2==1 INFORMACIÓN GENERAL DEL PROYECTO TITULO DEL PROYECTO Estrategia de producción y formulación de Hongos Entomopatógenos seleccionados para su empleo como bioinsecticidas CADENA Chile TIPO DE PROYECTO Investigación Aplicadacontinuación SUBSECTOR ESLABON Control Biológico MACRO CADENA Agricultura orgánica Agricultura Fecha de inicio Fecha de termino Tema Sub Tema Diciembre 2009 Diciembre 2013 Bioinsecticidas Hongos Entomopatógenos DEMANDA QUE ATIENDE Control Biológico de plagas del chile GRUPO DE INTERES Comité Estatal de Sanidad Vegetal del Estado de Guanajuato Productores de Chile a nivel regional y estatal MUNICIPIO Irapuato, Gto. PROBLEMÁTICA El chile es un cultivo originario de la zona tropical de América y se calcula que la demanda internacional crece 13% anualmente. Para aprovechar la creciente demanda del producto, es indispensable desarrollar estrategias para incrementar la producción, promover nuevos usos y presentar variedades cada vez más comerciales. México ocupa el segundo lugar en producción mundial de chile y entre los principales estados productores está Guanajuato. Entre las estrategias de los productores nacionales se tiene contemplado impulsar el cultivo orgánico del mismo. El control biológico de las plagas de insectos del chile es una alternativa al uso de químicos y apoya a evitar pérdidas de rendimiento por insectos plaga e impulsa el desarrollo de la agricultura orgánica, ya que por medio de enemigos naturales se regulan las poblaciones de forma efectiva e inocua para el ambiente, además de impulsar el crecimiento de las poblaciones de insectos que son enemigos naturales de la plaga. En el Comité Estatal de Sanidad Vegetal del Estado de Guanajuato (CESAVEG) se tienen aislados de los hongos Beauveria bassiana y Metarhizoium anisopliae que han mostrado potencial para el control de dos de las plagas de este y otros cultivos: el pulgón saltador Bactericera cockerelli (Sulc.) (Hemiptera: Triozidae) y gallina ciega Phyllophaga spp. (Coleoptera: Melolonthidae). Para optimizar la eficiencia y estimular la producción y comercialización de estos hongos, es necesario tener datos completos para su registro o incluso patentado, por lo cual en la primera etapa de este proyecto se propuso: i) obtener cultivos monospóricos de los aislados seleccionados de cada hongo en base a sus cualidades metabólicas; ii) obtener la descripción molecular de cada aislado para su identificación con fines de detección comercial y rastreo en campo (causa-efecto); iii) determinar el modo de acción entre infección e intoxicación de los insectos por cada aislado. Al 30 de abril del 2010 se tiene un avance de más del 60%, con resultados totales de las primeros 2 objetivos y parciales del último. En esta segunda etapa del proyecto, los objetivos son: iv) seleccionar los ingredientes del medio de cultivo y las condiciones de crecimiento requeridas para asegurar la infección e intoxicación de los insectos a controlar; v) escalar la producción de ambos entomopatógenos por fermentación líquida sin afectar las cualidades de efectividad; vi) empatar el producto de fermentación líquida con la técnica de producción bifásica (fermentación líquida y sólida). En la siguientes etapas se propone: vii) seleccionar las técnicas e ingredientes de formulación de los hongos que aseguren su efectividad en campo y una vida de anaquel de al menos 18 meses a temperatura ambiente; viii) realizar estudios de auto-diseminación e identificación de los hongos en campo; ix) elaborar manuales guía de los procesos de elaboración de cada producto hasta formulado y empacado; x) elaborar manuales guía de los procesos de control de calidad para la certificación de cada producto comercial, para con esto poder patentar y/o registrar los productos para su comercialización. Palabras clave: Escalamiento, bioinsecticidas fúngicos, Bactericera cockerelli, Phyllophaga spp., chile, Beauveria bassiana, Metarhizium anisopliae INTRODUCCIÓN El uso de agentes fúngicos para el control de insectos se basa en su habilidad de infectar, colonizar y consumir activamente a su hospedero. Debido a esto, operan bien como bioinsecticidas de contacto (Jackson y Glare, 1992). La aplicación de hongos entomopatógenos es una práctica que ha cobrado un mayor interés al comprobarse las ventajas de inocuidad y auto-diseminación, especialmente aquellos reconocidos por su capacidad para causar enfermedades crónicas y muerte, tanto a los estados larvarios de Phyllophaga spp y ninfales y adultos de B. cockerelli (Morales, 2002; Rodríguez del Bosque et al., 2003). Los métodos comerciales de producción de propágalos de hongos como bioinsecticidas, implican el uso de un hospedero vivo, y su efecto en el crecimiento ya sea por fermentación en cultivo líquido, en substrato sólido, o bifásica o mixta, la cual combina ambos tipos de fermentación. Las tecnologías de producción, formulación y aplicación juegan un importante papel para asegurar el control efectivo de la plaga en condiciones de campo (Behle et al., 2009). Además, se ha demostrado que la producción de ciertos metabolitos permite incrementar su efectividad y reducir el tiempo requerido para causar la muerte. El uso y éxito comercial de todos los bioinsecticidas depende de los métodos de producción a bajo costo, de la estabilidad del producto, de una vida de anaquel adecuada y su efectividad bajo condiciones de campo (McDougall, 2003). Para generar un producto comercial, los biopesticidas deben ser capaces de producir altas concentraciones de esporas rápidamente, ya sea en medios líquidos o sólidos y debe de ser efectivo y permanecer estable durante el almacenado, lo que conlleva a optimizar la formulación del producto final. El secado es el método que se usa principalmente para estabilizar propágulos biopesticidas, aunque para el caso de hongos entomopatógenos, el empleo de emulsiones en aceite ha dado los mejores resultados. Los propágulos se mezclan con varios ingredientes, que pueden incluir polisacáridos que forman cristales abrasivos, agentes desecantes, surfactantes y/o antioxidantes. Uno de los principales problemas para el uso de hongos como biopesticidas es el costo de producción (McDougall, 2003). Los hongos crecen más lentamente que las bacterias y frecuentemente no esporulan o lo hacen a muy bajos niveles en cultivos líquidos sumergidos. Se he demostrado que el ambiente nutritivo en el que se producen los biopesticidas tiene un gran impacto en la calidad y cantidad del ingrediente activo. La habilidad de las esporas fúngicas para germinar rápidamente, producir estructuras de infección de manera constante y sobrevivir al secado y almacenaje, se ha asociado al medio ambiente nutritivo en el que se producen, al igual que en el formulado donde se conserva. En virtud de que los cultivos, producidos a través de fermentaciones en medio líquido en tanque cerrado (batch) están en un medio homogéneo, las condiciones nutricionales pueden ser controladas para mantener cantidades óptimas, para obtener propágulos bioinsecticidas de alta efectividad, pero se han observado diferentes desventajas que incluyen: el