
Floema: transporta materia orgánica de las partes verdes a los distintos órganos.
El xilema al llegar a su madurez funcional está constituido por células muertas y alargadas que, al no
tener contenido citoplasmático, facilitan el transporte. Este tejido está formado por células conductoras,
las traqueidas cuyo largo es del orden de los milímetros y los miembros de vasos (o vasos
propiamente dichos), cuyo largo es de centímetros y a veces de metros. El diámetro funcional de los
vasos es mayor que el de las traqueidas, carecen de paredes terminales por lo que son
funcionalmente más eficientes. El agua asciende por el xilema por la fuerza de la transpiración, agua
que se pierde por las hojas. Una planta madura de maíz puede transpirar 16 litros de agua por
semana. Los valores pueden ser mayores en zona áridas.
Las moléculas de agua esta unidas unas a otras por puente hidrogeno. El agua que se pierde a nivel
de las hojas produce la difusión de moléculas de agua adicionales provenientes del xilema de las
hojas, creando un arrastre de las moléculas de agua a lo largo de la columna de agua que se
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encuentra en el xilema. Este "arrastre" permite que el agua pueda llegar desde las raíces a las hojas.
La perdida de agua del xilema de la raíz produce el paso de agua desde la endodermis al xilema de la
raíz.
La cohesión es la capacidad de permanecer juntas que tienen ciertas las moléculas de la misma clase.
Las moléculas de agua son polares, poseen polos, uno ligeramente positivos y el otro ligeramente
negativo, lo que causa su cohesión. En el interior del xilema, las moléculas de agua se comportan
como una larga cadena que se extiende desde las raíces hasta las hojas.
La adhesión es la tendencia de permanecer juntas que tienen ciertas moléculas de diferentes clases.
El agua se adhiere a las moléculas de celulosa de las paredes del xilema contrarrestando de esta
manera la fuerza de la gravedad y ayudando, por lo tanto al ascenso del agua por el xilema.
La transpiración "tira" la columna de agua que se encuentra dentro del xilema. Las moléculas de agua
que se pierden son reemplazadas por el agua del xilema de las hojas, causando un arrastre de agua
en el xilema. La adhesión del agua a las paredes celulares del xilema facilita el movimiento hacia
arriba dentro del mismo. Esta combinación de fuerzas adhesivas y cohesivas explican la forma en que
se mueve el agua y dan el nombre a la teoría.
En la mayor parte de los ambientes, la concentración de agua en el exterior de las hojas es inferior a la
que acontece en su interior, esto causa una pérdida de agua a través de aperturas en las hojas
conocidas como estomas. Las células oclusivas son células de la epidermis con forma de medialuna
que forman el estoma y regulan el tamaño de su apertura, llamada ostíolo. En conjunto, las células
oclusivas y anexas (si las hubiera) conforman el aparato estomático.
La pared interna de la célula oclusiva es mas gruesa que el resto de la pared. Cuando una célula
oclusiva permite el paso de iones potasio, el agua se mueve hacia el interior de la célula poniéndola
turgente y abultada, produciéndose la apertura del estoma. Cuando el potasio abandona las células
oclusivas, también lo hace el agua, causando la plasmólisis de la célula y el cierre del estoma. Los
estomas ocupan el 1% de la superficie celular, pero son responsables del 90% de la pérdida de agua
en la transpiración.
TAREA DEL DIF´s:
El equipo de trabajo revisará la literatura y realizará un trabajo donde esquematice las tres vías por
donde transita el agua en forma horizontal desde los pelos absorbentes y el xilema
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DIF # 3
UNIDAD O TEMA: FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN
TITULO: Fotosíntesis
FECHA DE ENTREGA:
PERIODO DE EVALUACIÓN:
ASPECTOS GENERALES
La vida en la tierra depende fundamentalmente de la energía solar, la cual es atrapada mediante el
proceso fotosintético, que es responsable de la producción de toda la materia orgánica que
conocemos. La materia orgánica comprende los alimentos que consumimos diariamente tanto nosotros
como los animales, los combustibles fósiles (petróleo, gas, gasolina, carbón); así como la leña,
madera, pulpa para papel, inclusive la materia prima para la fabricación de fibras sintéticas, plásticos,
poliéster, etc.
La cantidad de carbono fijado por la fotosíntesis es espectacular, como lo demuestran las cifras de la
producción anual de materia orgánica seca, estimada en 1,55 x 10 11 toneladas, con aproximadamente
60% formada en la tierra, el resto en océanos y aguas continentales.
Los organismos que en el curso de la evolución aprendieron a usar la energía solar y a transformarla
en energía química son los llamados autótrofos, que están representados por bacterias y organismos
del Reino Vegetal.
FASES DE LA FOTOSÍNTESIS
La fotosíntesis es un proceso que ocurre en dos fases. La primera fase es un proceso que depende
de la luz (reacciones luminosas), requiere la energía directa de la luz que genera los transportadores
que son utilizados en la segunda fase. La fase independiente de la luz (reacciones de oscuridad), se
realiza cuando los productos de las reacciones de luz son utilizados para formar enlaces covalentes
carbono-carbono (C-C), de los carbohidratos. Las reacciones oscuras pueden realizarse en la
oscuridad, con la condición de que la fuente de energía (ATP) y el poder reductor (NADPH) formados
en la luz se encuentren presentes. Investigaciones recientes sugieren que varias enzimas del ciclo
de Calvin, son activadas por la luz mediante la formación de grupos -SH ; de tal forma que el termino
reacción de oscuridad no es del todo correcto. Las reacciones de oscuridad se efectúan en el
estroma; mientras que las de luz ocurren en los tilacoides.
REACCIONES DE LUZ
En los procesos que dependen de la luz (reacciones de luz), cuando un fotón es capturado por un
pigmento fotosintético, se produce la excitación de un electrón, el cual es elevado desde su estado
basal respecto al núcleo a niveles de energía superior, pasando a un estado excitado. Después de
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una serie de reacciones de oxido-reducción, la energía del electrón se convierte en ATP y NADPH.
En el proceso ocurre la fotólisis del agua, la que se descompone según la ecuación:
0,5 O2 + 2 H+ + 2 electrones.
H2 O + cloroplasto + fotón
En la reducción de un mol de CO2 se utilizan 3ATP y 2 NADPH, que a través de una serie de
reacciones enzimáticas producen los enlaces C-C de los carbohidratos, en un proceso que se
efectúa en la oscuridad.
En las reacciones de oscuridad, el CO2 de la atmósfera (o del agua en organismos fotosintéticos
acuáticos/marinos) se captura y reduce por la adición de hidrógeno (H + ) para la formación de
carbohidratos [ ( CH2 O )] . La incorporación del dióxido de carbono en compuestos orgánicos, se
conoce como fijación o asimilación del carbono. La energía usada en el proceso proviene de la
primera fase de la fotosíntesis. Los seres vivos no pueden utilizar directamente la energía luminosa,
sin embargo a través de una serie de reacciones fotoquímicas, la pueden almacenar en la energía de
los enlaces C-C de carbohidratos, que se libera luego mediante los procesos respiratorios u otros
procesos metabólicos.
FOTOSISTEMAS
En la fotosíntesis cooperan dos grupos separados de pigmentos o fotosistemas, que se encuentran
localizados en los tilacoides. Muchos organismos procariotes solamente tienen el fotosistema I (es el
más primitivo desde el punto de vista evolutivo).
Los organismos eucariotes poseen los fotosistemas I y II. El fotosistema I está asociado a las formas
de clorofila a, que absorbe a longitudes de onda de 700 nm ( P700 ), mientras que el fotosistema II
tiene un centro de reacción que absorbe a una longitud de onda de 680 nm ( P 680 ). Cada uno de
estos fotosistemas se encuentra asociado a polipeptidos en la membrana tilacoidal y absorben
energía luminosa independientemente. En el fotosistema II, se produce la fotólisis del agua y la
liberación de oxígeno; sin embargo ambos fotosistemas operan en serie, transportando electrones, a
través de una cadena transportadora de electrones. En el fotosistema I se transfieren dos electrones
a la molécula de NADP+ y se forma NADPH, en el lado de la membrana tilacoidal que mira hacia el
estroma..
En base a la formula química simplificada de la fotosíntesis construya su propia interpretación de
este proceso en los vegetales.
Luz
6CO2 + 6H2O  C6H12O6 + 6 O2
Clorofila
TAREA DEL DIF´s:
El grupo deberá explicar en sus propias palabras la ecuación de la fotosíntesis y socializarla en el aula.
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VIII. PRÁCTICA DE LABORATORIO.
Laboratorio 1: FACTORES QUE INFLUYEN EN LA VELOCIDAD DE LA DIFUSIÓN
OBJETIVO.En este experimento se estudiaran los factores que intervienen en la velocidad de la difusión
anteriormente mencionados como:
A.
