IDENTIFICACIÒN DE MATERIALES CON MEJORES CARACTERÌSTICAS NUTRIMENTALES EN FRIJOL (11-2005-3356) Fundación Guanajuato Produce A.C. Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del IPN, Unidad Irapuato Responsable: Dr. Andrés Cruz Hernández Participantes Dr. Octavio Paredes López MC. Maribel Valdez Morales Dra. Laura Gabriela Espinosa Alonso IBQ. Veremundo Hernández Zequinely Presupuesto autorizado: Presupuesto ejercido: Periodo: Julio 2006 a Junio, 2007 Avance del proyecto: 100% CRACTERÍSTICAS DEL FRIJOL COMÚN El fríjol es un alimento con un gran potencial nutricional y nutracéutico; es una fuente importante de proteína, calorías, vitaminas del complejo B, minerales, fibra dietaria y antioxidantes. Su carácter nutricional se favorece al ser consumido en combinación con el maíz en forma de tortillas, complementándose el valor de la proteína consumida. El fríjol ha sido uno de los alimentos básicos desde tiempos prehispánicos y en la actualidad continúa siendo un alimento consumido ampliamente en América Latina; sin embargo, los países desarrollados enfocan su interés hacia esta leguminosa debido a que aporta importantes beneficios a la salud (Guzmán-Maldonado, y Paredes-López, 1998). Por otro lado, el fríjol contiene ciertos componentes tales como taninos, oligosacáridos, ácido fítico e inhibidores de proteasas que reducen su valor nutritivo así como su aceptación en la dieta debido a la flatulencia que provoca; estos componentes pueden inactivar o remover en buena proporción durante el remojo y la cocción. Sin embargo, se ha propuesto que tales componentes aportan un efecto positivo a la salud ya que pueden actuar en el organismo como antioxidantes y prebióticos. El fríjol común ha sido reconocido por sus numerosos efectos benéficos sobre la salud, incluyendo la reducción del contenido de colesterol en sangre, el aporte de tolerancia a la glucosa, disminución de enfermedades cardiovasculares y prevención de ciertos tipos de cáncer (Messina, 1999). El fríjol es un alimento de gran importancia en la dieta en nuestro país, es parte de la dieta básica de los mexicanos y posee un sin numero de características que lo hacen un alimento completo en la dieta, ya que brinda un importante contenido de proteína, carbohidratos, minerales tales como hierro, calcio y zinc, vitaminas del complejo B, fibra, y antioxidantes. Sin embargo, considerando la problemática de salud debido a una mala nutrición así como la obesidad resultado de los malos hábitos alimenticios y la falta de actividad física, se considera necesario incrementar el aporte nutricional y nutracéutico de este cultivo, que ayudaría en gran medida a la prevención de los problemas antes mencionados. Para lograr tal objetivo es fundamental conocer el aporte brindado por los frijoles silvestres, que se consideran un gran acervo genético con el cual mejorar las propiedades nutricionales y nutracéuticas del fríjol cultivado que se consume en la actualidad. En cuanto a su valor nutricional las leguminosas no contienen colesterol y son buenas fuentes de carbohidratos y fibra contienen además cantidades razonables de proteínas, vitaminas y ciertos minerales, además de ácidos grasos libres poliinsaturados. Por su alto contenido de lisina, las proteínas del fríjol muestran un efecto complementario cuando se consumen con proteínas de cereales, los cuales aportan parte de los aminoácidos azufrados (metionina y cistina) deficientes en las leguminosas. Así, la combinación de maíz y fríjol consumida en México y de fríjol con arroz en Brasil constituyen excelentes mezclas en términos de requerimientos de aminoácidos esenciales. Los hidratos de carbono representan el principal constituyente del fríjol (6070%). Como se señalo antes, el fríjol es una excelente fuente de proteínas, contiene poca grasa (1-3%) y cantidades apreciables de minerales. El almidón y la fibra dietética constituyen la masa principal de los carbohidratos del fríjol. Las proteínas del fríjol son deficientes en aminoácidos azufrados, pero son ricos en lisina. La metionina en siempre el primer aminoácido limitante; existe un rango muy amplio en los niveles de este aminoácido, de 0.4 a 3.2 g /16 g N. La proporción relativa en fríjol de albúminas es de 11-31% y globulinas de 46-81%. Las prolaminas y gluteninas aparecen en menor proporción, se encuentran en un 4 y 2% respectivamente. La clase predominante de lípidos en fríjol son los lípidos neutros, principalmente constituidos por triacilgliceridos y pequeñas porciones de ácidos grasos libres, esteroles y sus esteres. Los fosfolipidos y glucolipidos, que son los componentes esenciales de las membranas están siempre presentes en cantidades apreciables. Los lípidos neutros y fosfolipidos varían entre un 32 a 50% y de 24 a 35% del total de los lípidos, respectivamente. Los glucolipidos constituyen la menor parte, un 10%. Los principales ácidos en los lípidos de algunas leguminosas estudiadas son el ácido palmitito, oleico y linoleico. La composición mineral del fríjol sugiere que es una buena fuente de algunos elementos como Ca, Cu, Fe, K, Mg, Mn, P y Zn. En el fríjol se encuentran principalmente vitaminas solubles en agua, en especial complejo B. se estima que una taza de fríjol cocido (170 G aproximadamente) con 65 de humedad puede proporcionar los requerimientos diarios de minerales y vitaminas en las siguientes cifras: 10% Ca y Zn, 20% de Cu y K, 22% de Mg y Mn, 30% Fe, 10% niacina y riboflavina, 10-12% de piridoxina, 25% tiamina y 30% de ácido fólico. BIODIVERSIDAD La diversidad biológica se refiere a la variabilidad existente entre los organismos vivos en función de los genes dentro de una misma especie, a la variación entre especies diferentes que integran los diversos ecosistemas, constituyendo los tres niveles fundamentales de organización biológica (Moreno, 2001). La variación biológica es sumamente importante ya que determina la forma en que una población interactúa con su ambiente y con otras especies, cómo evoluciona y persiste a través del tiempo (Tilman, 2006). La diversidad genética surge a nivel molecular y consiste en los cambios que ocurren en los ácidos nucleicos que pueden repercutir en el fenotipo y puede darse a nivel de organismos independientes y de poblaciones. La estructura