producto final muestra menor vida de anaquel, baja o nula esporulación, y con frecuencia producen esporas de corta vida o incapaces de sobrevivir al secado, entre otras (Bode, 2009). Es por esto que dentro de las estrategias de producción se ha contemplado la fermentación bifásica, en la cual se usa el producto de fermentación líquida como inóculo para la fermentación sólida. Además, se ha desarrollado el equipo de procesamiento a bajo flujo para el cosechado y secado del biopesticida, el cual se puede programar para lograr que se tengan lotes homogéneos y bajo condiciones de control de calidad más altas (Steinkraus y Boys, 2005). Para escalar la producción, se recomienda el proceso bifásico, esto involucra el monitoreo y control de calidad del proceso, para asegurar la efectividad del bioinsecticida. En la primera etapa de este proyecto se logró obtener cultivos monospóricos de aislados seleccionadas de los hongos B bassiana y M. anisopliae, obtenidos de B. cockerelli, Epilachna varivestis y Phyllophaga spp., de los cuales se tienen resultados parciales de actividad enzimática y actividad insecticida al producirlos por fermentación líquida. También se determinaron los marcadores necesarios para realizar la tipificación genotípica, gracias a lo cual se tiene la descripción molecular de cuatro aislados de B. bassiana y dos de M. anisopliae, y se tienen resultados parciales de la producción de metabolitos, actividad insecticida y respuesta inmune, además de algunos bioensayos con un formulado tipo emulsión, esto al 30 de abril del 2010. Esperamos que en la siguiente etapa del proyecto se logre seleccionar los ingredientes idóneos del medio de cultivo y condiciones de crecimiento requeridas para asegurar su efectividad (infección e intoxicación) contra los insectos a controlar; escalar el proceso de producción de cada aislado por fermentación líquida sin afectar las cualidades de efectividad definidas; empatar el producto obtenido de fermentación líquida con la técnica de producción bifásica (utilizar este producto y formularlo o continuar con fermentación sólida). Para la tercera etapa se pretende seleccionar las técnicas, metodologías e ingredientes para formulación de cada aislado de cada hongos que aseguren su efectividad en campo y una vida de anaquel de al menos 18 meses a temperatura ambiente; realizar estudios de auto-diseminación y rastreo de los hongos en campo para definir hasta donde el efecto en campo es resultado de la aplicación de las cepas del CESAVEG; elaborar manuales guía de los procesos de elaboración de cada producto hasta formulado y empacado que detalle cada etapa del proceso; y elaborar manuales guía de los procesos de control de calidad para el registro y la certificación de cada producto comercial. Justificación El CESAVEG cuenta con aislados de los hongos Beauveria bassiana y Metarhizum anisopliae que se obtuvieron de B. cockerelli y Phyllophaga spp además de Epilachna varivestis. De estos aislados se logró determinar las características fenotípicas y genotípicas de los mismos. Además se tienen avances de la producción de metabolitos, actividad insecticida y respuesta inmune, que al completarlos nos ayudará a determinar el modo de acción y su potencial efectividad en campo, además de ayudar a confirmar que los procesos de actividad biológica posterior a la aplicación de los aislados, se debió a la efectividad y auto-diseminación de los mismos. En teoría, cada cepa y hongo entomopatógeno pueden requerir condiciones nutricionales y fisicoquímicas diferentes para un óptimo crecimiento y actividad insecticida, al igual que el soporte elegido para la formulación que permita mantener al agente activo vivo pero inactivo, para asegurar una vida de anaquel comercialmente aceptable. Para lograr optimizar la producción y formulación de un bioinsecticida a nivel industrial, se requiere generar la información científica pertinente que permita determinar las condiciones idóneas de crecimiento y desarrollo del agente activo para llevar el proceso a mayor escala, al igual que mantener o incrementar su efectividad (actividad insecticida). Objetivo General Generar conocimiento relacionado al metabolismo de hongos entomopatógenos seleccionados, producción a un nivel industrial y técnicas de formulación, que conlleve a la reducción de costos de producción, estabilización, control de calidad, efectividad en campo y vida de anaquel que origine productos bioinsecticidas económicamente factibles y confiables para su empleo en agricultura orgánica y programas de manejo integrado de plagas. Objetivos Específicos de la etapa dos 1. Evaluar la actividad insecticida individual o en conjunto de los cultivos monospóricos de los aislados de B. bassiana y M. anisopliae sobre Bactericera cockerelli y Phyllophaga spp en laboratorio. 2. Relacionar la efectividad de los aislados contra la inducción de la respuesta inmune de los insectos evaluados en experimentos a nivel de invernadero. 3. Determinar las condiciones requeridas para asegurar la producción de metabolitos con actividad insecticida generada en la cinética de crecimiento y determinar su influencia en el desarrollo de esporas fúngicas y efectividad con ensayos paralelos a la cinética de crecimiento en FML y FMS, como un parámetro de control de calidad. 4. Escalar la producción a nivel semi-piloto e industrial siguiendo los parámetros de control de calidad previamente establecidos. ANTECEDENTES El chile en México ocupa el segundo lugar en volumen de producción y el tercero en superficie cosechada, con 140 mil 693 hectáreas y una producción de un millón 853 mil 610 toneladas. Y a pesar de este segundo lugar, México contribuye al mundo apenas con 9% de superficie y 8% de la producción de chile. El salerillo, Bactericera cockerelli (Sulc) es una de las plagas más importante del chile (Capsicum spp.), jitomate (Lycopersicon esculentum Mill.) y papa (Solanum tuberosum L.) en México y lleva a la pérdida de millones de dólares anualmente. Recientemente, la principal preocupación por la infestación de este insecto se deriva a que además del daño que causa, es transmisor de fitoplasmas (Lebsky et al., 2006; García, 2007). Para su control se usan insecticidas y los agricultores perciben que su eficacia biológica no es satisfactoria debido al desarrollo de resistencia a los químicos (Vega et al., 2008). Datos obtenidos del reporte anual presentado por el CESAVEG en el 2008 (datos sin publicar), Bactericera (=Paratrioza) cockerelli actualmente representa un serio problema en cultivos de jitomate y chile como parte de los insectos vectores. Bactericera es considerado como transmisor de fitoplasmas, causando la enfermedad conocida como “permanente” en tomate y chile. Se encuentra distribuida en todo el estado y con poblaciones durante todo el año, con mayor densidad poblacional en los meses de marzo a septiembre. Todos los trabajos de caracterización fitosanitaria de hortalizas durante los últimos años, reflejan la importancia de esta plaga. En cuanto a su distribución, Bactericera se encuentra en casi todo el estado de Guanajuato, siendo un problema serio