B.
C.
D.
Tamaño de las partículas
Temperatura
Concentración
Velocidad de la difusión con relación al tiempo
Existen otros factores que también pueden hacer variar la velocidad de difusión, tales como la presión
a que esta sujeto el sistema; la densidad de las sustancias y su solubilidad; cualquier fuerza de
absorción entre las partículas; p. e. de naturaleza eléctrica o coloidal, que impide su libre movimiento,
etc.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
Para el estudio de la difusión en este experimento se usara un gel en lugar de agua pura. En esta
forma se impide que el contenido de los tubos pueda mezclarse a consecuencia de movimiento
involuntario: por otra parte, debido ala gran cantidad de agua que hay entre las micelas coloidales, el
gel no constituye un gran obstáculo para el movimiento de las partículas que se difunden. Debe
recordarse que es necesario preparar los tubos con la gelatina anticipadamente para que esta se
encuentre solidificada al iniciar el experimento.
a) INFLUENCIA DEL TAMAÑO DE LA PARTÍCULA.Tome cuatro tubos con gelatina, y llene 2 cm. En el espacio libre en cada una con una disolución de
los colorantes que se indican a continuación. Asegúrese de que queda un espacio libre de 1 cm.
Aproximadamente sobre las disoluciones una vez que los tubos han sido bien rapados.
Tubo 1. 0,01 M Crisoidina Y (Peso molecular 248)
2. 0,01 M Eosina Y (peso molecular 691)
3. 0,01 M Rojo de Congo (Peso molecular 697) (Tiene propiedades coloidales)
4. 0,01 M Eritrosina b (peso Molecular 897)
Anote en cada tubo el colorante agregado y lo hora y fecha de iniciación. Después de transcurridos los
días indicados en el Cuadro que sigue, y siempre a la misma hora, determina la velocidad de la
difusión, midiendo las distancias recorridas por las partículas en cada tubo. Las medidas pueden
efectuarse fácilmente invirtiendo los tubos, asegurándose antes de que estén bien tapados. La
exactitud de las medidas debe ser de +- 1mm; conceda especial importancia a las medidas del primer
día.
Calcule teóricamente las distancias recorridas por difusión por medida de la ecuación siguiente:
d=a+ t
a = distancia recorrida
b = factor de proporcionalidad, en este caso la distancia del primer día.
c = tiempo (en días)
b) EFECTO DE LA TEMPERATURA
Tome dos tubos con gelatina y llene el espacio libre con una disolución de eosina Y o eritrosina B al
0,01 M. coloque uno de los tubos en un refrigerador, deje el otro sobre la mesa. Mida la distancia a
que se difunde el colorante en ambos tubos, haciendo las lecturas siempre a la misma hora en los
intervalos indicados. Anote la temperatura del interior del refrigerador y del ambiente de la mesa. Con
los valores obtenidos calcule el coeficiente de temperatura * para 10º C.
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c) INFLUENCIA DE LA CONCENTRACIÓN
Tome dos tubos con gelatina y en forma similar, en un tubo llene el espacio libre con una disolución de
eosina Y al 0,01 M. y en el otro con una disolución del mismo colorante dilatado 10 veces, ósea al 0,01
M. compare las distancias recorridas por la eosina en un día, varios días y una semana.
d) VELOCIDAD DE LA DIFUSIÓN CON RELACIÓN AL TIEMPO
En la probeta graduada vierta unos 10 ml. De una disolución de eosina Y al 0,01M en el espacio libre
que queda sobre la gelatina. Tape el cilindro: Anote la lectura inicial (la gelatina al enfriarse se contrae
un poco) y efectué las lecturas siguientes, utilizando la graduación del cilindro como medida relativa de
la distancia de la difusión del colorante. Mantenga el cilindro en un lugar en que la temperatura sufra la
menor fluctuación posible.
Laboratorio 2: A. DEMOSTRACIÓN Y MEDICIÓN DE LA OSMOSIS
OBJETIVO.En la primera parte de este experimento se efectuara una demostración de la osmosis. Para tal fin se
utilizaran disoluciones de dos situaciones que en contactos forman un precipitado insoluble y poroso
que sirve de membrana semipermeable.
En la segunda parte una de estas membranas, que por si misma es muy frágil, se sostendrá por medio
de un material poroso permeable, como celofán, para poder medir en forma demostrativa la presión
desarrollada en un osmómetro.
PROCEDIMIENTOS Y RESULTADOS
a) DEMOSTRACIÓN DE LA OSMOSIS
Membrana formada por ferrocianuro de cobre.
Llene un frasco con una disolución al 2% de sulfato de cobre en agua destilada. Eche, sin agitar, un
cristal de ferrocianuro de potasio y observe bien durante algún tiempo lo que sucede.
b) EL OSMOMETRO
Corte un pedazo de tubo de celofán de unos o 12 a 15 cm. De largo. Con un hilo fuerte cierre un
extremo herméticamente, teniendo cuidado de no cortar el celofán con el hilo. Llene el tubo arreglado
así con una disolución que contiene azúcar al 0,1 molal y ferrocianuro de potasio al 0.125M. Con otro
hilo amarre ese deposito de celofán a un tubo de vidrio cuyo extremo inferior esta rodeado por un tubo
corto de goma para facilitar la unión. A este hilo se le darán cuantas vueltas sean necesarias para
asegurar una conexión hermética. Evite la formación de burbujas dentro del sistema. Lave el depósito
de celofán por fuera muy cuidadosamente con agua y sumérjalo en su totalidad en una disolución de
sulfato de cobre al 0,25 M sin que toque las paredes o el fondo del recipiente. Fije el tubo de vidrio en
posición vertical por medio de una prensa sostenida en un soporte.
Observe el ascenso de la disolución en el tubo de vidrio y mida la altura máxima que alcanzara el
menisco. Calcule a cuantas atmósferas corresponde este valor a la temperatura (medida) ambiente del
osmómetro, expresado en grados absolutos. Divida el valor obtenido entre el factor T/273, siendo T la
temperatura del ambiente expresado en grados absolutos, para obtener la presión a 0º C. Calcule
también los valores de la presión a 50º C y a -25º C.
Al comenzar el experimento con el osmómetro ¿hubo también difusión de agua a través de la
membrana desde la disolución de azúcar hacia el medio exterior? (No hay que tomar en cuenta la
concentración del sulfato de cobre y la del ferrocianuro de potasio, ya que las dos se equilibran; ambas
sustancias sirven solamente para formar y mantener la membrana semipermeable, sostenida por el
tubo de colofón; sin interferir en los fenómenos asmáticos).
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En lugar de la disolución de azúcar se hubiera usado una de igual modalidad de cloruro de sodio, que
es un electrolito (se disocia en iones al formar la disolución), ¿Cuál hubiera sido la altura máxima
(teórica) que hubiera alcanzado el menisco (en comparación con la teórica del azúcar)?
Laboratorio 2: B. ACTIVIDAD Y EQUILIBRIO OSMÓTICO
OBJETIVO.En la primera parte del experimento se observara la actividad osmótica de la sacarosa en comparación
con la del almidón, que es una sustancia coloidal (macromolecular).
En la segunda parte se estudiara la influencia de la inactivacion de las partículas de un soluto por
combinación con las de otra sustancia en la concentración osmótica del sistema.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) DEMOSTRACIÓN DE LA ACTIVIDAD DE LA SACAROSA Y DEL ALMIDÓN
Toma dos zanahorias grandes y haga un hueco cónico de una profundidad de 3 a 4 cm. En el corazón
de cada una de ellas, dejando paredes delgadas pero intactas. Llene la cavidad de una de las
zanahorias con sacarosa y la de la otra con almidón. Mantenga las zanahorias verticalmente en un
soporte durante el experimento. Anote las observaciones después de varias horas, un día y varios
días.
Finalmente sustituya la disolución que causo plasmolisis en casi todas las células, por agua de grifo,
enjuagando bien el tejido para remover la disolución de sacarosa. Seque con papel de filtro el exceso
de agua, cúbralo de nuevo con un cubreobjeto y observe el tiempo necesario para que la plasmolisis
desaparezca (despasmòlisis).
Molalidad que causo plasmolisis:
Tiempo necesario para la deplasmolisis.
Discusión de los resultados.
Laboratorio 3: ALGUNAS PROPIEDADES DE LOS COLOIDES
OBJETIVO.En la primera parte del experimento estudiara la influencia de la capa de agua de hidratación sobre la
estabilidad de un sistema, por medio de la deshidratación de coloides hidrófilos (que tiene afinidad con
el agua). La diferencia entre precipitación y coagulación se demostrara por medio del uso de distintas
coloides son tan pequeñas que pasan a través del papel de filtro, pero son visibles por la dispersión de
luz al ser iluminados con un haz luminoso fuerte.