genética de una población Mendeliana puede describirse por medio de las frecuencias alélicas de cada locus, así como de las frecuencias de los diferentes genotipos en una población. Las diferencias en las frecuencias alélicas miden la cantidad de variación en una población y las frecuencias genotípicas muestran como la variación genética de una población está distribuida entre sus miembros. Sin embargo, existen fuerzas evolutivas que pueden cambiar la estructura genética de una población. El flujo génico implica la introducción de alelos nuevos en la población y generalmente aumenta la diversidad genética. Los cambios en las frecuencias génicas se producirán ya sea por la presencia de mayor número de copias de un alelo ya presente en la población o por introducción de nuevos alelos. La deriva génica se refiere a las fluctuaciones en las frecuencias alélicas que ocurren por casualidad (en particular en las poblaciones pequeñas) como resultado del muestreo al azar entre los gametos. La deriva disminuye la diversidad dentro de una población porque tiende a causar la pérdida de alelos poco usuales, reduciendo el número total de alelos dando lugar a la formación de los llamados cuellos de botella. El apareamiento dirigido puede alterar también la frecuencia alélica, pudiendo sobre expresar los homocigotos dejando a los heterocigotos poco representados en la población y por tanto una disminución de la variabilidad genética. Finalmente, la selección natural es el mecanismo por el cual los individuos o las poblaciones con los alelos más exitosos logran adaptarse a las nuevas condiciones ambientales, trayendo como resultado un cambio en la frecuencia alélica. La selección natural puede ser estabilizante, si se conserva el promedio de las características de una población; direccional cuando unos individuos contribuyen más en la descendencia y las características de la nueva generación se mantienen a un extremo; o disruptiva cuando dos grupos de individuos a ambos extremos de la población contribuyen más con la descendencia y se producen dos picos en la distribución de los alelos en la población (Purves et al., 2004). Además de los mecanismos evolutivos antes mencionados que varían la frecuencia alélica y que en algunos casos provocan la pérdida de la diversidad, también existen otros mecanismos que contribuyen con el aumento de la diversidad. Las mutaciones son las principales responsables de la variación genética ya que de manera aleatoria pueden originar un cambio en el ADN. Son ventajosas cuando restauran alelos que fueron removidos en las poblaciones por algún agente evolutivo y neutrales cuando no afectan la región de un locus y por tanto la capacidad del individuo o su adaptabilidad. Por otro lado, la recombinación sexual genera una interminable combinación de alelos y por tanto una gran variedad de nuevos genotipos que incrementan el potencial evolutivo en las poblaciones. La obtención de nuevos genotipos incrementa la posibilidad de que éstos puedan ser más exitosos, aún en los ambientes más impredecibles (Purves et al., 2004). Para tratar de estimar la diversidad biológica se deben de considerar tres diferentes tipos de diversidad: α, β, y γ. La diversidad α se refiere a la riqueza de las especies, es decir, al número total y homogeneidad de especies distintas localizadas en un área geográfica determinada. El cambio gradual que presentan las especies entre las diferentes comunidades a través de un gradiente de hábitats se denomina diversidad β y los factores biogeográficos, topográficos y climáticos que influyen en la variación de los hábitats y que repercuten en la diversidad alfa y beta consituyen la diversidad γ (Moreno, 2000; Neyra González y Durand Smith, 1998). Se ha estimado que el número de especies en el mundo oscila entre dos y cien millones y sólo 1.4 millones han sido descritas. Por otro lado, entendiendo como población una especie contenida en una entidad geográfica, que puede ser distinguida ecológica y genéticamente de otras. Hughes et al., (1997) estimaron que el número de poblaciones del planeta puede ser de 1.1 hasta 6.6x109. Debemos tomar en cuenta que las estimaciones de la diversidad son aparentemente muy grandes; sin embargo, está expuesta a muchos factores que pueden ponerla en peligro. La mayor riqueza genética se localiza en los trópicos, donde coexisten las mejores condiciones climáticas para suministro de energía, alimento, establecimiento, estabilidad y heterogeneidad del hábitat, interacciones interespecíficas, equilibrio entre el tamaño de población y su espacio geográfico, etc., dando como resultando altas tasas de especiación y bajas probabilidades de extinción (Purvis y Hector, 2000). Importancia y usos de la biodiversidad Los recursos fitogenéticos para la alimentación y la agricultura constituyen la base biológica de la seguridad alimentaria mundial y sustentan directa o indirectamente la vida de toda la población mundial ya que proporcionan alimentos, medicamentos, forrajes para los animales domésticos, fibras, vestido, vivienda, energía y un gran número de otros productos y servicios que son el sustento de la vida. Son la materia prima utilizada para la producción de nuevos cultivares y especies. Constituyen la reserva de adaptabilidad genética que sirve de protección contra cambios ambientales y económicos que pueden ser nocivos. La diversidad genética de los cultivos comprende las variedades tradicionales, los cultivares modernos y las especies silvestres emparentadas con los cultivos modernos (www.ipgri.org). Pérdida y mantenimiento de la biodiversidad Uno de los principales problemas que atrajo la atención de la sociedad a finales del siglo XX fue la pérdida de los limitados recursos biológicos y genéticos como consecuencia de las actividades humanas que contribuyen directamente con la “erosión genética”, proceso continuo de pérdida de la biodiversidad. Dentro de las principales causas de reducción de la biodiversidad debido a la actividad humana tenemos: crecimiento desmedido de la población que trae como consecuencia destrucción de reservas naturales para su utilización como vivienda, extensión de áreas de cultivo a fin de abastecer los requerimientos de alimento; así mismo, cambios climáticos resultado de