en aquellos municipios donde se siembra o se concentra la mayor superficie de cultivos como chile, jitomate y tomatillo. Los municipios más afectados son Salvatierra, Celaya, Silao, Pénjamo, Cortazar, Dolores Hidalgo, San Diego de la Unión, San Luís de la Paz, Acámbaro, Juventino Rosas e Irapuato. Este insecto tiene incidencias de hasta el 95% en plantaciones a cielo abierto, sobre todo en la región de Salvatierra, Celaya, Pénjamo y otras del Estado. En cultivos bajo invernadero la incidencia llega a ser del 10 al 70%. Con respecto a gallina ciega, esta se ha reportado en el complejo de plagas rizófagas, acompañada del gusano alfilerillo, en el ciclo agrícola 2008 en los municipios de Acámbaro, Purísima del Rincón, Valle de Santiago, Pénjamo, Apaseo el Alto, Jerécuaro y Manuel Doblado. Gracias a medidas de prevención, se mantuvo estable en cuanto a sus niveles de incidencia con respecto al ciclo anterior en la zona de riego. Los productores agrícolas que realizan una acción de control para este tipo de plagas, protegen un mínimo de 500-kg/ha de grano de maíz y esto se incrementa en zonas de temporal, en donde los niveles de recuperación fluctúan en una ton/ha. Analizando un área de trabajo con respecto a varios ciclos históricos, los niveles de estados inmaduros de plagas rizófagas han disminuido de 6 larvas x sitio de muestreo a una larva, lo cual ha permitido mejorar la fitosanidad del cultivo. Siguiendo las metodologías de prevención, al implementar un sistema efectivo de control biológico se podría mantener e incluso mejorar los programas fitosanitarios en el estado, y probablemente a nivel nacional. Una de las propuestas del control de ambos insectos es por medio de hongos entomopatógenos, los cuales se producen a nivel industrial a nivel mundial. Los métodos iniciales de producción de estos hongos se enfocaron en el uso del insecto hospedero o un medio artificial como vehículo de crecimiento para el patógeno. Hoy en día, como lo fue entonces, el reto es el desarrollo de métodos económicos para la producción de propágulos infecciosos. Para el desarrollo comercial, dentro de la producción masiva también debe considerarse el costo y la estabilidad del biopesticida (Schisler y Slininger, 1997). Una vez producido, el biopesticida se usa de manera similar a los insecticidas químicos. Pese a los esfuerzos en la investigación en control biológico de Phyllophaga spp. y B. cockerelli, aún se está en una fase incipiente en lo referente al desarrollo de productos formulados de eficacia aceptable. Sin embargo, se ha demostrado el potencial de algunos microorganismos y la necesidad de usarlos en combinación con otras prácticas que permiten mejorar el control de los insectos mencionados (datos no publicados). La habilidad de las esporas fúngicas para infectar y matar insectos, es un factor clave que ha llevado a su amplio uso como bioinsecticidas comerciales. Aunque las esporas fúngicas no requieren la intervención de las defensas del hospedero para que la infección ocurra, debe haber humedad ambiental desde la germinación de la espora hasta la penetración del tubo germinativo en el hospedero. El propágulo infectivo se deposita y adhiere al insecto donde germina y ejerce presión liberando enzimas (quitinasas, cutinasas) que producen la degradación de los tejidos, ablandándolos y permitiendo la infección del hongo. Dentro del insecto, el hongo coloniza y se dispersa en la hemolinfa, emitiendo sustancias micóticas (destruxina, desmetildestruxina) que afectan la fisiología y órganos vitales hasta producir la destrucción de los tejidos, pérdida de sensibilidad, incoordinación de movimientos, parálisis y posteriormente la muerte en un lapso variable de entre 4 y 8 días. El hongo coloniza externamente el cadáver del insecto, produciendo y liberando millones de conidias infectivas que son la fuente de inóculo para infectar a otros insectos (Castellanos, 1997). Al igual que con Phyllophaga, también se ha reportado el empleo de entomopatógenos para el control de B. cockerelli, pero sólo existen reportes genéricos de la posibilidad de uso de estos agentes de control microbiológico. A este respecto, Velasco et al., (2004) reportaron una buena efectividad de B. bassiana, M. anisopliae, P. fumosoroseus y Entomophthora virulenta en el manejo de poblaciones de B. cockerelli en condiciones de invernadero. De igual forma, Castro et al., (2005) reportaron una mortalidad diferencial de B. cockerelli en condiciones de laboratorio, dependiendo de la especie de hongo que se utiliza, destacando un aislamiento particular de B. bassiana, mismo que al ser evaluado en campo también mostró porcentajes de mortalidad en un modelo de dosis-respuesta. Paralelamente, Díaz et al., (2005), reportaron una buena efectividad de Verticillium lecanii y B. bassiana para el control de B. cockerelli en condiciones de campo en el cultivo de jitomate, y Soto et al., (2006) mencionaron que el hongo B. bassiana del producto comercial Mycotrol y la cepa denominada “Lygus”, resultaron ser sumamente efectivos para el control de la plaga en el cultivo de chile. Desde el desarrollo de la industria farmacéutica en la década de 1940, el uso de fermentación en medios líquidos (FML) ha sido el método de elección para la producción industrial de varios productos microbianos. La producción de biopesticidas no es la excepción. Todos los métodos de producción de biopesticidas comerciales, aparte del uso de hospederos vivos, comparten inicios comunes que incluyen el uso de fermentación en cultivos líquidos. En resumen, el proceso de producción de biopesticidas comienza con el desarrollo de cultivos en lotes estables. Los lotes de cultivos del biopesticida se usan para inocular cultivos de arranque en recipientes en agitación. Los cultivos líquidos de biopesticidas se transfieren, posteriormente y de manera seriada, a recipientes más grandes, como inoculo, dependiendo de la escala a la que se conduzca la producción. Un requerimiento obvio para este proceso a gran escala, es un cultivo estable que produzca uniformemente gran cantidad de propágulos eficaces de biopesticida, después de repetidos ciclos de crecimiento. En el caso de producción de esporas fúngicas, se repite este proceso a gran escala hasta que se alcanza un volumen suficientemente grande del producto. Para métodos de producción de biopesticidas fúngicos en medio sólido (FMS) o bifásico (FB), se usa la biomasa que se obtiene del proceso de FML como inóculo para la fase de crecimiento en substrato sólido o como micelio formador de esporas. Existen numerosas ventajas en el uso de métodos de FML para la producción de biopesticidas: 1. Son de costos relativamente bajos, debido a los procesos automatizados que pueden hacerse a muy grandes escalas. 2. La tecnología necesaria para realizar los procesos de fermentación a tanque profundo se ha ido perfeccionado con los años, por la experiencia que se tiene en la industria farmacéutica y de bebidas. 3. Con equipos modernos de fermentación se puede controlar muy de cerca la temperatura, pH, oxígeno disuelto y componentes nutritivos, factores que pueden impactar profundamente en la productividad y calidad del biopesticida. 