En la segunda parte se demostrara el efecto de la temperatura sobre la estabilidad de algunos
sistemas coloidales. Como se ha mencionado anteriormente, en el caso del protoplasma, temperaturas
relativamente bajas son letales. Al morir por coagulación a causa de una temperatura excesivamente
alta o baja, el protoplasma se vuelve permeable y deja que se difundan hacia fuera muchas sustancias
del jugo celular, tales como los pigmentos antocianas. Su difusión sirve por lo tanto como indicación de
la muerte de las células del tejido.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) EFECTOS DE LA DESHIDRATACIÓN
Prepare:
1.- disolución acuosa de goma arábiga al 3%
2.- Disolución de clara de un huevo suspendido en unos 50 ml. De agua.
3.- Disolución acuosa de gelatina al 2%
Vierta unos 5 ml. de cada disolución en tubos de ensayo y agregue cetona poco a poco hasta que el
contenido de los tubos se ponga turbio, lo que significa que las partículas están coaguladas o
precipitadas.
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No use una cantidad excesiva de acetona. Luego agregue agua destilada a los tubos para ver si los
coloides se pueden suspender de nuevo.
b) TAMAÑO DE LAS PARTÍCULAS COLOIDALES Y EFECTO DE TYNDALL
Filtre 10 ml. de la disolución de gelatina a través de un papel de filtro. Recoja el filtrado en un tubo de
ensayo y agregue acetona. Observe si ocurre precipitación.
Coloque un tubo de ensayo lleno de la disolución de clara de huevo en un rayo de luz fuerte, por
ejemplo un rayo solar o de un proyecto. Observe de lado el efecto de Tyndall. (turbidez)
c) EFECTOS DE LA TEMPERATURA
1.- Vierta de 10 a 15 ml. de las disoluciones coloidales anteriores en tubos de ensayo. Caliente hasta
que el contenido hierva. Observe cualquier cambio en la apariencia de las disoluciones.
2.- Corte trozos de unos 4 a 5 cm. De largo y 1 x 1 cm. De sección transversal de la raíz de una
remolacha roja. Lave los trozos cuidadosamente con agua de grifo para remover los contenidos de las
células heridas.
Caliente agua de grifo en un vaso hasta una temperatura exacta de 70ºC (use un termómetro). Retire
el agua del fuego y ponga un trozo de remolacha en el vaso. Después de un minuto exacto saque el
pedazo de remolacha y colóquela en un tubo de ensayo; agregue agua fría de grifo hasta cubrirlo.
Enfrié el agua del vaso a 65º; 60º; 55º; 45º; 40º; 35º c y repita el proceso con cada una de esas
temperaturas.
En otro vaso con agua de grifo ponga unos pedazos de hielo para obtener una temperatura de 0ºC.
Sumerja un trozo de remolacha por un minuto y luego introduzca en un tubo de ensayo con agua fría
de grifo.
Deje en el compartimiento de congelación de u n refrigerador un trozo de remolacha hasta que esté
congelado. Luego colóquelo en un tubo de ensayo con agua fría de grifo.
Agite los tubos y observe después de una, dos, y cuatro horas en cuales tubos hay difusión del
pigmento antociano hacia el agua que esta alrededor del trozo de remolacha.
Difusión después
de
Temperatura en ºC
70
1 hora
2 hora
4 hora
65
60
55
50
45
40
35
0
Si
No
Si
No
Si
No
Laboratorio 4y 5: IMBIBICIÓN
OBJETIVO
El estudio de la imbibición permite observar lo siguiente:
 Contracción del volumen total del sistema mientras que el volumen del coloide aumenta.
 Aumento de temperatura del sistema coloidal durante la imbibición.
 Al limitar el espacio disponible durante la imbibición, se desarrolla una presión.
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Congelado
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 En muchos sistemas coloidales la energía cinética de las partículas determina que su estado sea gel
o sol; esto se comprobará transformando uno en otro por medio de calentamiento.
 Mientras que en algunos coloides como las semillas, la imbibición es limitada, en otros, como la cola
de carpintero, es ilimitada.
 La absorción de agua por una sustancia porosa, como la tiza, no es una forma de imbibición.
 Se investigará el efecto de tres factores importantes en la imbibición: temperatura,
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) CAMBIOS DE VOLUMEN
Pese de 70 a 80 g de semillas de fríjol previamente secadas a 105ºC durante varias horas y enfriadas
en un desecador. Póngalas en un matraz aforado de 250 ml y agregue agua destilada recién hervida y
enfriada en cantidad suficiente para cubrir bien las semillas, y agite un rato vigorosamente para sacar
cualquier burbuja de aire que haya. Complete después el volumen con la misma clase de agua
exactamente hasta la marca del matraz. Marque en la pared exterior del matraz la altura hasta donde
llegan las semillas.
Llene otro matraz de 250 ml con agua exactamente hasta su marca; este matraz servirá como testigo
para detectar cambios de temperatura durante el experimento.
Observe cualquier cambio en el volumen total del sistema y de las semillas, después de 2, 6 y 12
horas.
b) AUMENTO DE TEMPERATURA
Seque unos 30 g de almidón a 105ºC durante varias horas. Enfríelo en un desecador hasta la
temperatura ambiente. Mida 30 ml de agua y tome su temperatura. Ponga el almidón seco en una
botella termos. Introduzca el termómetro y tome la temperatura del almidón. Después, manteniendo la
botella termos inclinada, vierta rápidamente el agua sobre el almidón y agite vigorosamente con el
termómetro por tres o cuatro segundos, pero sin exceder este límite. Después de 10 segundos saque
el termómetro, lea rápidamente la temperatura, y sumérjalo inmediatamente otra vez en la mezcla.
Repita la lectura a los 20 a los 45 segundos, y a los 2 minutos.
Temperatura
almidón
del
Temperatura
del agua
Temperatura después de
20 seg.
20 seg.
45 seg.
2 min.
c) PRESIÓN DE IMBIBICIÓN
Prepara una pasta muy suave de yeso y llene con ella una pequeña caja de cartón u otro recipiente
hasta la mitad. Rápidamente coloque un puñado de semillas de fríjol bien secas en el centro de la
pasta y vierta sobre ellas el resto de la pasta hasta llenar el molde. Cuando el yeso esté firme, quite el
molde y mantenga el bloque bien mojado durante algún tiempo. Observe después de varias horas.
d) EFECTO DE TEMPERATURA
Llene un recipiente adecuado hasta la mitad con una disolución de agar al 3% y déjelo enfriar. Cuando
el agar está solidificado (gel) caliente el recipiente lentamente en un baño de agua caliente hasta que
su contenido empiece a licuarse. Con un termómetro mida la temperatura exacta del agar ya líquido.
Enfríelo nuevamente muy despacio, agitando el agar de vez en cuando con el termómetro. Cuando
empiece la transformación de sol a gel, determine la temperatura otra vez.
Temperatura a la cual el agar se transformó en sol:
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Temperatura a la cual el agar se transformó en gel:
e) IMBIBICIÓN LIMITADA E ILIMITADA
En un recipiente apropiado ponga unos 30 g de semillas secas de fríjol y cúbralas ampliamente con
agua. En otro recipiente similar ponga una cantidad igual de cola de carpintero y cúbrala también con
suficiente agua. Agregue un poco de timol a ambos recipientes y manténgalos en un lugar
moderadamente caliente (30º a 35ºC). Observe después de uno y de dos días los cambios de volumen
de ambos coloides.
A. Absorción de agua por una sustancia porosa
Tome una barra de tiza, pésela, mida su diámetro y su longitud y calcule su volumen. Sumerja la tiza
en un recipiente con agua y después de dos días tome otra vez su peso, después de secar
ligeramente su superficie. Repita también la determinación del volumen.
Tiza seca
Tiza
embebida
Peso (g)
Diámetro (mm)
Largo (mm)
Volumen (ml)
d) Efecto de la temperatura y de un soluto sobre la imbibición
Pese seis grupos iguales de 30 ó 40 g de semillas de fríjol o de maíz, previamente secadas durante
varias
horas a 50ºC y luego enfriadas.
Ponga cada grupo en un recipiente. Llene tres de estos recipientes con agua de grifo, cubriendo las
semillas ampliamente con el solvente. De los otros tres recipientes llene uno con una disolución de
cloruro de sodio al 5%, otro con una al 15% y el último con una al 30%. A cada recipiente agregue un
poco de timol para evitar el crecimiento de hongos y bacterias. Coloque uno de los recipientes con las
semillas en agua en el refrigerador, otro con agua en una incubadora a 40ºC y deje los demás sobre la
mesa. Usando un termómetro verifique la temperatura en los diferentes ambientes.