urbanización, industrialización y contaminación. Todo esto ha provocando la destrucción de hábitats y la reducción de los centros de origen y diversificación de los cultivos. Así mismo, la sustitución de cultivos tradicionales por cultivares mejorados, y por tanto, la distribución de pocos genotipos da lugar a los llamados “cuellos de botella”, donde la sub-utilización de materiales estrechamente relacionados con una base genética reducida provoca la disminución de la diversidad genética (Tanksley y McCouch, 1997). Por otro lado, no se ha dado la debida importancia al resguardo y utilización de las fuentes genéticas, y se sabe que la riqueza genética de los primeros ancestros ha sido descuidada y se ha perdido. Por muchos años, no se contemplaron en el mejoramiento; sin embargo, en la actualidad se sabe que cuando se transfieren genes de organismos primitivos hacia cultivados resurge un cultivo con mejores características, como ha sido demostrado en trigo, soya, avena, papa, tomate y cebada (Harlan, 1987). A lo largo de la historia, el ser humano ha utilizado miles de especies vegetales para su alimentación; sin embargo, en la actualidad sólo 150 especies de plantas se cultivan y sólo 12 proporcionan alrededor del 75% de los alimentos consumidos. Arroz, maíz, trigo y papa producen más de la mitad de nuestros alimentos, por lo que muchos cultivos locales tradicionalmente importantes para alimentar a los sectores más pobres de la sociedad han sido descuidados o abandonados, incrementado así la vulnerabilidad de la agricultura y empobreciendo la alimentación humana (www.ipgri.org). Aunque la mayor parte de la diversidad biológica se encuentra en las zonas tropicales y subtropicales cuyos países son los más ricos en genes, paradójicamente son muchas veces los más pobres en términos económicos. A pesar de la importancia vital que tienen para la supervivencia humana, los recursos genéticos se están perdiendo a una velocidad alarmante debido a la falta de incentivos para desarrollarlos y conservarlos. El Instituto internacional de fuentes genéticas de plantas (IPGRI) ha planteado diferentes estrategias para conservar la biodiversidad, una de ellas se basa en el compromiso internacional de reconocer la enorme contribución de los agricultores, las comunidades locales e indígenas, y exhorta a los gobiernos a salvaguardar y promover los derechos de los agricultores. Estos incluyen la protección de sus conocimientos tradicionales, el derecho a la participación equitativa en la distribución de beneficios por el uso de los recursos, así como el derecho a participar en la toma de decisiones relativas a recursos filogenéticos y a la conservación in situ y ex situ. De forma particular, los recursos genéticos o semillas de los cultivos de interés en la alimentación del hombre, representan una fuente importante de variabilidad que garantiza la seguridad alimentaria. Estos materiales desde hace un siglo han sido colectados y preservados en bancos de germoplasma. El principal objetivo de los bancos de germoplasma ha sido recolectar, mantener, evaluar y utilizar la diversidad genética de las semillas como fuente genética para el mejoramiento de los cultivos, sin embargo, ha sido una tarea difícil (Tanksley y McCouch, 1997). Uno de los organismos internacionales que supervisan los esfuerzos que en el mundo se están realizando para recolectar y conservar la diversidad genética es el Instituto Internacional de Recursos Genéticos Vegetales, y hasta 1997 se reportaron más de 700 bancos de germoplasma que contienen más de 2.5 millones de accesiones de importancia económica, entre ellas frijol, arroz, maíz, algodón, soya, papa, trigo y jitomate (Tanksley y McCouch, 1997). Para que un banco de germoplasma se mantenga funcional se requiere de ciertas estrategias de conservación in situ y ex situ. Las estrategias in situ mantienen la biodiversidad en su entorno natural y en estado silvestre. En el caso de los cultivos de interés nutricional, se considera una estrategia de conservación in situ el hecho de que muchos campesinos cultivan desde hace muchas generaciones materiales criollos, manteniendo una parte de la diversidad genética contenida en éste tipo de materiales. Para el caso de los materiales silvestres resulta complicado el mantenimiento in situ, debido a su amplia distribución y a que generalmente se localizan en zonas poco frecuentadas por el hombre, de tal manera que la conservación de éstos materiales se hace de manera ex situ. Las estrategias ex situ se emplean sobre todo en la recuperación y rehabilitación de especies amenazadas con el fin de introducirlas nuevamente a sus hábitats naturales. La conservación se realiza fuera de su hábitat natural mediante el uso de invernaderos, jardines botánicos y bancos de germoplasma (CONABIO, 2002). El Centro Internacional de Agricultura Tropical (CIAT) cuenta con un banco de germoplasma de frijol con más de 38,000 accesiones domesticadas y más de 1,500 accesiones silvestres. En México se ha estimado que el Instituto Nacional de Investigaciones Forestales Agrícolas y Pecuarias (INIFAP) cuenta con cerca de 12,000 colectas del género Phaseolus, la mayoría frijol común cultivado, aunque también posee un poco más de 500 accesiones de frijol silvestre y enmalezado; sin embargo, tales materiales no han sido caracterizadas y no se puede asegurar que se haya recopilado toda la diversidad existente en nuestro país. De ahí resurge el interés para analizar sistemáticamente las colectas existentes y definir si existen materiales duplicados y encontrar materiales con buenas características para un posteriormente usarlas en programas de mejoramiento. BIODIVERSIDAD EN MÉXICO La región mesoamericana se extiende desde el Norte de la República Mexicana hasta parte de Centro América (Guatemala, Belice, El Salvador y Honduras) y se ha caracterizado por ser una de las zonas con mayor riqueza genética, además constituye el centro de origen y domesticación de varias especies cultivadas. Por sus características topográficas, climáticas, historia geológica, geográfica y biológica, nuestro país alberga una gran variedad de ecosistemas y por tanto una gran variedad de especies (NeyraGonzález y Durand Smith, 1998). México constituye uno de los 12 países