4. Realizar monitoreos programados para ajustar el crecimiento y mantener el control de calidad del producto Se deben de considerar el mecanismo de infección y el modo de acción de los hongos entomopatógenos al momento de producir un bioinsecticida, para que tenga éxito comercial (capaz de competir con un producto químico en efectividad y precio) (García-Gutiérrez et al., 2007). Para propósitos de producción de agentes de biocontrol para aplicación en la agricultura, en el proceso de producción a nivel de laboratorio, se busca proveer a los microorganismos un balance óptimo de nutrientes, tanto macro como micro-elementos, para obtener un desarrollo con el máximo potencial de biocontrol y eficiencia económica (Bartlett y Jaronski, 1988; Jackson et al., 2003). Para el caso de los hongos, es muy importante evaluar el requerimiento y la combinación entre los nutrientes ya reportados con la proporción del extracto de levadura y/o sales de nitrógeno (Wraight et al., 2001). Se ha visto que para cada hongo y cepa, los valores óptimos son diferentes. En el escalamiento de la producción, se puede proceder por fermentación en sustrato líquido y sólido. Para la primera opción, la combinación de nutrientes y condiciones óptimas de fermentación (agitación/oxígeno disuelto, pH, temperatura, etc.), se pueden determinar mediante cinéticas de crecimiento (Jackson et al., 1998), combinadas con ensayos de actividad, ya que un buen crecimiento no garantiza la infectividad del hongo (Stamets, 2003). Para el caso de FMS, se pueden evaluar granos de cereales como centeno, cebada y trigo, y comparar su efectividad y costo frente al obtenido con arroz, soporte que se emplea con mayor frecuencia para este propósito (Mendoça, 1992; Wraight et al., 2001). El grano quebrado, humedecido y estéril, se inocula con el agente de biocontrol y se mantiene en aireación y asepsia, y al igual que con la FML, se obtiene la curva de crecimiento adecuado para hongos (Wraight et al., 2001). Por su parte, la fermentación en medio sólido (FMS) generalmente se limita a la producción de agentes biopesticidas fúngicos. Esta técnica incluye la inoculación en substrato sólido nutritivo, usualmente granos humedecidos o material inerte saturado con nutrientes líquidos, con biomasa fúngica. Se provee al hongo de un medio propicio para su crecimiento, a medida que consume los nutrientes presentes en el substrato sólido. Después de que el hongo ha agotado esos nutrientes, se forman esporas aéreas en la superficie sólida del medio. La ventaja principal para usar métodos de FMS es el hecho de que la mayoría de los hongos identificados como biopesticidas potenciales, son hongos imperfectos (deuteromicetes), los cuales inician la formación aérea de esporas cuando crecen en substratos sólidos. Debido a la simplicidad relativa del proceso, este método se práctica ampliamente a escala comercial, particularmente en países donde está disponible la mano de obra barata. El uso de la técnica de FMS para la producción de biopesticidas puede practicarse de varias maneras, y fabricarse trampas, productos granulares y preparaciones de esporas asperjables (Moore y Prior, 1993). La elección del método de producción se determina de acuerdo con la plaga, la metodología de aplicación disponible y el costo de mano de obra. Por ejemplo, si el agente activo va a usarse como biopesticida de contacto para el control de insectos, las preparaciones de esporas deben producirse de manera que puedan aplicarse por aspersión. El empleo de las bolsas de granos humedecidos, esterilizados en autoclave, para la FMS es un método común en África, América Latina, Asia y Europa Oriental. Las bolsas se abren, se inoculan con los cultivos líquidos del hongo entomopatógeno y se vuelven a cerrar. Después de que el hongo en crecimiento consume los nutrientes del grano, las bolsas se abren y su contenido se deja secar. El proceso de secado induce la esporulación. Se puede controlar moderadamente la temperatura y el intercambio de gases usando bolsas pequeñas. Las esporas se recogen de los granos cubiertos con el hongo (mohosos), enjuagando, aspirando o moliendo el substrato sólido ya esporulado (Wraight et al., 2001). En Estados Unidos y Europa se emplean métodos de FMS para la producción de bioinsecticidas fúngicos, similares a los usados en Asia para la producción de alimentos fermentados. Los granos humedecidos o substratos sólido inertes saturados con nutrientes líquidos se inoculan con la biomasa fúngica obtenida de FML. Después, los substratos sólido inoculados se esparcen en capas delgadas en charolas que se colocan en el fermentador de substrato sólido o en masa en fermentadores con capacidad de mezcla. Durante los procesos de crecimiento y esporulación deben controlarse la humedad, temperatura y aireación. Generalmente se emplean fermentadores de volumen moderado, debido a que en fermentadores de substrato sólido puede ser difícil controlar las condiciones ambientales (Jackson et al., 2003). La producción a escalas mayores implica incrementar el número de fermentadores de volumen moderado. Después de que se han sido consumidos los nutrientes en el grano por el hongo en crecimiento, se incrementa el flujo de aire en el fermentador para secar la biomasa e inducir la esporulación. La esporulación ocurre en la superficie del substrato sólido. La optimización de la dimensión de las partículas y la proporción superficie–volumen incrementan la producción de esporas. Ya concluida la esporulación, y cuando la totalidad del cultivo está seco, se separan las esporas de la biomasa y todo el producto seco se muele hasta conseguir un polvo fino para permitir la aplicación por aspersión. Utilizando estos métodos, en Estados Unidos y Europa se producen polvos conidiales de hongos biopesticidas como B. bassiana, M. anisopliae y Trichoderma harzianum (Wraight et al., 2001). Otro método de FMS incluye la inoculación de pastillas (prills) nutritivas con biomasa fúngica obtenida de cultivos líquidos. Estas pastillas inoculadas se secan inmediatamente para estabilizar el inóculo dentro del mismo (Eyal et al, 1992). Las pastillas nutritivas se producen para usarse como inóculos granulares para el control de enfermedades de plantas e insectos móviles. La re-humectación de las pastillas permite que crezca el biopesticida fúngico, consuma los nutrientes presentes en él y, subsecuentemente, esporula en la superficie de la misma. En este caso, las esporas del biopesticida se producen in situ. Las desventajas del método de producción de esporas en pastillas son los requerimientos para condiciones in situ propicias para el crecimiento y esporulación del biopesticida, y la necesidad de que la plaga esté en contacto pasivo con el propágulo infectivo (Wraight et al., 2001). Así también, el método bifásico de producción de esporas (FB) puede usarse para producir conidias para algunos biopesticidas fúngicos que no pueden inducirse a esporular en cultivos líquidos (Walker, 1988). Este método se inicia con la producción en cultivo líquido