Después de dos días decante el líquido, seque las semillas con papel absorbente y pese los grupos
nuevamente. Calcule el porcentaje de agua embebida por las semillas con los diferentes tratamientos.
Pesos de los lotes
Tratamiento
Temperatura
Aumento %
Secos
Embebidos
Agua – refrigerador
Agua – mesa
Agua – incubadora
NaCl 5%
NaCl 15%
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NaCl 30%
Laboratorio 6: A. FENÓMENOS SUPERFICIALES
Objetivo
La tensión superficial permite el ascenso de agua en un tubo capilar o su absorción en material
poroso, la acción de jabones y detergentes, la formación de gotas, etc. En este experimento se
estudiarán algunos de estos fenómenos tales como: la acción de compuestos orgánicos que son en
parte polares (tienen un grupo hidrófilo como –OH, -COOH, -CHO, -SH, etc.) y en parte no polares
(contienen también un grupo no polar, hidrófobo, como –CH3. –CH2CH3, -C6H5, etc.) los cuales
reducen la tensión superficial del agua; la extensión sobre la superficie de agua de películas
monomoleculares de sustancias no miscibles con ésta; el tamaño de gotas en relación a la tensión
superficial (la gota se cae cuando la gravedad vence a la tensión superficial).
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) Tome una cápsula de Petri y después de limpiarla bien llénela con agua limpia. Pase un alfiler o
aguja varias veces por entre los dedos para engrasarla un poco. Con muchísimo cuidado coloque el
alfiler en la superficie del agua. Si se hunde, repita el proceso, haciendo flotar el alfiler en un pedazo
pequeño de papel periódico, el cual se hunde pronto dejando el alfiler a flote; o use unas pinzas finas.
Con el alfiler flotando efectúe los siguientes experimentos:
1.Añada poco a poco alcohol etílico de 95% al agua y observe
2. Después de lavar cuidadosamente la cápsula, haga flotar otra vez el alfiler sobre agua. Toque el
agua a unos 5 a 8 mm del alfiler con un fósforo y otro palito de madera mojado con aceite.
3.Después de lavar otra vez muy bien la cápsula repita la operación agregando esta vez, gota a gota,
una disolución concentrada de un detergente en agua.
b) Coloque un cristal grande de alcanfor en la superficie del agua en la cápsula de Petri, que
previamente ha sido bien lavada.
Observe lo que sucede. Luego toque el agua cerca del cristal con el fósforo mojado con aceite.
c. Llene una pipeta pecunia con agua y déjela vaciarse gota por gota. Cuente el número de gotas en 1
ml. Repita el procedimiento, usando esta vez alcohol etílico de 95% y luego una disolución de
detergente en agua.
Agua
Alcohol etílico
Agua con detergente
Nº de gotas por ml
B. ADSORCIÓN
Objetivo
Un buen ejemplo de adsorción es el descoloramiento de una disolución de un colorante por medio de
carbón activado.
En caso de que exista una diferencia de carga, como p.e. entre el azul de metileno y la celulosa, la
fuerza de adsorción puede ser muy grande. Esto se demuestra al tratar de lavar el colorante de la
celulosa por medio de agua caliente.
La cromatografía sobre papel se demostrará sumergiendo una tira de papel de filtro con un extremo en
una mezcla de dos colorantes de propiedades distintas.
Procedimiento y resultados
a) Prepara una disolución de eosina al 0.1%. Tome 2 ml de ésta y añádalos a 100 ml de agua.
Después de mezclar, divida la disolución en dos partes. A una parte agregue 0.5 g de carbón activado.
Agítelo por unos 15 segundos y después filtre. Compare el color del filtrado con el de la otra mitad de
la disolución.
Disolución
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Filtrado
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original
Color
b) Prepare una disolución de azul de metileno al 0.1% a 100 ml e agua agregue 2 ml de esa disolución
y 2 ml de la de eosina (véase parte A). Mezcle bien.
1.Sobre un embudo coloque dos papeles de filtro, uno encima de otro. Filtre parte de la mezcla;
compare el color del filtrado con el color original. Observe también el color del papel del filtro.
Disolución
original
Filtrado
Papel de
filtro
Color
2. Vacíe el resto de la mezcla de los dos colorantes en un frasco alto y angosto. Corte una tira de
papel de filtro de unos 5 cm de ancho y de unos 15 a 25 cm de largo (las medidas deben ajustarse al
tamaño del frasco). Introduzca un extremo de la tira en la disolución, sin que toque las paredes del
frasco. El otro extremo, fíjelo por doblamiento en la boca del frasco.
Observe el ascenso del agua y de los colorantes. Cuando el agua ha suido de unos 5 a 10 cm. Saque
la tira del recipiente. Después de una nueva observación, lave el papel con agua caliente y anote cuál
colorante se lava y cuál se adhiere fuertemente.
Distribución de los colorantes:
Azul de metileno
Eosina
Posición en la tira con
respecto al frente agua.
Laboratorio 7: CAPACIDAD DE CAMPO Y PUNTO DE MARCHITES PERMANENTE
Objetivo
Puesto que la capacidad e campo depende tanto de la estructura del suelo como del perfil,
lógicamente es imposible reproducir con exactitud las condiciones de campo al efectuar dicha
determinación en suelo traído al laboratorio, pues al sacarlo del campo sus propiedades físicas sufren
cambios profundos. Por lo tanto los valores obtenidos en este experimento son apenas
aproximaciones, pero sin embargo permiten ciertas conclusiones al comparar entre sí tipos de suelos.
Con los mismos suelos se efectuará también la determinación del punto de marchites permanente por
medio del cultivo de plantas, las cuales gradualmente extraen agua disponible. Los resultados
permiten apreciar claramente las diferentes cantidades de agua no aprovechable retenidas por los
distintos tipos de suelo analizados.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) CAPACIDAD DE CAMPO
Haga varias perforaciones con un clavo en los fondos de cuatro latas de tamaño apropiado. Llénelas
después con los siguientes tipos de suelo:
1. Suelo arenoso
2. Suelo limoso
3. Suelo arcilloso
4. Suelo orgánico
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Después de compactar los suelos (golpeando el fondo de las latas repetidas veces contra una
superficie), agregue poco a poco suficiente agua a la superficie del suelo hasta que el agua apenas
empiece a salir por las perforaciones del fondo. Tape las latas y déjelas reposar unos dos días sobre
papel absorbente.
Luego saque de cada lata una muestra de 50 a 100 g de la capa superficial del suelo, ponga cada
muestra en una bolsa de papel previamente pesada tome el peso exacto con el suelo mojado y
después seque los suelos en una estufa a 105ºC durante un día. Después de enfriarlos, vuelva a
pesar.
Tipo de suelo
Peso de
la bolsa
Peso del suelo
Húmero
Con bolsa
Sin bolsa
Con bolsa
Seco
Sin bolsa
Capacidad de
campo
1. Arenoso
2. Limoso
3. Arcilloso
4. Orgánico
b) Punto de marchites permanente
Con cada suelo usado anteriormente llene una bolsa de polietileno hasta un poco más de la mitad.
Arrolle los bordes de las bolsas para formar macetas y después de regar bien, siembre dos o tres
semillas o plantitas de maíz (semillas germinadas) juntas en el centro de cada bolsa. Continúe
regando hasta que las plantitas hayan alcanzado una altura de unos 10 cm. Espere unos días más y
luego cierre la boca de la bolsa alrededor de los tallitos y manténgala así con una banda de goma o
con un hilo. Tenga cuidado de no apretar demasiado los tallitos.
Tan pronto como las plantas estén bien marchitas, aun en una atmósfera saturada de agua, sáquelas
de cada bolsa con todas sus raíces. Después de introducir una muestra representativa (50 a 500 g) de
suelo de cada bolsa plástica en una bolsa de papel previamente pesada, determinar el peso húmedo
del suelo. Proceda a tomar el peso seco en igual forma como se hizo al determinar la capacidad de
campo.
Peso del suelo
Tipo de suelo
Peso de
la bolsa
Húmero
Seco
Con
Sin
Con
Sin
bolsa
bolsa
bolsa
bolsa
Punto de
marchites
permanente
Cantidad de
agua
aprovechable
como % de total
1. Arenoso
2. Limoso
3. Arcilloso
4. Orgánico
Laboratorio 8: CONDUCCIÓN DEL AGUA
OBJETIVO
Sumergiendo en agua una rama con parte leñosa (xilema) cubierta con parafina u otra sustancia
impermeable al agua, se nota que las hojas se marchitan, aunque la corteza (floema) se mantenga
descubierta. Por otra parte, si se cubre solamente la corteza, no ocurre tal marchitamiento. En esa
forma queda comprobada la importancia de las partes xilematica y floematica de los haces
conductores en la conducción del agua.