megadiversos (en los que el 70% de la biodiversidad total del planeta se ha concentrado). Además, posee el cuarto lugar en diversidad de plantas y se ha estimado que contiene alrededor del 10% de la flora del planeta y que de ellas el 20 a 30% son endémicas (CONABIO, 2006). Con base a las caracteísticas topográficas y geológicas, que influyen en las características climáticas, del suelo y de la vida silvestre, se han reconocido 15 provincias fisiográficas: Península de Baja California, Llanura Sonorense, Sierra Madre Occidental, Sierras y Llanuras del Norte, Sierra Madre Oriental, Grandes Llanuras de Norteamérica, Llanura Costera del Pacífico, Llanura Costera del Golfo Norte, Mesa del Centro, Sierra Volcánica Transversal o Eje Neovolcánico, Península de Yucatán, Sierra Madre del Sur, Llanura Costera del Golfo Sur, Sierra de Chiapas y Oaxaca y Cordillera Centroamericana (Figura 1) (INEGI, 2006). Figura 1. Provincias fisiográficas de México (INEGI, 2006). Además, México es considerado el centro de origen, domesticación y diversificación de algunos cultivos de interés económico y alimentario, estimaciones sugieren que más de 118 especies de plantas, pertenecientes a 70 géneros y 39 familias han sido domesticadas en nuestro país, dentro de las más importantes se considera al maíz, amaranto, calabaza, camote, chile, cacao, jitomate, vainilla y frijol común (Hernández-Xolocotzi, 1993; Neyra González y Durand Smith, 1998). Sin embargo, la variabilidad genética de las especies cultivadas y sobre todo de las especies silvestres mexicanas ha sido poco estudiada. En México y en el mundo, organizaciones educativas e institutos de investigación están colaborando en la conservación de los recursos genéticos. En nuestro país, principalmente el Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP) y otras Universidades se encargan de esa importante labor. MARCADORES MOLECULARES EMPLEADOS PARA MEDIR LA DIVERSIDAD GENÉTICA La diversidad genética puede medirse en dos niveles: fenotipo y genotipo. A nivel del fenotipo se describen los caracteres individuales o rasgos morfológicos que resultan de un genotipo y de su interacción con el ambiente, mientras que a nivel de genotipo se mide la constitución genética particular de un organismo. Una diferencia fenotípica o genotípica puede actuar como marcador genético si identifica en un individuo y puede hacerse un seguimiento a su herencia a través de varias generaciones (www.ipgri.org). Marcadores morfológicos y agronómicos Los marcadores morfológicos evalúan la variación fenotípica y miden características que definen forma y apariencia de un conjunto de individuos y las debe determinar un experto en la especie. Sin embargo este tipo de marcadores está sujeto a cambios debido a factores ambientales y pueden variar en las diferentes etapas de desarrollo del organismo; además su número es muy limitado (Gepts, 1993). Marcadores bioquímicos El avance y la disponibilidad de nuevas técnicas de laboratorio permitieron superar las limitaciones de los marcadores morfológicos, desarrollando marcadores bioquímicos basados en la detección de polimorfismos, es decir, diferencias detectables en un grupo de individuos. Los marcadores bioquímicos más empleados han sido las proteínas de reserva, se comparan los patrones enzimáticos obtenidos mediante electroforesis, se pueden detectar diferencias genotípicas con base a sencillas bases moleculares. Cubren el genoma entre 10 a 50 loci, dependiendo de la especie; sin embargo, el polimorfismo es bajo; aunque sencillo de realizar y de bajo costo. Al igual que los marcadores morfológicos, éstos también son limitados por la influencia del ambiente y los cambios que ocurren a diferentes etapas del desarrollo. Las principales ventajas de esos marcadores es la presumible neutralidad selectiva que permite distinguir similaridades debidas a la ancestría común o a la convergencia evolutiva (Gepts, 1993). Isoenzimas Las isoenzimas (diferentes formas moleculares de enzimas que presentan especificidad por el mismo sustrato o la misma actividad catalítica) y aloenzimas (isoenzimas cuya síntesis es controlada por los alelos codominantes de un gen) son proteínas con actividad catalítica que permiten conocer la variabilidad genética dependiendo del polimorfismo de sus formas moleculares y genéticas. Los genes que codifican las isoenzimas poseen dos propiedades que los hacen interesantes: 1) una porción importante de esos genes es polimórfica (dos o más alelos) y 2) los alelos de los genes codificadores de las enzimas son generalmente codominantes (Parker et al., 1998). Faseolina Las proteínas de semillas empleadas como marcadores exhiben un alto nivel de polimorfismo y generalmente un alto nivel de estabilidad ambiental, pero las complejas bases moleculares de sus patrones electroforéticos y de bandeo hacen difícil relacionar cambios fenotípicos con cambios a nivel molecular, además de su bajo número de loci involucrados (menos de 10) (Gepts, 1993). La faseolina, principal proteína de reserva del frijol es un marcador co-dominante que se hereda como una simple unidad Mendeliana, y se ha usado en análisis evolutivos para determinar centros de domesticación y patrones de distribución del frijol común. MARCADORES GENÉTICOS BASADOS EN EL ADN Un marcador genético es un carácter cuantificable que puede detectar variación en la secuencia de ADN. Se basan en la evaluación genotípica y presentan altas ventajas en comparación con los marcadores morfológicos y bioquímicos, son ilimitados y más informativos ya que abarcan todo el genoma, polimórficos y no son influenciados por el ambiente o el estadío de desarrollo, confiables y reproducibles; sin embargo, son más costosos y requieren un equipo complejo. Existen diferentes tipos y sus características son resumidas en el Cuadro 2. Los marcadores genéticos son altamente versátiles en sus aplicaciones, así por ejemplo, marcadores que abarquen un gran número de loci, como son AFLP, RFLP o RAPD. Se pueden usar para medir diversidad genética y diferenciación de la estructura genética de una población, estimar las tazas de flujo génico o migración o para mapeo genético e identificación. Para la caracterización de sistemas de apareamiento, análisis de paternidad y parentesco, caracterización