de biomasa fúngica del agente biopesticida. El medio líquido brinda al cultivo una dieta adecuada para retener en el micelio fúngico los nutrientes y condiciones fisicoquímicas necesarias para la producción de esporas (AyalaZermeño et al., 2005). Para inducir la esporulación, la biomasa del micelio se deshidrata hasta formar placas delgadas de micelio que después se secan lentamente con aire, frecuentemente en lapsos de presencia de luz periódicos. A medida que se seca la biomasa, ocurre la esporulación en la superficie de la placa del micelio. Usando esta técnica se han producido altas concentraciones de esporas del hongo Alternaria cassiae, un agente de biocontrol para la maleza Cassia obtusif (Stowell et al, 1989). Una ventaja de este método es que, después de un ciclo de FML, puede inducirse la esporulación de los hongos que no esporulan en cultivos sólidos. La producción de esporas fúngicas en FMS requiere un ciclo adicional de crecimiento en el substrato sólido. El escalamiento de la producción de hongos a niveles mayores es una de las desventajas para usar FB. La producción de cantidades comerciales de esporas de bioinsecticidas usando este método requiere que los cuartos o áreas extensas estén estériles, para que el micelio se seque y esporule. A medida que aumenta la escala de producción se dificulta más contrarrestar los problemas técnicos, como la extracción del agua, el intercambio de gases, el control de la temperatura y mantener condiciones asépticas (Stowell et al, 1989). Durante el proceso de cosecha de esporas se incurre en costos adicionales y deben mantenerse las condiciones asépticas durante el retiro de las esporas de la placa del micelio. Es por esto que se ha sugerido combinar el cosechado de esporas con la formulación, en un proceso biotecnológico de flujo. Otro de los factores que pueden contribuir al éxito o fracaso en el control de insectos plaga con hongos entomopatógenos lo representa el ambienta. Debido a las condiciones climáticas de altas temperaturas y humedad en las cuales muchos plaguicidas son aplicados, el calor y la falta de una alta humedad ambiental son un obstáculo importante para la infección fúngica por biopesticidas. Para superar este problema, se busca que la producción de esporas y los métodos de formulación del agente activo, reduzcan el tiempo requerido para la germinación de esporas y penetración en el hospedero (Jackson, 1997). Los factores bióticos y abióticos tienen una enorme influencia en el proceso infectivo. Las esporas tienen requerimientos específicos de agua y temperatura, así como de otros factores ambientales que en conjunto funcionan como inductores para la activación de receptores presentes en el patógeno, que en su mayoría son glicoproteínas (Tanada y Kaya, 1993). Para llevar a cabo la invasión del hospedero es necesario la adherencia de la pared celular de la espora fúngica con la cutícula, donde además de la activación de los receptores patogénicos, participan la presencia de iones divalentes como el Ca+2 y el Mg+2 que reducen las fuerzas de repulsión electrostática de la superficie del insecto, por lo que pueden afectar su hidrofobicidad y promover la adhesión (Barnes y Moore, 1997). Para el proceso de germinación, los factores de humedad, temperatura y condiciones nutricionales están íntimamente relacionadas, es así como, la germinación de la espora se ve favorecido por una humedad alta (70%) (Mendoça, 1992). MATERIAL Y MÉTODOS 1. Fuente de los insectos Actualmente se cuenta con una cría de Phyllophaga spp, en el CESAVEG, cuyos insectos originalmente se obtuvieron de muestreos de zonas con gramíneas que mostraban manchas amarillas y secas, similares a las causadas por el ataque a las raíces de larvas de este insecto. El desarrollo del insecto se realiza alimentando a las larvas en plántulas de maíz, en macetas de 0.5-L de capacidad con peat moss del No. 3 como sustrato para la planta y sin orificios en la base, para evitar que escapen. Los bioensayos de actividad insecticida se realizarán aplicando las conidias contra larvas del segundo y tercer estadio y evaluando la mortalidad por porcentaje de emergencia de adultos. Por otro lado, se establecerá una cría de B. cockerelli para asegurar contar con la cantidad suficiente de los insectos durante la realización de los bioensayos. Estas crías se iniciarán con insectos colectados en campo en el municipio de Salvatierra, Gto. Para B. cockerelli se utilizarán plantas de cultivo de chile como hospedero, cada planta estará contenida en una jaula de tela de organza y será mantenida en una maceta de 3-L de capacidad con peat moss del No. 3 como sustrato. A cada jaula así acondicionada con la planta de chile de 40-cm de altura, se le agregarán 50 adultos de B. cockerelli durante 24-h para uniformizar la edad de la descendencia. Cuando se tengan ninfas de tercer instar, se realizarán los bioensayos sobre este insecto. La crianza de estos insectos se mantendrá bajo condiciones de invernadero a una temperatura entre 25-27°C y un fotoperiodo de16:8-h luz:oscuridad, regulada con lámparas de 100 watts mediante un programador de período de tiempo (timer). 2. Evaluación de la actividad insecticida de los aislados de B. bassiana y M. anisopliae sobre Bactericera cockerelli y Phyllophaga spp en laboratorio e invernadero. Con el objetivo de evaluar la actividad insecticida individual o en conjunto de los cultivos monospóricos de los aislados de B. bassiana y M. anisopliae sobre ninfas B. cockerelli y larvas de Phyllophaga spp, se usará la técnica de dosis respuesta en base al porcentaje de mortalidad, para calcular la concentración letal media (CL50) y noventa (CL90) de cada aislado a nivel de laboratorio e invernadero. A partir de esporas de tres aislamientos monospóricos y del producto comercial Mycotrol cepa GHA de B. bassiana y dos aislados de M. anisopliae, se obtendrán esporas producidas en cajas Petri con medio de cultivo Agar Dextrosa Saboraud (ADS), las cuales se cosecharán mediante raspado para formar suspensiones, agregando 50-mL de agua deionizada con Tween 80 al 0.05% y a partir de las cuales se prepararán las concentraciones a utilizar. Los bioensayos se realizarán siguiendo las metodologías propuestas por Lacey, et al., (2009) y Butt y Goettel (2000). Los aislados se evaluarán en pruebas de dosis-respuesta con las concentraciones de 0, 1X104, 1X105, 1X106 1X107, 1X108 y 5X108 conidios/mL, preparadas en buffer de fosfatos estéril y Tween 80 al 0.05%. Para el caso de Pyllophaga spp, frascos de vidrio con 0.5-L de peat moss humedecido con tres plántulas de maíz de 20 días se colocarán 5 larvas del segundo estadío. Para el caso de B. cockerelli, en cajas Petri de 25 por 150-mm que contengan papel filtro humedecido (cámara húmeda) y una hoja del cultivo de chile con 10 ninfas de la plaga sobre el haz de la hoja, se le colocará un algodón humedecido en el pecíolo de la misma para mantenerla turgente. Los tratamientos a evaluar serán los seis aislados por separado, más el control, con 10 plántulas (30 larvas) por dosis para Pyllophaga spp., contra los dos aislados de M. anisopliae