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Otra forma de comprobación seria introduciendo una rama o tallo en agua teñida con un colorante. Si
se corta el tallo al cabo de cierto tiempo se observara que se han coloreado principalmente los vasos
del xilema. Este experimento también permite estudiar la velocidad aproximada del ascenso del agua
en la planta.
En la segunda parte se demostrara la importancia de la transpiración en la conducción del agua. Si se
conecta una rama por medio de un tobo de vidrio largo a un recipiente con agua, la transpiración
causa el ascenso del agua en el tubo. Se puede comprobar que la fuerza elevadora es realmente de
carácter físico, y no debida a las células parenquimatosas vivas, pues una superficie porosa embebida
con agua también puede causar el ascenso del agua en el tubo, en igual forma como ocurre en la
rama viva.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) TEJIDOS CONDUCTORES DE AGUA
1.Corte dos ramas leñosas de un árbol o arbusto bajo agua. Con mucho cuidado sin lastimar la
madera, remueva unos 2 ó 3 cm. De corteza de una de las ramas. Después de secarla rápidamente
con papel absorbente, sumerja la parte leñosa expuesta en parafina derretida que no este muy
caliente tenga cuidado de no cubrir el corte de la corteza. Introduzca la base de la rama, preparada
de esa manera, en un recipiente con agua.
2.prepare 100ml. De una disolución de fucsina ácida al 0.5% en agua. Obtenga una planta herbácea,
preferiblemente con tallo translucido y con flores blancas, corte el tallo justamente sobre el punto de
la inserción de las raíces, manteniendo todo el tiempo el tallo de la planta sumergido en agua ,
introdúzcalo luego rápidamente en la disolución coloreada, observe el ascenso del agua y anote el
tiempo trascurrido hasta cuando el colorante llegue a las flores o al ápice, después corte el tallo en
varios lugares y examine con una lente de aumento o con un microscopio cuales de los tejidos se
colorearon.
b) TRANSPIRACIÓN COMO FUERZA IMPULSORA DE AGUA EN LA PLANTA.
1. En un Erlenmeyer hierva agua durante unos minutos. Déjela enfriar tapando la boca con un vaso de
precipitación invertido, este proceso expulsa al aire y otros gases disueltos.
Corte una rama leñosa de un arbusto o árbol bajo agua hervida para evitar la entrada de aire en los
vasos.
Dejando el corte constantemente bien mojado, amarre un pedazo de tubo de goma a la rama.
Inviértala y llene este tubo inmediatamente con agua hervida. Llene también un tubo de vidrio, de
pared gruesa, con agua hervida, usando como “tapón” provisional un pedazo de tubo de goma con
una prensa. Llene un recipiente pequeño con agua hervida. Conecte el tubo de vidrio con el tubo de
goma fijado en la rama, quitando al mismo tiempo el “tapón” del otro extremo. Introduzca el lado libre
del tubo de vidrio en el recipiente. En caso de que haya entrado alguna burbuja de aire, repita el
procedimiento. Fije la rama en posición vertical con una presa y un soporte. Finalmente llene el
recipiente más o menos hasta la mitad con mercurio limpio.
2.Llene una palangana pequeña, pero honda, de plástico flexible, con una pasta muy suave de yeso.
Golpee la palangana varias veces contra la superficie de la mesa para eliminar cualquier burbuja de
aire que pueda haber. Introduzca la boca de un embudo pequeño de vidrio en la pasta antes de
solidificarse, sumergiendo el borde unos 2 a 3 cm. En el yeso, pero teniendo cuidado de no
acercarlo demasiado al fondo de la palangana. Deje endurecer bien el yeso durante unas horas.
Después saque el yeso del molde y conecte el tubo del embudo por medio de un tobo de goma a
una trompa o a una bomba de vació. No olvide incluir en el último caso un frasco grande, sin nada,
que sirve de la trampa para evitar la entrada de agua a la bomba. Sumerja el yeso en agua hervida y
aspire hasta que el yeso este completamente con agua hervida; conéctelo por medio de un tubo de
goma con un tubo largo de vidrio, previamente llenado con agua en igual forma como se hizo en el
caso de la rama (figura 5 C). Si alguna burbuja entra en el sistema repita el proceso. Observe y
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compare el ascenso del mercurio en las dos preparaciones. Si al comienzo la velocidad del ascenso
no es grande, exponga la rama y el yeso a la corriente de aire de un ventilador.
Laboratorio 9: ESTOMAS Y TRANSPIRACIÓN
Objetivo.
Usando un colorante fuerte que se difunde en gelatina a través de un pequeño orificio, se puede
demostrar la forma hemisférica en que se difunden las partículas a través de los poros. Si existen
varios orificios pequeños separados por una distancia corta, se nota que la cantidad de colorante
difundida es relativamente grande, y no muy inferior a la que podría difundirse a través de un solo
orificio grande.
Para comparar la transpiración de hojas con la evaporación de una superficie igual de agua se corta
una hoja de su pecíolo se inserta en un recipiente con agua. Se mide la cantidad de agua perdida por
transpiración y la evaporada en otro recipiente con la superficie de agua expuesta. En caso del
recipiente con la hoja hay que tomar precauciones para impedir la evaporación del agua en que esta
sumergida.
Cuando el agua es abundante las estomas están abiertos en presencia de la luz y cerrados en la
oscuridad. Sin embargo, una hoja expuesta a la radiación solar intensa en un día caluroso tiene
frecuentemente las estomas cerrados por el déficit de agua. Este hecho puede comprobarse por medio
de la estimación comparativa de la transpiración, basada en el método del papel impregnado con
cloruro de cobalto. La sal, completamente seca, es de color azul. Como es un giroscópica absorbe
agua rápidamente, cambiando su color a rasado; la velocidad del cambio es proporcional a la cantidad
de agua absorbida.
Cuando se trata de una planta que tiene todas las estomas en el envés de las hojas, este método
también permite sacar conclusiones sobre la magnitud de la transpiración cuticular en la perdida total
de agua.
El grado de apertura de las estomas puede estimarse por medio de la penetrabilidad de líquidos de
diferente viscosidad.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) DIFUSIÓN A TRAVÉS DE ORIFICIOS
Prepare medio litro de una disolución de gelatina al 5% antes de que se solidifique, agregue un poco
de timol para su preservación. Distribuya la gelatina en dos recipientes apropiados. Cuando sus
contenidos estén firmes, corte dos discos de una lamina plástica delgada; el diámetro de los discos
debe ser unos pocos centímetros mayor que el de los recipientes. Inserte los discos en el recipiente
hasta llegar a la superficie de la gelatina, eliminando cualquier burbuja que quede debajo. La parte
sobresaliente del plástico se dobla de manera que quede pegada a la pared del recipiente,
formándose así un recipiente dentro de otro.
Por medio un estilete o aguja perfore el centro del disco plástico en uno de los recipientes. En el otro
disco haga una serie de perforaciones a una distancia aproximada de 1.5 cm. entre ellas, en línea
recta.
Prepare 100ml de una disolución de fucsina ácida al 0.5%. Vierta una cantidad suficiente de esta en
cada recipiente hasta cubrir por completo los discos plásticos y la pared del recipiente. Tape los
recipientes con papel de aluminio o con un pedazo de plástico para impedir la evaporación.
Espere hasta que la distancia recorrida por el colorante en la gelatina sea de unos 3 cm. Con mucho
cuidado remueva el disco plástico perforado después de quitar la disolución del colorante. Caliente las
paredes de los recipientes rápidamente sobre una llama hasta que sus contenidos salgan fácilmente al
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volcarlos sobre un papel, al igual que un pudín. Corte el primer bloque de gelatina exactamente en el
punto en el cual se inicio la difusión y el segundo en dirección de la serie de huecos.
b) TRANSPIRACIÓN EN COMPARACIÓN CON LA EVAPORACIÓN
Tome cinco vasos con una capacidad de 50ml. Llénelos con agua hasta 2 ó 3 cm. mas abajo del borde
y aplique los siguientes tratamientos:
1. Sin tratamiento, superficie de agua libre.
2. Cubra la superficie del agua con una capa delgada de aceite mineral.
3. Cubra el vaso con algodón, sin que este entre en contacto con el agua.
4. Inserte el pecíolo de una hoja en el agua y después cubra la superficie del agua con aceite
mineral.
5. Repita el tratamiento 4, pero con anterioridad cubra cuidadosamente ambas caras de la hoja con
vaselina.
Pese los recipientes y déjelos en un lugar que tenga buena iluminación. Determine aproximadamente
la superficie del agua y de las hojas. Después de los intervalos indicados, pese nuevamente.