de patrones de flujo génico o migración dentro de una población, control de calidad de variedades, huella de DNA y verificación de cruzas, se requiere un alto poder discriminativo y los microsatélites son los más convenientes. Finalmente, para aquellas aplicaciones que requieren información de secuencias para análisis de filogenia y taxonomía son indispensables las técnicas de PCR y secuenciación. Microsatélites (SSR) Los micro y minisatélites consisten en secuencias cortas (1-10 pb y 2-3 pb, respectivamente) que se repiten en serie. Son altamente variables y representan muchos loci dispersados en todo el genoma, que pueden tener varios alelos por locus, de manera que las hibridaciones con DNA genómico producen una individual y específica huella de DNA. Para identificar los polimorfismos se construyen cebadores de PCR para la región del ADN que flanquea el micro o mini satélite debido a que tienden a aconservarse dentro de las especies (Kochert, 1994). Cuadro 1. Características de los marcadores moleculares. Marcadores moleculares más utilizados Isoenzimas No. Loci teóricos No. Loci prácticos Polimorfismo Dominancia Alelos nulos Locus específico Transferibilidad de loci Muestra requerida Confiabilidad/ Reproducibilidad Facilidad de ensayo Automatización Multiplexización (loci/ensayo) Equipo Desarrollo Ensayo a RFLP SSR RAPD AFLP 30-50 30-50 bajo +/- sin límite 100s +/- alto 10,000 10s muy alto sin límite 1000s +/- alto codominante raros codominante extra raros codominante ocasional dominante dominante presencia/ausencia presencia/ausencia si si si no no entre familias entre géneros relacionados dentro de subgénero dentro de especie dentro de especie mg tejido 2-10 mg 25-50 ng 5-10 ng 25 ng muy alta muy alta alta baja a media media a alta fácil difícil fácil a +/- fácil +/- difícil difícil difícil + + rebanadas de gel 1-3 1-9 5-20 20-100 barato barato barato caro caro caro muy caro muy caro +/- caro +/+/+/- caro +/+/- sin límite 1000s +/- alto Adaptado de Tecnologías de marcadores moleculares para estudios de diversidad genética de plantas. IPGRI y Universidad de Cornell (2003) Polimorfismo de longitud de fragmentos de restricción (RFLP) Esta fue una de las primeras técnicas empleadas para detectar variaciones en la secuencia del ADN y se basa en la comparación de patrones de bandeo generados a partir del ADN de diferentes individuos que han sido sometidas a digestión con enzimas de restricción. Los patrones de variación observados se deben a las diversas mutaciones que afectan la secuencia del ADN produciendo fragmentos de longitud variable que son separados mediante electroforesis que hibridan mediante Southern blot con una sonda específica diferenciando sólo algunos fragmentos de restricción. Dependiendo de la especie analizada es el nivel de polimorfismo obtenido y estos marcadores cubren ampliamente el genoma a estudiar. Polimorfismo de ADN amplificación al azar (RAPD) Esta técnica está basada en el PCR con iniciadores de secuencia arbitraria (generalmente de 10 pb) que amplifica fragmentos de ADN al azar, es decir, sin que se busque un fragmento específico. Los fragmentos se separan y detectan mediante electroforesis. La presencia de cada producto de amplificación identifica la secuencia homóloga de nucleótidos completa o parcial entre el ADN genómico y los oligonucleótidos del iniciador, de tal manera que cada primer amplificará directamente varios loci en el genoma, haciendo una eficiente selección del polimorfismo de secuencias de nucleótidos entre individuos (Williams et al., 1990). Este polimorfismo, representado como presencia o ausencia de productos amplificables, es resultado de la variación alélica entre dos individuos (Parker et al., 1998). Polimorfismo de la longitud de fragmentos amplificados (AFLP) Esta técnica es una combinación de RFLP y PCR, está basada en la amplificación selectiva de fragmentos obtenidos a partir de la restricción del DNA genómico. Se emplea para caracterizar ADN de cualquier origen y complejidad. Consta de cuatro etapas: 1) El DNA genómico se corta con dos enzimas de restricción (EcoRl y Msel), formando una gran cantidad de fragmentos de diferente peso molecular. 2) A los fragmentos generados se les ligan en los extremos adaptadores (oligonucleótidos de DNA de doble cadena) con una secuencia base y el extremo cohesivo a la secuencia de corte de la enzima de restricción, generando un templado que servirá como sitio de unión a los iniciadores en la amplificación posterior. 3) La preamplificación se realiza adicionando una base selectiva en el extremo 3´ que permita amplificar una gran cantidad de fragmentos selectivos, los cuales son diluidos y utilizados como fuente ilimitada de templados. 4) En la segunda etapa de amplificación, los iniciadores tienen tres bases selectivas por lo que se reduce el patrón de bandas, lo que facilita la interpretación de la información en el gel. 5) Finalmente se separan los fragmentos amplificados mediante electroforesis en un gel de poliacrilamida (Vos et al., 1995). Los AFLP se pueden ser usar para DNA de cualquier origen y complejidad, sin requerir un conocimiento previo de la secuencia de su genoma. Esta técnica provee un gran número de polimorfismos. En general hay una correlación lineal entre el número de fragmentos amplificados y el tamaño del genoma; sin embargo, en genomas complejos como el de plantas superiores se pierde esta correlación. Además, permite diferenciar individuos en una población, hacer análisis de paternidad, de flujo genético, e identificación de cultivares, y construir mapas genéticos de alta densidad, ya que el polimorfismo detectado es hasta cuatro veces mayor que en RAPDs, RFLPs y SSRs. JUSTIFICACION El papel que el frijol común tiene en la alimentación de nuestro país es obvio, una dieta típica incluye un 15% de frijol y un 65% de maíz, por lo que esta leguminosa es la segunda fuente de proteína, energía y minerales de la población mexicana. En este sentido, el frijol cultivado es una buena fuente de algunos de nutrimentos pero presenta deficiencias en otros. Tampoco puede pasarse por alto el papel nutracéutico de los compuestos que recientemente se han encontrando en el frijol común. Debido a que el fríjol es un alimento de gran importancia