y 5 cajas con hojas infestadas (50 ninfas) para el caso de B. cockerelli, contra los cuatro aislados de B. bassiana. La aplicación de los tratamientos se realizará con un aspersor neumático colocado a 20-cm de distancia de la maceta o caja Petri a 15 libras de presión durante 5-seg. El cálculo de la concentración y viabilidad de los propágulos a utilizar se realizará de acuerdo a la metodología propuesta por Goettel e Inglis (1997). Una vez realizada la aplicación, se adicionarán 5-mL de agua deionizada al papel filtro y las cajas petri se sellarán con parafilm para formar una cámara húmeda y se incubarán a 25°C durante ocho días. Cada caja Petri constituirá una repetición de cada tratamiento. A partir del tercer día de la aplicación, se contabilizará de manera diaria, hasta los ocho días después de la misma, el número de ninfas o larvas muertas por efecto del hongo en cada repetición y tratamiento y los resultados obtenidos se analizarán utilizando el sofware Polo Plus (LeOra, 2007), para estimar las CL de cada aislamiento. Para el caso de Pyllophaga spp., se contabilizará la emergencia de adultos. Cada concentración de cada aislamiento, se evaluará con cuatro repeticiones, mismas que se obtendrán realizando las aplicaciones en dos ocasiones diferentes realizando dos repeticiones por ocasión. Aquellos aislados que muestren la actividad más alta, se evaluarán nuevamente para cada insecto plaga de chile, pero en combinaciones con los dos aislados, de la forma previamente descrita. 3. Efectividad de los aislados seleccionados en laboratorio contra la inducción de la respuesta inmune de los insectos evaluados en experimentos a nivel de invernadero. Siguiendo la metodología descrita en el punto anterior, los aislados de B. bassiana contra B. cockerelli y los de M. anisopliae contra gallinas ciegas. Los lotes obtenidos del punto 1 de metodología serán los tratamientos a evaluar. En base a los resultados, se realizará un experimento a nivel invernadero, aplicando los aislados de B. bassiana sobre plantas de chile infestadas con huevecillos o ninfas de B. cockerelli y larvas del segundo y tercer estadío de M. anisopliae en suelo con larvas de gallinas ciegas. Los datos de mortalidad generados se analizarán por diferencias significativas de medias, usando como controles un control negativo absoluto (sin insecto plaga ni plaguicida), uno para el biológico (insecto plaga sin plaguicida biológico ni químico), y un control positivo (con plaguicida químico recomendado para el cultivo y la plaga). 3.1 Efecto de la infección de los aislados, sobre el sistema inmune del insecto blanco Los insectos expuestos en bioensayos de laboratorio, invernadero o campo a los aislados en cultivo monospórico que se les determinará efecto de los aislados sobre el sistema inmune serán larvas, los cuales se habrán sometido a un análisis de auto-diseminación o que presenten síntomas de infección, así como también serán comparadas con la cría de laboratorio de la misma especie de insectos (B. cockerrelli o Phyllophaga ssp.). 3.2 Obtención de la Hemolinfa. Los diferentes estados larvarios serán esterilizados de la superficie con etanol al 80%, se enjuagan en agua estéril y se anestesian en el hielo, posteriormente la Hemolinfa será ligeramente extraída, a través de una pequeña punción hecha con una aguja estéril calibre 26 y recolectados directamente en un microtubo 1.5-mL estéril, todo esto sobre una base de hielo 3.3 Conteo de hemocitos. De la hemolinfa obtenida, se colocará una muestra directamente en un portaobjetos y se secará al aire durante 20 a 30-min. Las células colectadas se fijarán con metanol durante 10min. La muestra se dejará secar al aire. Las células se teñirán con Giemsa (dilución 1:9 en buffer de agua destilada) por 10-15min, y posteriormente, en forma rápida las laminillas se lavarán con buffer de agua destilada y se dejarán secar al aire. Finalmente, las laminillas se deshidratarán con alcoholes y montarán con solución de Estellan (Merck). Los frotis se observarán al microscopio óptico (40X). Los conteos de se harán por triplicado. 3.4 Medición de Fenol-oxidasa. Una vez obtenida la hemolinfa de cada una de las muestras de los individuos en los diferentes estados juveniles (larvarios o ninfales, según sea el caso) y adultos infectados con los tratamientos de los aislados. Se removerán los hemocitos por centrifugación a 14000-rpm durante 5-min. Del sobrenadante del plasma, se tomarán 10-μL y se mezclarán con150 μL de Dopamina 10mM en 50mM fosfato sódico, pH-6.5, a 25°C y se medirá el cambio de absorbancia a 472nm en el espectrofotómetro y se realizarán curvas de la oxidación del sustrato (L-DOPA) por la activación de la enzima fenoloxidasa y los valores se graficarán para 5, 10 y 15-min para compararlos con los obtenidos de los insectos tratados con los diferentes aislados. El experimento de hará por triplicado. Los aislados seleccionados en base a su actividad insecticida se seguirán evaluando para la producción por fermentación líquida, sólida y bifásica. 4. Selección de Medios y Condiciones de Producción a Escala Semi-Piloto. 4.1 Fermentación líquida, sólida y bifásica Para determinar las condiciones requeridas para asegurar la producción de metabolitos con actividad insecticida generada en la cinética de crecimiento y determinar su influencia en el desarrollo de esporas fúngicas y efectividad con ensayos paralelos a la cinética de crecimiento en FML y FMS, como un parámetro de control de calidad. Para lograrlo, se evaluarán diferentes métodos de producción de cada aislado del CESAVEG, eligiendo ingredientes reportados por ser de bajo costo y alto rendimiento, además de mantener la efectividad y producción de metabolitos (Churchill, 1982). Se evaluará la composición de nutrientes del medio de producción siguiendo los protocolos de requerimientos nutricionales descritos por Wraight et al. (2001), combinado con análisis de viabilidad celular mencionados por Stentelaire et al. (2001), y actividad insecticida (Behle et al., 2006, -2009). Dentro de los principales factores a considerar estarán la fuente de carbono, nitrógeno, fósforo y azufre, así como diferentes microelementos (potasio, sodio, molibdeno, magnesio, hierro, etc.) (Jackson et al., 2003). Los ensayos para determinar el compuesto y la cantidad requerida será iniciando con los valores promedios ya determinados para el microorganismo y realizando combinaciones con dosis por arriba y debajo del valor de referencia, hasta determinar las condiciones nutricionales óptimas (Kanzok, Jacobs-Lorena, 2006). Se pondrá especial cuidado en los nutrientes que aporten aminoácidos y/o vitaminas, como el extracto de levadura (Jackson et al., 1998). Una vez determinado el medio, se harán estudios de la composición del mismo, para determinar la factibilidad de emplear un medio de cultivo “mínimo” que permitan reducir el costo de producción, para que a final de cuentas sea competitivo en precio con otros productos presentes en el mercado (Wraight et al., 2001). De forma general, para un crecimiento homogéneo y rápido, la producción se realizará en medio