Tratamiento Nº
Peso inicial (g)
Peso (g) después de 2
días
Superficie cm2
Perdida de agua
en g/cm2
1
2
3
4
5
c) IMPORTANCIA DE LAS ESTOMAS EN LA TRANSPIRACIÓN
Escoja y señale en un arbusto o árbol pequeño hojas bajo las siguientes condiciones:
1.
2.
3.
4.
En sombrea intensa.
Bajo poca sombra.
Expuestos a la luz del cielo, sin iluminación directa por el sol.
expuestos a pleno sol.
d) ESTIMACIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN.
Sin quitar las hojas de la planta, saque del frasco correspondiente dos papeles impregnados con
cloruro de cobalto, bien azules, y coloque los papeles lo mas rápidamente con vidrios de igual tamaño,
los cuales se fijan por medio de prensas de ropa no olvide tapar el frasco inmediatamente cada ves
que se saquen papeles. Repita el proceso con las demás hojas, anotando la hora exacta en que se
colocaron los papeles en cada una. Observe las hojas a menudo para determinar el tiempo necesario
para que el papel cambie su color a rosado.
En caso de que se haya usado una planta hispostomatica, el cambio debe de ocurrir primeramente en
el envés de la hoja. Trate de medir el tiempo necesario para que el papel en contacto con el haz de la
hoja cambie su color a causa de la transpiración cuticular. Debido a la humedad del aire que penetra
entre los vidrios ocurre un cambio gradual que empieza desde el margen del papel.
Determine la distribución de las estomas en la hoja en la manera siguiente: vierta unas gotas de una
disolución de colodión en ambas caras. Después de que se haya secado bien, quite la película
formada y examine la distribución de las estomas bajo un microscopio. Aunque con cierta limitación,
este método permite también medir el grado de la apertura de las estomas.
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e) ESTIMACIÓN DE LA APERTURA DE LAS ESTOMAS
Desoyes de haber obtenido los datos necesarios, quite los vidrios y papeles de las hojas. En las
mismas hojas o en otros de iguales posiciones con respecto a la luz que reciben, estime en forma
relativa la apertura de las estomas. Para ese fin coloque con un gotero unas gotas de lugol puro,
primera en el haz, luego en el envés de la misma hoja, en un punto diferente del tratado en el haz. Si
no hay infiltración, la cual es fácilmente apreciable por el cambio del color del parénquima de la hoja a
un verde mas intenso en el área infiltrada, siga probando las mezclas una por una en orden
decreciente de concentración del aceite, hasta llegar al jugo puro.
Posición de
hoja
Tiempo necesario para producir el cambio del
papel de cobalto
En el haz
En el envés
Liquido o mezcla que penetro
En el
haz
En el
envés
1
2
3
4
Laboratorio 10: ALGUNOS FACTORES QUE INFLUYEN EN LA TRANSPIRACIÓN
OBJETIVO
En este experimento se estudiara la influencia de dos factores ambientales importantes, la temperatura
de la hoja en relación con la del aire, y el efecto de una corriente de aire así como la combinación de
ambos. Para medir la transpiración se utilizara un potometro. El movimiento de una brújula a través del
tubo capilar del potometro indica la velocidad de la transpiración de agua de una rama cortada.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) Corte una rama leñosa debajo de agua hervida y enfriada. Sin dañar la corteza, introduzca su base
en unos de los agujeros abiertos en el tapón de goma del frasco; en el otro agujero se inserta un tubo
capilar. Sumerja el otro extremo del tubo capilar del potometro en un recipiente con agua y
manteniéndolo sumergido tape el frasco previamente llenado por completo con agua hervida con el
tapón con la rama, un lugar fresco, bien iluminado.
Después de unos diez a quince minutos saque del recipiente con agua el extremo del tubo capilar y
espere hasta que se haya formada una pequeña burbuja en el tubo; después sumérjalo de nuevo.
1. Mida la distancia recorrida por la burbuja en un intervalo apropiado (testigo).
2. Exponga la rama a una corriente de aire (ventilador).
3. Ilumine la rama con un bombillo que emita mucha radiación infrarrojo, mida la transpiración en
igual forma.
4. Como ultimo tratamiento combine iluminación y ventilación. No olvide esperar de cinco a diez
minutos después de someter la rama a un nuevo tratamiento para darle suficiente tiempo de
adaptarse a las nuevas condiciones. Exprese la velocidad de la burbuja en milímetros por minuto.
La disolución testigo a un vidrio colocado sobre papel blanco. Agregue igual cantidad de una
disolución de yodo en yoduro de potasio y observe la aparición del color característico. Tan pronto
como la prueba resulte negativa, repita con los demás tubos.
b. EFECTO DEL PH
Prepare una serie de disoluciones amortiguadoras con los siguientes valores de pH 2.6; 3.0; 4.0; 4.6;
5.0; 5.6; 6.0; 6.6; y 7.0. Transfiera 4 ml de cada disolución a tubos de ensayo. Agregue a todos 3ml de
una disolución de almidón al 1% y luego, rápidamente, unos 4ml del extracto de amilasa; anote el
tiempo.
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En forma similar a la descrita en A determine con intervalos de uno o dos minutos la presencia de
almidón en tubos con un pH de 4.6 y 5.0. Tan pronto como la reacción resulte negativa en uno o
ambos tubos, anote el tiempo transcurrido y proceda con los tubos de pH 4.0 y 5.6, determinando
también el tiempo necesario para la digestión completa del almidón en cada uno. Continué luego en
igual forma con los demás tubos hasta terminar con todos. Dibuje un grafico, indicando en la abscisa la
reacción del medio en los tubos, en orden creciente, y en la ordenada el tiempo transcurrido para
completar la reacción.
Tratamiento
Tiempo
Velocidad mm/
min
1. Testigo
2. Ventilación
3. Iluminación
4. Iluminación
y ventilación
Comparación
con el testigo
100%
Laboratorio 11: PIGMENTOS VEGETALES
OBJETIVO
Como separación cuantitativa de los pigmentos de los plastidios es un tanto difícil, no se tratara de
obtenerlos en forma pura, sino que este experimento se limitara a demostrar su presencia y a estudiar
algunas de sus características principales.
Al iluminar un extracto alcohólico crudo de los pigmentos con un haz de luz fuerte se nota claramente
la fluorescencia. La cromatografía sobre papel del estrato alcohólico permite reconoces fácilmente la
presencia de los pigmentos amarillentos y verdes. Las carotinas migran con igual velocidad que el
solvente mientras que las clorofilas se quedan atrás. Utilizando las pequeñas diferencias con respecto
a su solubilidad en solventes orgánicos con diferentes contenidos de agua, se trata de separar los
pigmentos. La molécula intacta, tanto de la clorofila a como de la b, es insoluble en agua; pero al
saponificarlas en clorofilita, alcohol metilico y fitol, los dos grupos carboxil de la clorofila permiten luego
su disolución en agua. También se demostrara la facilidad de la sustitución del átomo central por
hidrógeno y cobre.
PROCEDIMIENTOS Y RESULTADO.
Tome de 5 a 8 g de hojas verdes frescas. Sumérjalas unos dos minutos en agua hirviendo, a la cual se
ha agregado previamente un poco de carbono de calcio. Seque las hojas con papel absorbente y
tritúrelas en un mortero de porcelana con ayuda de un poco de arena de cuarzo. Agregue un poco de
alcohol etílico de 95% y siga triturando. Decante y filtre la disolución de pigmentos a través de un papel
de filtro. Agregue nuevamente un poco de alcohol al macerado y repita el proceso. No use más de
unos 80 a 100ml de alcohol en total.
a) Vierta parte del extracto preferiblemente en un frasco con lados planos y paralelos. Ilumine con luz
fuerte por medio de un haz paralelo. Observe la fluorescencia de las clorofilas.
b) De la misma disolución transfiera unos 20 a 30 ml a una cápsula de Petri pequeña. De un pliego de
papel de filtro corte una tira de unos 15cm de ancho y de 25 a 30 cm. de largo, y con ayuda de una
engrampadora forme un cilindro hueco.
Introduzca el cilindro en el extracto sin que toque la pared de la cápsula. Espere hasta que el estrato
haya ascendido de 2 o 3cm en el papel y entonces quítelo y séquelo. Introduzca luego el cilindro, con
la parte que contiene los pigmentos hacia abajo, en un frasco grande en cuyo fondo se ha colocado
0.5cm de alcohol etílico. Tape bien y observe el ascenso de los diferentes pigmentos en papel.
Cuando estos queden suficientemente separados interrumpa el experimento, saque el cilindro del
frasco, quite las grapas y observe y anote la secuencia de los pigmentos en el cromatograma.
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c) En un embudo de separación a unos 10 ml del extracto crudo de los pigmentos igual volumen de
gasolina blanca. Luego agregue unas gotas más de agua, agitando de nuevo.