en la dieta en nuestro país y porque cuenta con una gran variedad de materiales de fríjol por ser centro de origen y domesticación de este cultivo, es necesario establecer actividades que tengan como objetivo evitar la pérdida del frijol criollo y silvestre, y caracterizar estos materiales desde un punto de vista nutricional, agronómico, molecular y bioquímico para conocer su potencial para mejorar al frijol comercial. El estudio de las características del fríjol silvestre, permitirá encontrar materiales con aspectos sobresalientes, que puedan ser utilizados en programas de mejoramiento de fríjol cultivado otorgándole mejores cualidades nutricionales y funcionales así como mayor variabilidad genética como solución a la escasa variabilidad presentada por el frijol cultivado (Gepts, 1998; Beebe, 1999; Frossard y col., 2000). Este estudio específicamente, nos permitirá encontrar materiales con características sobresalientes a nivel de contenido de proteína y minerales, que son las principales características nutricionales del fríjol, así como los contenidos de fibra dietaria y oligasacaridos, ambos componentes funcionales o nutracéuticos, que está involucrado en la prevención de cáncer de colon, a una mayor absorción de los nutrimentos en el tracto digestivo; y prevención de cáncer y actividad antioxidante respectivamente. Los materiales con características notables podrán ser utilizados en programas de mejoramiento nutricional de fríjol cultivado. Esta información será proporcionada a fitomejoradores de este cultivo cuya finalidad será obtener frijoles que aporten mayores beneficios nutricionales, funcionales y sobre todo preventivos de enfermedades crónicas al ser consumidos por la población mexicana. OBJETIVO GENERAL Caracterizar los componentes nutricionales y nutracéuticos de materiales silvestres, criollos y mejorados de fríjol para la obtención de información útil para la mejora genética de estos aspectos en las variedades de fríjol cultivado y consumido en México. OBJETIVOS ESPECIFICOS. Determinar compuestos nutricionales: proteínas y minerales, así como componentes nutraceuticos: oligosacáridos y fibra en frijol silvestre y domesticado y correlacionarlos con sus características genéticas (marcadores moleculares). HIPÓTESIS Existen materiales silvestres y domesticados que contienen mejores concentraciones de proteínas y minerales, así como mejores componentes nutracéuticos (fibra), que los materiales cultivados. Se pueden relacionar estas características ventajosas con los marcadores genéticos de cada material. MATERIALES Y MÉTODOS MATERIAL BIOLÓGICO Se analizaron 34 materiales criollos, 22 materiales mejorados y 64 materiales silvestres, para efectos comparativos se incluyeron los materiales cultivados: “Jamapa” y “Pinto”. La mayoría de los materiales fueron obtenidos de la colección del instituto Nacional de Investigación Agrícola y Forestal, Unidad Bajío, localizado en Celaya, Gto. Los materiales criollos y silvestres fueron provenientes de los estados de Aguascalientes, Durango, Chihuahua, Guanajuato, Guerrero, Jalisco, Michoacán, Nayarit y Oaxaca. Los materiales se crecieron en el invernadero para recuperar material vegetativo suficientes para los diferentes experimentos. EXTRACCIÓN DE DNA La extracción de DNA se realizó con el método de Doyle y Doyle (1989), con algunas modificaciones. Se pulverizaron hojas jóvenes congeladas con nitrógeno líquido con un homogenizador Cafrano CSA (Tipo RZR. Notario, Canada) y se homogenizaron con 600 ul de buffer de lisis (100 mM Tris-HCL pH 8.5; 20 mM NaCL; 20 mM EDTA pH 8.0; 20% N-Laurilsarcosina (SIGMA-Aldrich). Se adicionaron 5 ul de RNAsa 10 mg/ml, y se incubó a temperatura ambiente por 15 minutos. Se extrajeron las proteínas con fenol: cloroformo: alcohol isoamílico (25:24:1 v/v/v), la mezcla se centifugó a 12000 rpm durante 10 minutos, se recuperó el sobrenadante y se mezcló con 750 ul de isopropanol y se precipitó a -20 oC durante una hora. Se centrifugó la mezcla a 12,000 rpm y se recuperó la pastilla, se lavó con etanol 70% y se resuspendió en 100 ul de TE (10mM Tris-HCl, 0.1 mM EDTA). Se determinó la concentración por espectofotometría (D.O. 260). Las muestras se diluyeron a 100 ng /ul y se almacenaron a -20oC hasta su uso. OBTENCIÓN DE AFLP´S NO-RADIACTIVOS Se utilizaron primers IRDye marcados con fluoresceína. La separación de los fragmentos por electroforesis se realizó utilizando el equipo IR2Global Edition DNA Analyzer (Li-COR Inc.) y la visualización de los mismos se hizo usando el software SAGA automated AFLP análisis (versión 2.0) (Li-COR Inc), bajo el protocolo de obtención de AFLP propuesto por Vois et al. (1995); Lin y Kuo (1995). RESTRICCIÓN DEL DNA Se llevaron a cabo las reacciones utilizando 100 ng de DNA, se mezclaron 2.5 ul de buffer RL (restricción-ligación), 0.3 ul de enzima Eco RI (10 U/ul), 0.3 ul de enzima Mse I (10 U/ul) y 8.4 ul de agua destilada hasta ajustar un volumen de 12.5 ul. La mezcla se incubó a 37oC por dos horas a 37oC, transcurrido este tiempo se inactivaron las enzimas a 70oc por 15 minutos y se continuo con la ligación. LIGACIÓN DE LOS ADAPTADORES Los adaptadores para la ligación se prepararon por separado, mezclando 5 pmol del sitio Eco RI (CTGACGCATGGTTAA y CTCGTAGACTGCGTACC) y 50 pmol de adaptadores Mse I (TACTCAGGACTCAT y GACGATGATGAGTCCTGAG). Se hibridaron por separado utilizando el 10% del volumen final del buffer de hibridación 10X, se incubó la mezcla a 65oC durante 10 minutos y a 56 oC por una hora. Se mantuvieron a temperatura ambiente por una hora y se almacenaron a -20oC hasta su uso. Una ve hibridados, se utilizaron para para preparar la mezcla de ligación que consistió en 1 ul de adapatador Eco RI, 1 ul de adaptador Mse I, 1 ul de buffer RL 10X, 1.2 ul de ATP 10 mM, 1 ul de DNA ligasa y agua hasta 12.5 ul volumen final. La reacción se incubó a 20 oC durante la noche. Al finalizar la incubación se realizó una dilución con 90 ul de buffer TE 0.1X y 10 ul de la digestión-ligación y se almacenaron a -20oC hasta su uso. PREAMPLIFICACIÓN DE LOS FRAGMENTOS DE RESTRICCIÓN Se mezclo el DNA digerido y ligado de la siguiente manera: se mezclaron 2.5 ul de la reacción diluída, 2.5 ul de buffer de PCR 10X, 0.9 ul de MgCl2 50 mM, 1 ul de dNTP´s 2.5 mM, 1 