líquido, iniciando por crecer el microorganismo en tubo, después en matraz con un volumen de medio del 20% (para el caso de hongos es importante mantener el medio con un buen porcentaje de oxígeno, por lo que se emplearán matraces con escañas, para incrementar el mezclado) (Jackson et al., 1997). Estos se harán crecer en una plataforma de agitación a temperatura ambiente. La mayoría de los microorganismos crecen mucho mejor en la oscuridad que en presencia de luz solar. Hay excepciones evidentes como sería el caso de los microorganismos fotosintéticos. Otro factor importante de considerar será el pH, ya que es muy importante para el crecimiento de los microorganismos, por lo mismo se evaluarán diferentes valores de pH hasta encontrar el óptimo de crecimiento del microorganismo. Si el rango de crecimiento permite ajustar el medio a un pH, bajo (ácido) o alto (alcalino), éste se elegirá puesto que reducirá las posibilidades de contaminación del medio (Mercier et al., 2007). Se seguirá el mismo procedimiento para encontrar la temperatura óptima, pero si el crecimiento del microorganismo es adecuado a temperatura ambiente, esta será la temperatura a emplear. El producto de fermentación líquida se tratará de estabilizar al mezclarlo en un sustrato que tenga la capacidad de actuar como soporte del hongo, e inducir su esporulación durante el secado, para así quedar como formulado, sin pasar lor fermentación sólida. De la misma forma, con el producto obtenido de fermentación líquida se inocularán bolsas de arroz, para comparar el proceso de formulado directo del proceso de fermentación líquida, con la técnica de fermentación bifásica. Por separado y siguiendo la producción tradicional, de inóculo obtenido de matraces en agitación se procederá a inocular bolsas de arroz, para tener el tercer tratamiento, de fermentación sólida. En todos los casos, el crecimiento del microorganismo se monitoreará mediante la técnica colorimétrica de medición de actividad de reducción del MTT por rango de respiración (Gomez-Flores et al., 1995) y viabilidad celular fúngica (Stentelaire et al., 2001), el cual se ha empleado exitosamente en el caso de hongos para control de fitopatógenos (Mercier et al., 2007), como lo describen Stentelaire et al. (2001). Durante la cinética, se tomarán muestras de 20-mL cada 12-h a partir de las 54 h, para determinar producción de metabolitos y actividad enzimática, y al final de la producción, se tomarán cinco muestras para comprobar que el producto conserve la actividad enzimática deseable y observada al generar los cultivos monospóricos. Los resultados, aunados a los de vialidad y efectividad, servirán de base para la selección final del medio de cultivo y condiciones fisicoquímicas idóneas para cada aislado. 5. Evaluación de la viabilidad y efectividad de los lotes de producción por FML, FMS y FB La viabilidad de cada aislado se determinará en las diferentes fases de producción, cosechado, formulación y vida de anaquel, mediante las siguientes técnicas: a. Número más probable por unidades formadoras de colonia (UFC), b. Actividad celular por la técnica colorimétrica de reducción del MTT 5.1 Técnica de número más probable La cuenta viable de hongos se basa en el fundamento de que al crecer sobre un sustrato sólido, como los medios sugeridos para el crecimiento de hongos como agar de papa y dextrosa (BD-BIXON), o agar Saboraud (BD-BIXON), cada conidia viva o fragmento de micelio germinará y crecerá hasta formar una colonia visible a simple vista (García & Uruburu, 2000). Por lo tanto, se utilizará esta técnica para determinar la viabilidad en base a número más probable. Los valores se analizarán comparando las UFC por tratamiento x dosis x repetición y los valores finales nos darán las UFC (Luna-Olvera et al., 2007), por medio de la siguiente fórmula: UFC= promedio del número de colonias por repetición, x dilución de la muestra 5.2 Actividad por la técnica colorimétrica (método de reducción del MTT) Para monitorear la supervivencia o la viabilidad del hongo durante el proceso de formulación, se realizará la técnica colorimétrica de reducción de MTT (3-(4,5-dimethiltiazol-2-yl)-2,5-difenil-2H-bromuro de tetrazolio) (Research Organics) (Gomez-Flores et al., 1995) ya que es equivalente (Stentelaire et al., 2001) y permite incrementar el número de muestras analizadas. Esta técnica se basa en la habilidad de la enzima deshidrogenasa mitocondrial de células viables, de reducir al MTT y convertirlo en cristales de formazán, los cuales son de color azul oscuro e impermeables a la membrana, por lo que se acumulan en células vivas. El número de células vivas es directamente proporcional a la cantidad de cristales de formazán. Para realizarlo, se tomarán 2-mL del hongo creciendo para inoculo y en FML, o 2.0-g en FMS, cosechado de conidias, o formulados, a tubos cónicos estériles de 15-mL. Al tubo se adicionarán 200-µL de la solución de MTT a una dosis de 5-mg/mL (0.025-g del reactivo MTT en 5-mL de de buffer de fosfatos, PBS estéril) a cada tratamiento, usando 4 repeticiones. Todos los tubos se incubarán y se mantendrán en observación durante 20-min a temperatura ambiente (25°C). Si hay cambio de color a azul en los primero 5min, esto indicará contaminación bacteriana. La pureza del cultivo se verificará al microscopio. Las muestras positivas se dejarán incubando por 2.5-h a temperatura ambiente (25°C), y entonces se agregarán 400-µL de buffer de lisis DMSO (dimetilsulfóxido en duodecil-sulfato de sodio), a cada tubo, y se colocarán en oscuridad durante 8min para solubilizar las sales de formazán. Por último, se tomará la lectura de la absorbancia (densidad óptica, con lámpara de luz UV) a 570-nm. Se registrarán las lecturas y realizará el análisis estadístico de las lecturas de absorbancia para la selección de nutrientes y condiciones físico-químicas. 6. Escalamiento de producción Debido a que en el CESAVEG ya se tiene establecido el método de producción por FMS y que en la naturaleza la mayoría de los hongos crecen formando hifas colonizando un sustrato sólido, la producción de esporas de hongo por FMS será el método para comparar al iniciar con la FML para este proyecto (Mendoça, 1992; Wraight et al., 2001). Para la FML, se evaluarán ingredientes de bajo costo y fácil obtención en el ámbito local (preferentemente subproductos de origen natural). Los hongos previamente seleccionado, se propagarán y evaluarán empleando diferentes condiciones fisicoquímicas y rangos nutricionales, corriendo curvas de cinética de crecimiento, producción de metabolitos y biomasa, para seleccionar la óptima para cada agente de biocontrol (Mercier et al., 2007). Para esto, cada aislado se hará crecer en matraces con escañas y se determinará el tiempo de incubación, rango de agitación, nutrientes y demás parámetros requeridos para potenciar su uso como semillero, en base a producción de esporas (UFC) y viabilidad (MTT). De ahí, se inoculará tanques de 15 a 20-L de capacidad, con el medio seleccionado, y de nuevo se evaluará la cinética de crecimiento, tal y como se mencionó a nivel de matraz. Ya seleccionados el