Para una sedación mas completa proceda a lavar cada fase. Deje escurrir el alcohol del embudo en
otro recipiente. A la gasolina restante agregue unos 15 ml de alcohol etílico y unas gotas de agua;
agite y espere que los solventes s e separen. Una las dos porciones de alcohol. Recoja la fase de
gasolina con sus pigmentos en un recipiente aparte.
En el embudo agregue a la fase alcohólica unos 15 ml. De gasolina; mezcle bien y espere la
separación. Escurra el alcohol y una las dos porciones de gasolina. Repita el proceso si es necesario.
Guarde los extractos para una comparación posterior.
d) En un embudo de separación. Tome unos 20 a 25 ml de la fase de gasolina que contiene las
clorofilas y las carotinas (Parte C), y agregue igual volumen de una disolución de hidróxidos de potasio
al 30% en alcohol etílico de 95% Evite que se mezclen los dos líquidos. Observe el anillo de color
pardo en la zona interfacial.
Luego mezcle bien. Observe el cambio de verde a pardo, y luego nuevamente a verde, al pasar los
colorantes de la fase de gasolina a la fase alcohólica alcalina. Fíjese también en el color de la
gasolina. Deje escurrir la fase alcalina y mezcle una parte con agua para comprobar la solubilidad de
las clorofilas en agua. Compare los colores de la fase de gasolina, de las fases obtenidas en C., con el
color del extracto crudo original.
e) Diluya el extracto alcohólico crudo con alcohol etílico de 95% hasta que colocado en un tubo de
ensayo aparezca un verde claro, bien transparente. Con esta disolución haga las siguientes mezclas:
1)
2)
3)
4)
5ml del extracto + 1 ml H2o (control)
5ml del extracto + 1 ml hidróxido de sodio al 5%
5ml del extracto + 1 ml acido acético glacial
5ml del extracto + 1 ml CuSO4 al 5% + 1 ml ácido acético glacial
Nota: si la concentración de clorofilas en el extracto es muy alta, la coloración típica de las feofitinas no
aparece bien clara en el tubo 3.
Tubo 1
Tubo 2
Tubo 3
Tubo4
Laboratorio 12: ANTOCIANOS
OBJETIVO
En este experimento se comprobara que las diferencias de coloración no se deben exclusivamente a
la presencia de uno u otro antociano, o a un cierto tipo de mezcla de estos, sino también a la reacción
de jugo celular. Uno solo de estos pigmentos es capaz de desarrollar diferentes coloraciones según la
reacción (pH) del medio correspondiendo los colores tojo, violáceo y azulado a reacción ácida, neutra
y básica, respectivamente.
Conviene mencionar que los distintos tipos de antocianos tienen diferente color en un pH determinado.
El tratamiento con amoniaco tiende a intensificar la coloración de las hidrociflavonas y los flavonoles
en flores amarillentas y también a producir esa coloración a partir de la flovana en las flores blancas
que la contienen.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS.
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a) Prepare un extracto de antocianos en la forma siguiente: hierva por algunos minutos de 20 a 30 g
de un raspado de raíz de remolacha roja, con unos 100ml de agua destilada. Enfrié el extracto un
poco y filtre.
Tome unos 5ml del extracto en un tubo de ensayo. Por medio de un papel indicador determine su pH.
Después agregue, gota por gota, una disolución de ácido acético al 0.2 N. tan pronto como se note un
cambio en el color no agregue mas ácido. Efectué una nueva determinación de la reacción, y luego
continué con la adición del ácido para ver si ocurren otros cambios
En otro tubo de ensayo repite el procedimiento, añadiendo esta ves una disolución de hidróxido de
sodio al 0.1 N. En este caso deben ser ocurrir varios cambios sucesivos hasta que la disolución
adquiere finalmente un color amarillento.
Tratamiento
Extracto original
Con la
acético
adicción
de
Calor
Reacción (pH)
ácido
Con la adición de hidróxido de
sodio
b) El cambio de color de los antocianos a consecuencia de una variación de la reacción del medio
puede inducirse en los órganos vegetales mismos. Para esta comprobación se utilizaran flores rojas,
azules y blancas.
En un frasco pequeño con agua introduzca unas flores rojas, azules y blancas. Coloque el frasquito en
una cápsula de Petri de mayor tamaño que la base de frasco con las flores, y vierta en la cápsula un
poco de hidróxido de amonio concentrado. Tape todo con un frasco de vidrio invertido para crear una
atmósfera de vapores de amoniaco alrededor de las flores.
Repita el procedimiento, pero en lugar del hidróxido de amonio agregue un poco de ácido clorhídrico
concentrado.
Tratamiento
Rojas
Cambios de color observados en las flores
Azules
Blancas
Con hidróxido de amonio
Con ácido clorhídrico
Laboratorio 13: ENZIMAS
OBJETIVO
En este experimento se estudiaran algunos de los tipos mencionados de enzimas comunes en las
plantas. La acción de la inversa puede comprobarse por medio de la reacción Fehling, pues mientras
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que la sacarosa no reduce, los productos de la hidrólisis son azucares reductores, dando una reacción
Fehling positiva.
La presencia de oxidosas y peroxidasas se verificara por la oxidación de guayacol, derivado del fenol,
a un compuesto coloreado. Gracias a la desintegración rápida del peroxido de hidrogeno, es también
fácil de demostrar la presencia de la catalasa en un tejido vegetal.
Por ultimo se estudiara el grupo de enzimas llamadas dehidrogenosas (de la levadura), transfiriendo
hidrogeno de un substrato a un aceptor, en este caso el azul de metileno, el cual al ser reducido se
vuelve incoloro, y se auto-oxida en forma reversible en contacto con el oxigeno del aire.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS.
a) INVERTASAS
En un tubo de ensayo remoje una pequeña cantidad de levadura seca con unas gotas de toluol.
Después de esperar unos segundos, disuelva la levadura en unos pocos mililitros de agua destilada.
Repita, pero antes de disolverla, agregue una cantidad muy pequeña de sacarosa pura a la levadura
tratada con toluol. Para fines de comparación disuelva en otro tubo una cantidad igual de sacarosa en
un volumen igual de agua destilada. Mantenga los tubos a una temperatura de 40º a 45º C por varios
minutos. Luego efectué la reacción de Fehling en la forma siguiente: mezcle iguales volúmenes de las
disoluciones Fehling I y Fehling II. De esta mezcla añada a los dos tubos un volumen más o menos
igual al de la muestra. Caliente los tubos hasta que empiecen a hervir. Si la reacción es positiva se
formara un precipitado rojo-ladrillo.
b) OXIDASAS Y PEROXIDASAS.
Prepare un raspado de para y ponga pequeñas cantidades en dos tubos de ensayo. Agregue
suficiente agua destilada para cubrir el material. Al primer tubo añada unos 2ml de una disolución
acuosa saturada de guayacol. Observe el color marrón producido por las oxidasas.
Al otro tubo agregue primero unas gotas de una disolución recién preparada de goma guayaco al 2%
en alcohol etílico de 25% después añada un poco de peroxido de hidrogeno; compare el color antes y
después de la adición de este compuesto.
c) CATALASAS
Ponga en un tubo de ensayo un poco de raspado de papa y agregue varios mililitros de peroxido de
hidrogeno al 3% observe la liberación de oxigeno gaseoso.
d) DEHIDROGENASAS.
Llene un tubo de ensayo hasta la mitad con leche fresca, agregue un poco de levadura seca y una
cantidad muy pequeña de azúcar. Agite bien para que todo se disuelva. Luego, agitando
constantemente agregue, gota a gota, una disolución de azul de metileno al 0.1% en agua, hasta que
la leche adquiera una coloraron azul claro. Al final agregue suficiente acerté mineral para formar una
capa de aproximadamente 0.5cm de espesor sobre la leche. Sumerja el tubo en un baño de agua
caliente. Observe cuando el contenido esta descolorido, tape el tubo con un dedo y agite
vigorosamente. Observe lo que pasa devuelva el tubo al baño de agua.
Laboratorio 14: INFLUENCIA DE LA INTENSIDAD DE LA LUZ Y DE LA CONCENTRACIÓN DEL
CO2 EN LA FOTOSÍNTESIS
OBJETIVO
En este experimento se estudiara la importancia de la ley de los Factores Limitativos. Se puede
demostrara que si se aumenta la iluminación, la planta no puede aprovechar esa mayor cantidad de
energía disponible a menos que la concentración del anhídrido carbónico aumente al mismo tiempo
proporcionalmente, siempre que los demás factores no sean limitativos. Esta es una correlación que
con mucha frecuencia se observa en el campo.