ul del oligo Eco RI, 1 ul del oligo Mse I, 0.5 ul de Taq DNA polimerasa (5 U/ ul) y 16.1 ul de agua desionizada hasta completar un volumen de 25.5 ul. Se amplificó el DNA con el siguiente programa 94oC por 30 segundos, 56oC por 1 minuto, y 72oC por 1 minuto. La amplificación se diluyó utilizando 5 ul de DNA preamplificado y 195 ul de buffer TE 0.1 X. AMPLIFICACIÓN SELECTIVA Para la amplificación se mezclaron 2 ul de DNA pre-amplificado y diluído(1:40); 1.2. ul de buffer de reacción, 0.4 ul de MgCl2 50mM, 1 ul de la mezcla de dNTP´s 2.5 mM, 0.5 ul de oligo Eco RI+ AGA IRDye; 0.5 ul del oligo MseI+CAT; 0.3 ul de Taq DNA polimerasa y 3.1 ul de agua. La reacción se llevó a cabo siguiendo el programa 94oC por 30 segundos, 65oC por 30 segundos, y 72 oC 1 minuto, se llevaron a cabo 19 ciclos, cada uno con un decremento gradual de la temperatura de alineamiento por ciclo (0.7 o C; de 65oC a 57.3 oC); 94oC por 30 segundos y 72 oC por 1 minuto. A partir de aquí se amplificaron durante 23 ciclos, siguiendo el programa 94oC por 30 segundos, 56oC por 30 segundos, y 72oC por 1 minuto. VISUALIZACIÓN DE LOS PRODUCTOS DE AFLP´S Los fragmentos amplificados fueron separados por electroforesis en geles de poliacrilamida al 6.5 % de 25 cm, mediante un secuenciador automatizado. Primero se efectuó una precorrida por 20 minutos y enseguida se cargaron 3 ul de los productos de PCR previamente desnaturalizados con 2 ul de Blue Stop (LI-COR) a 94oC por 3 min, y la corrida se mantuvo a 45oC temperatura constante por dos horas. DETERMINACIÓN DEL NÚMERO MÍNIMO DE INDIVIDUOS QUE REPRESENTAN LA DIVERSIDAD DE LA COLECTA Se realizó un análisis preliminar de diversidad con el fin de establecer el número mínimo de individuos que representaran la diversidad genética de una colecta. Para ello se analizaron los datos de 10 individuos de 14 diferentes colectas. La diversidad genética de 14 diferentes colectas analizados. La diversidad genética de las diferentes colectas analizadas fue evaluada por el polimorfismo de los marcadores AFLP. A partir de la lectura de los geles se generó una matriz binaria de datos, codificando la presencia del fragmento como 1 y la ausencia como 0. Además se asumió que las colectas o poblaciones estuvieron en el equilibrio Ardí-Weinberg. Se utilizó el programa POPGENE 1.31 para datos diploides dominantes (Yeh y Boyle, 1999) y se estimaron los índices de diversidad genética (H) de diez individuos y se compararon con los valores obtenidos a partir de 3,4,5,6,7,8 y 9 individuos, seleccionando el menor número donde se mantenían valores genética similares. ANALISIS DE LA DIVERSIDAD GENETICA Una vez seleccionado el número de individuos a considerar en el análisis preliminar de diversidad, se realizaron los AFLP correspondientes y se obtuvo una matriz de datos binarios. Los índices de diversidad genética fueron estimados mediante el programa POPGEN 1.31 para datos diploides dominantes, considerando cuatro niveles de análisis: país (total de los materiales), provincias fisiográficas, grupo biológico y poblaciones. Los estimados analizados fueron: el porcentaje de loci polimórficos, (H) índice de diversidad genética de Nei e indice de Shanon. Indice de diversidad de Nei H= 1-Xj2 [¨n/(n-1)] Xj=frecuencia alélica por locus n= número de alelos totales Indice de Shanon H= -pi lnpi Pi= frecuencia del marcador en la población Se aplicaron análisis de varianza de una vía y pruebas de comparación de múltiple de medias de Duncan (=0.05) para comparar los valores de riqueza obtenidos a nivel de provincias y grupos biológicos, utilizando el programa STATGRAPHICS plus 5.1. La estructura genética fue analizada por medio de tres estimadores: 1) el estadístico Gst, estimado por POPGEN 1.31., considerando tres niveles: país, provincias fisiográficas, y grupos biológicos. 2) Análisis de varianza molecular (AMOVA), considerando dos niveles : a) provincias fisiográficas y b)grupos biológicos. ACTIVIDADES DESARROLLADAS 1. Identificación de materiales superiores y que puedan incorporarse a los materiales domesticados. 2. Aislamiento de DNA de los materiales seleccionados 3. Establecimiento del número mínimo de muestras para el análisis molecular tipo AFLP 4. Análisis de diversidad genética de los materiales de frijol analizados RESULTADOS Aislamiento de DNA Para llevar a cabo los ensayos con los marcadores se aisló el DNA de todos los materiales de trabajo. Se germinaron las semillas y se extrajo el DNA de plántulas (Figura 1), como se observa en la figura se obtuvo DNA de alto peso molecular y con rendimientos de hasta 100 mg/ml. Determinación del número mínimo de individuos En la Figura 2 se muestran los datos correspondientes a la diversidad genética de 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, y 10 individuos de 14 colectas de diferente origen geográfico. Se observa que el valor de la diversidad genética fue muy similar a partir de cinco individuos. Con base en estos resultados y debido al gran número de accesiones de frijol, se decidió que cinco individuos representaban la diversidad del frijol silvestre y enmalezado. Considerando esto el análisis final de la diversidad y estructura genética del material estudiado fue realizado usando una muestra de cinco individuos. En la figura 3 se muestra un patrón de AFLPs no radiactivos. Patrón de AFLP´s de los materiales de frijol analizados La combinación de los primers E-AGA_700:-CAT y E-ACG_800:MCAT arrojaron un total de 113 loci. Mientras que las combinaciones E-AGA_700:M-ctc y ECG_800:MCTC arrojaron 107 loci. Todos los loci (100 %) fueron polimórficos para los materiales silvestres y solo el 65% para los materiales cultivados, con esto se puede decir que el patrón debandeo fue adecuado, de acuerdo a otros trabajos previos descritos (Papa y Gepts, 2003). Biodiversidad genética en frijol La diversidad genética observada en los materiales silvestres a nivel del país fue alta (H= 0.419, I=0.606), mayor que lo reportado previamente (Papa y Gepts, 2003; Zizumbo–Villareal et al., 2005). Las diferencias posiblemente se deben al número de colectas de las diferentes regiones del país, que en este trabajo fue mayor. En términos de provincias fisiográficas, se observo hasta un 100% de polimorfismo en el material silvestre, a excepción del