medio y las condiciones optimas de la FML, se evaluará la FMS. Los granos a evaluar serán arroz (control positivo), centeno, cebada y trigo, todos enteros y con cáscara. En este caso, los granos serán pre humedecidos en un porcentaje del 60-70% del peso seco del grano. Los granos pre-humedecidos se esterilizarán por calor húmedo en dos sesiones de 30min en autoclave y después se inocularán con el hongo producido en FML a una relación del 10% peso-volumen. Para la producción se emplearán bolsas adaptadas con aeración, para mantener las condiciones estériles todo el tiempo. El hongo se dejará crecer, realizando una curva de crecimiento pero medio de medición de actividad (Stentelaire et al., 2001). Todos los trabajos experimentales serán derivados de un cultivo monospórico de cada aislado. Con la finalidad de incrementar el rendimiento de conidios, se evaluará del suministro de oxígeno a través de diferentes contenedores (forma tradicional, tapón de algodón y bolsas con filtro integrado) en la producción de conidios. Se determinará la cantidad de conidios/g de sustrato. Cuando el crecimiento de mantenga estable, se realizará el secado del grano con un desecador de aire o secador de lecho fluido (Behle et al., 2006; Mercier et al., 2007). Con los lotes obtenidos se hará una comparación de la efectividad entre la producción por FML y la bifásica (primero FML y después FMS) Para asegurar que al medio de cultivo y condiciones fisicoquímicas seleccionadas no modifiquen la viabilidad y efectividad de los aislados de cada hongo, se determinará la actividad de los productos obtenidos de la FML, FMS y FB, siguiendo la tecnología descrita en el punto 4 de la metodología, evaluando el producto de los aislados de B. bassiana contra B. cockerelli y los de M. anisopliae contra gallinas ciegas. Los lotes obtenidos del punto 1 de metodología serán los tratamientos a evaluar. En base a los resultados, se realizará un experimento a nivel invernadero, aplicando los aislados de B. bassiana sobre plantas de chile infestadas con huevecillos o ninfas de B. cockerelli y M. anisopliae en suelo con larvas de gallinas ciegas. Los datos de mortalidad generados se analizarán por diferencias significativas de medias, usando como controles un control negativo absoluto (sin insecto plaga ni plaguicida), uno para el biológico (insecto plaga sin plaguicida biológico ni químico), y un control positivo (con plaguicida químico recomendado para el cultivo y la plaga). BIBLIOGRAFÍA Ayala-Zermeño, M. A., T. Mier, J. Sánchez-Robles, & C. Toriello. 2005. Variabilidad intraespecífica del crecimiento de Lecanicillium lecanii (=Verticillium lecanii) por efecto de la temperatura. Revista Mexicana de Micología. 20: 93-97. Barnes, S. E., & Moore D. 1997. The effect of fatty, organic or phenolic acids on the germination of conidia of Metarhizium flavoviride. Mycol. Res. 101: 662-666. 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IMPACTOS O DEMANDADOS LOGROS ESPERADOS POR PRODUCTO Y/O RESULTADO 1 Producto uno: Determinar las condiciones requeridas para asegurar la producción de metabolitos con actividad insecticida generada en la cinética de crecimiento y determinar su influencia en el desarrollo de esporas fúngicas y efectividad con ensayos paralelos a la cinética de crecimiento en FML y FMS, como un parámetro de control de calidad. 1.1 Impacto ambiental: La información que se genere permitirá incrementar la producción a nivel piloto e industrial, con el desarrollo y beneficios de industria biotecnológica en lugar de química. Tecnológico: La implementación de la tecnología generada permitirá establecer los parámetros de control de calidad requeridos para la producción de esporas fúngicas y efectividad con 1.2 ensayos paralelos a la cinética de crecimiento en Fermentación en medio líquido y en medio sólido, para bioinsecticidas de este tipo. 1.3 Económico: Los resultados podrían ser de interés por otras compañías, para la transferencia de tecnología y su implementación en procesos que involucren la producción de hongos. 1.4 Social: tecnología podría cambiar la visión de la comunidad al empleo de nuevas biotecnologías en la región. 1.5 Ecológico: Los resultados permitirá reducir la cantidad de empleo y aplicación de químicos 2 2.1 Producto dos. Escalar la producción a nivel semi-piloto e industrial siguiendo los parámetros de control de calidad previamente establecidos. Impacto económico: La adecuación para la construcción y equipamiento que permita el escalamiento de la tecnología. 2.2 Tecnológico: 2.3 El potencial de transferencia de tecnología a nivel industrial. Social: El desarrollo de conocimiento e implementación de un proceso de producción industrial de este tipo. Ecológico: La 2.4 3 3.1 reducción en el empleo de químicos y generar desechos no tóxicos y que puedan emplearse como biofertilizantes. Producto tres. Relacionar la efectividad de los aislados contra la inducción de la respuesta inmune de los insectos evaluados en experimentos a nivel de campo. Económico Los empleos y derrama económica relacionada a la comercialización de bioinsecticidas fúngicos Tecnológico Al igual que en el aspecto económico, la detección oportuna de respuesta 3.2 inmunológica derivada a la exposición de bioinsecticidas fúngicos lo cual permitiría proponer estrategias para que no redunde en pérdidas de cultivos. Social El posible desarrollo de resistencia de insectos a un bioinsecticida afectaría a la sociedad 3.3 campesina, especialmente a los productores de chile, pero además se reduciría la confianza en el empleo de agentes biológicos. Ambiental Evitar, detectando a tiempo con técnicas confiables, el potencial desarrollo de resistencia o respuesta inmunológica de insectos a bioinsecticidas fúngicos para reducir el 3.4 impacto ambiental de esto y entender el porqué en las diferencias de susceptibilidad a los productos biológicos de esta naturaleza. Ecológico: Si se encuentra una técnica confiable para detectar la inducción de la respuesta celular de insectos expuestos a hongos entomopatógenos, su detección oportuna podría evitar su 3.5 uso a largo plazo y evitar el desarrollo de resistencia relacionada a este factor, lo cual evitaría pérdidas económicas. BENEFICIARIOS DIRECTOS DEL PROYECTO Nombre Ignacio Soto Trejo CURP xxxxxxxxxx Telefono Mail xxxxxxxxxxx xxxxxxxx Dirección Cooperativa de Productores Agrícolas de Guanajuato COLABORADORES DEL PROYECTO Nombre Especialidad Institución Fernando Entomólogo Tamayo Mejía Violeta Elizalde Microbiólogo Blancas Gabriela Damas Buenrostro Corre electrónico Actividades en el proyecto SAGARPA [email protected] Bioensayos, evaluación en invernadero y campo CESAVEG [email protected] Aspectos relacionados a la producción de hongos Microbiólogo U.A.N.L (estudiante doctorado) [email protected] Gricelda Microbiólogo Núñez Mejía U.A.N.L (estudiante doctorado) [email protected] _________________________________ Dra. Patricia Tamez Guerra Responsable técnico del proyecto Aspectos relacionados a la producción y evaluación de micotoxinas Aspectos relacionados a caracterización molecular y respuesta inmune en insectos