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Al utilizar el conteo de burbujas de oxigeno desprendidas del tallo de una planta acuática como medida
de la fotosíntesis debe considerarse que varios factores, tales como el tamaño de las burbujas, su
composición química y la difusión de oxigeno en el agua, influyen en la formación de las burbujas.
Si no aparecen mas burbujas a baja intensidad de iluminación, esto no significa que ya se llego al
punto de compensación, pues aun puede difundirse oxigeno en el agua, sin que se formen burbujas.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
De una planta vigorosa de elodea corte con una navajilla una ramita de unos 10 a 15 cm. de largo.
Inmediatamente, fíjela suavemente a una varilla de vidrio por medio de un hilo que ha sido atado
anteriormente a esta. Introduzca en un recipiente sobre una mesa larga en un soporte adecuado de
manera que quede a la misma altura del objetivo de un aparato de proyección o de una lámpara
fuerte.
Coloque el proyector a 4 cm. de distancia del recipiente, tomando como puntos de referencia la
distancia entre el objetivo y la pared delantera del recipiente, enciéndalo y espere unos minutos hasta
que la velocidad de las burbujas de oxigeno, que salen del corte de la ramita, sea constante. Haga tres
recuentos de estas, cada uno de un minuto de duración. Acerque el proyector exactamente a la mitad
de la distancia, espere un tiempo adecuado y repita los recuentos. Continué acercando el proyector
en esta forma hasta llegar a una distancia de 12.5 cm. Tenga cuidado de que el agua no se caliente,
ya que la temperatura también afecta la intensidad de la fotosíntesis. Si la temperatura aumenta
apreciablemente, debe repetirse el experimento, usando un recipiente de mayor tamaño. Los conteos
también deben repetirse cuando el tamaño de las burbujas cambia durante el experimento.
Al terminar esta parte del experimento sustituya cuidadosamente, por medio de un sifón de vidrio o de
un tobo de goma, el agua por agua de grifo hervida y enfriada, teniendo cuidado de que esta tenga la
misma temperatura de la anterior. Apague la luz durante el cambio y trabaje rápidamente. Encienda
otra vez la luz y espere unos minutos para que la planta se adapte a las nuevas condiciones; repita el
proceso.
Sustituya luego el agua de grifo hervida por una disolución de bicarbonato de potasio al 0.5%. Haga
los conteos otra vez. Calcule la intensidad relativa de iluminación, tomando como base la intensidad a
0.125 m de distancia.
Intensidad
relativa de
iluminación
Distancia
1
2
Agua de grifo
Recuentos
3 Promedios
1
Agua hervida
Recuentos
2 3 Promedios
1
bicarbonato
Recuentos
2 3 promedio
4
2
1
0.5
0.25
0.125
Haga un grafico de los resultados obtenidos, anotando la intensidad relativa de la iluminación en la
abscisa y el número de burbujas en la ordenada.
Laboratorio 15: COCIENTE RESPIRATORIO Y MEDICION DE LA RESPIRACION
OBJETIVO
La primera parte del experimento se dedica al estudio del cociente respiratorio. Cuando dicho cociente
es exactamente 1 no se produce un cambio de volumen durante la respiración aeróbica (hasta
agotarse el oxigeno), igualándose la cantidad de CO2 liberado y de CO2 absorbido. Como se vera, tal
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es el caso de semillas que tienen almidón como sustancia de reserva. En las que contienen
principalmente grasas, el cociente será menor de 1, con el consiguiente cambio del volumen.
En la segunda parte se estudiara la diferencia de la intensidad respiratoria entre semillas secas y
embebidas, para lo cual se utilizara el cambio de alcalinidad al formarse carbonatos.
En material vegetal que respira poco, como en semillas secas, la determinación de CO2 desprendido
de una muestra pequeña es bastante difícil. Si se trata de averiguar solamente en forma cualitativa si
hay respiración o no, puede usarse una sustancia indicadora que cambie el color al actuar como
aceptor de hidrogenación. Para fin se usara cloruro de 2, 3, 5-trifeniltetrazolio, sustancia incolora, que
por hidrogenación, debido a la actividad de ciertas enzimas respiratorias, cambia a formazona, de
color rojizo. La reacción es muy usada para estimar la viabilidad de las semillas.
PROCEDIMIENTO Y RESULTADOS
a) COCIENTE RESPIRATORIO.
Obtenga semillas de maíz germinadas en las cuales la radícula este apenas visible, y escoja las 20
mejores. En una bureta de 25 ml introduzca 10 semillas y luego fíjelas con un poco de algodón en el
fondo.
En otra bureta ponga las semillas restantes en igual forma. En una tercera bureta con maíz en un
pequeño recipiente con KOH al 25%. Fije la bureta en esa posición por medio de una presa y un
soporte. En igual posición introduzca la otra bureta con maíz en un recipiente con mercurio y fíjela. La
que contiene ricinos debe sumergirse también en mercurio. Una bureta sin semillas, introducida en
agua, servirá como testigo para determinar cualquier cambio de volumen debido a fluctuaciones de
temperatura durante el experimento.
Con la ayuda de un tubo delgado de goma, introducido sobre la salida de la llave de la bureta, ajuste
con la boca en nivel del liquido en todas las buretas a la marca 0. Asegúrese de que las llaves estén
herméticamente cerradas. Observe después del tiempo indicad y anote cualquier cambio de volumen
que se produzca, utilizando la graduación de la bureta como medida.
Tratamiento
6 horas
12 horas
Observación después de:
1 día
2 días
4 días
1 semana
Testigo
Maíz en KOH
Maíz en Hg
Ricimus en Hg
b) MEDICIÓN DEL CO2 LIBERADO
Construya un aparato para la medición del CO2. Consiste de tres recipientes interconectados; el
primero, al lado de la entrada del aire, sirve para la absorción de hidróxido de bario, la cual absorbe el
CO2 producido por la respiración.
Llene las dos terceras partes del primer recipiente con una disolución de hidróxido de sodio al 25%,
recién preparada. Llene el frasco destinado a la muestra con 400 g de semillas de maíz secas. Deje el
tercer frasco vació. Por medio de una trompa o una pequeña bomba aspire aire por el sistema,
regulando la velocidad del flujo por medio de una prensa de tornillo hasta el punto en que le permita
distinguir cada burbuja formada al pasar el aire por el líquido del primer recipiente.
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Después de unos minutos interrumpa el flujo del aire e introduzca una parte alícuota (50 o 75) ml,
según la capacidad del recipiente de la disolución de hidróxido de bario en el último recipiente. Anote
el tiempo u continué apilando por espacio de una hora. Interrumpa otra vez el proceso, y con una
pinza saque del último recipiente una parte alícuota de 10 ml. En un pequeño recipiente, agregue a
esta unas 4 gotas de fenolftaleina en alcohol. Mezcle y titule contra una disolución de ácido clorhídrico
al 0.1 N hasta que justamente desaparezca el color rosado. Si no encuentra una diferencia marcada
entre el valor obtenido y la titulación del blanco, renueve la disolución de hidróxido de bario y repita el
proceso, aumentando el tiempo considerablemente.
Luego efectué una segunda medición usando semillas de maíz germinadas, provenientes de 100 g de
semillas secas que oportunamente fueron puestas a germinar. Tenga cuidado de reducir el tiempo a
unos 5 o 10 minutos y agregue unas gotas de fenolftaleina a la disolución de hidróxido de bario antes
de empezar. En caso de que el color desaparezca interrumpa el experimento, anote el tiempo, aunque
no sean los cinco minutos y proceda a titular. Repita la titilación de una parte alícuota igual y anote el
valor obtenido y calcule la cantidad de CO2 producido (en mg) por cada 100 g de material en el
espacio de una hora.
Titulaciones:
Blanco ml
acido
ml acido
Semillas secas
mg CO2/ 100 g/h
ml acido
Semillas germinadas
mg CO2/100/g/h
Efectué una titulación en blanco, utilizando también 10 ml de la disolución de hidróxido de bario. Del
valor obtenido reste la cantidad (en ml) de ácido gastado en la titulación de la primera muestra. Con
valor obtenido calcule la cantada de CO2 producida y repita la operación para la segunda muestra:
Dx
N
x
22
= mg CO2
D= Diferencia encontrada (blanco – muestra)
N= Normalidad del acido usado
c) PRUEBA DE RESPIRACIÓN
Caliente unas cuantas semillas de fríjol, maíz o trigo a unos 100ºC durante 15 minutos. Enfríelas y
efectué en cada una un corte en cada una un corte que exponga el embrión.
Proceda en igual forma con otro lote de semillas sin calentar. Luego sumerja los dos lotes en una
disolución acuosa al 1% de cloruro de trifeniltetrazolio y observe la aparición de un color rojizo en las
semillas que respiran.
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