grupo de la llanura costera del pacífico, donde el nivel alcanzó hasta el 80%. Los materiales cultivados presentaron un menor porcentaje de polimorfismo (65%). Los índices de diversidad genética fueron mayores para los materiales del eje Neovolcánico (H=0.418; I= 0.604) y de la Sierra madre del Sur (H=0.403, I= 0.584), seguidos de los valores de la Sierra Madre Occidental, Sierra de Chiapas y Guatemala y la Llanura costera del Pacífico (Figura 4). Los valores de diversidad más bajos fueron para los materiales cultivados (H=0.184, I=0.286). Los resultados indican que la mayor diversidad se localiza en en la región del Eje Neovolcánico y la Sierra Madre del Sur, que incluye materiales de Guanajuato, Jalisco, Michoacán, Morelos y Estado de México. En trabajos previos se había señalado ya una gran diversidad genética en esa zona (Papa y Gepts, 2003). En estas regiones pudieran compartirse condiciones climáticas intermediarias entre Mesoamérica y Aridoamérica, lo que puede favorecer la propagación y mantenimiento de las especies silvestres. Además los estados de Jalisco, Guanajuato y Michoacán se consideran los estados donde se llevó a acabo la domesticación de frijol en Mesoamérica. Actualmente se encuentran poblaciones silvestres contemporáneas; lo que puede estar manteniendo la amplia diversidad genética (Gepts y Debouck, 1991). A nivel de grupos biológicos, el frijol silvestre presentó la mayor diversidad genética, seguido por el frijol enmalezado y al final el frijol cultivado (Figura 4). Esta diferencia podría ser consecuencia del efecto fundador asociado con la domensticación y los cuellos de botella ocurridos durante la selección artificial hecha por el hombre (Sonante et al., 1994; Papa y Gepts, 2003). Los índices de diversidad genética a nivel de colectas individuales se resumen en la Figura 5, el porcentaje de loci polimórficos de las colectas silvestres y enmalezadas osciló entre 0 (Michoacán 1950) y 57.52% (Morelos G-12877 y Puebla G-23429C) y en los frijoles cultivados entre 14.16 y 45.13% (negro 8025 y Negro Otomí, respectivamente). Los materiales silvestres mostraron una variación alta en el índice de Shanon (I), en un rango de 0 (Mich 1950) a 0.336 (Gto G-12893). En el frijol enmalezado de 0.015 (Dgo G-11025B) hasta 0.271 (gto G-12904), similares al rango de los cultivados (0.104 para Apaseo 95 y 0.272 en Negro Otomí). Los rangos de diversidad mostrados sugieren que los materiales silvestres son más diversos que los enmalezados y los cultivados. Esto podría explicarse por que los materiales enmalezados se originan a partir de la cruza entre los frijoles silvestres y cultivados. Esto podría generar erosión genética en las poblaciones silvestres, por el flujo génico asimétrico de los materiales domesticados hacia los silvestres, como ha sido reportado previamente (Papa y Gepts, 2003; Martínez-Castillo et al., 2006). En los materiales organizados por estados, se obtuvo el promedio del porcentaje de loci polimórfico, diversidad genética e índice de Shanon (I). Se observó que los materiales colectados en Puebla fueron los más diversos (48.23% de loci polimórfico, H= 0.18, I=0.27), seguidos por Guanajuato (35.72%, H=0.14, I=0.21) y Morelos (30.90%, H=0.11, I=0.17) (Figura 4). Finalmente, los materiales de Chiapas, Durango, Jalisco, Michoacán y Oaxaca fueron los de menor polimorfismo y diversidad. Los resultados de diversidad genética por estado fueron similares a lo reportado por Papa y Gepts (2003). Relaciones genéticas La Figura 6 presenta las relaciones genéticas entre las accesiones silvestres, enmalezadas y cultivadas analizadas (Figuras 6 y 7). El patrón de agrupamiento observado está correlacionado con el origen geográfico. El análisis fenético muestra diferentes subgrupos constituidos por colectas de Chiapas, Durango, Morelos, Michoacán, Jalisco, Guerrero, Guanajuato, Oaxaca y los cultivados. Las colectas de Durango, Guerrero y Guanajuato fueron las menos homogéneas, ya que además de formar un grupo definido se encontraron distribuidas en otros subgrupos. Las accesiones de Chiapas se distribuyeron en dos subgrupos unidos a una distancia genética de 0.396, los cuales también compartieron relación genética con colectas de Michoacán. Las accesiones de Morelos también formaron dos subgrupos, el primero de ellos genéticamente más cercano a las colectas de Guerrero y Guanajuato y el segundo como subgrupo independiente hasta con 0.384 de distancia genética. Las accesiones de Oaxaca se distribuyeron en dos subgrupos, uno de ellos bien definido e independiente y el segundo se relaciona con colectas de Jalisco, Guerrero y Guanajuato. Además presentaron hasta 0.467 de distancia genética. Las diferentes accesiones enmalezadas se agruparon con las colectas silvestres de las mismas regiones geográficas, lo cual parece ser consecuencia de su cercana relación genética, además del flujo genético asimétrico con introgresión de genes de materiales cultivados hacia los silvestres, pero que sin embargo siguen manteniendo la mayor parte del acervo silvestre (Papa y Gepts, 2003). Los materiales cultivados formaron un subgrupo relacionado con dos accesiones de Guanajuato, con una distancia genética de 0.249. Los materiales cultivados analizados provienen de materiales criollos de la región del Bajío a excepción de Negro 8025, pudiendo conservar una relación genética debido a su ancestría. La distancia genética entre las variedades cultivadas en general fue menor que en las accesiones silvestres y enmalezadas, esto sugiere que la domesticación y la selección redujo la diversidad. Finalmente, no fue posible encontrar grupos que representaran a las diferentes provincias fisiográficas. CONCLUSIONES 1. Se determinó el tamaño de muestra para los análisis de marcadores AFLP (n=5) 2. Se determinó la diversidad genética en frijol y se encontró lo siguiente: a. De acuerdo a las provincias geográficas el Eje Neovolcánico y la Sierra Madre del Sur presentaron la mayor diversidad b. Los materiales silvestres mostraron mayor diversidad c. En referencia a la diversidad por estados, Puebla, Guanajuato y Morelos resultaron los estados con mayor diversidad. d. Las colectas de Durango, Guerrero y Guanajuato fueron las menos homogéneas. e. La distancia genética entre las variedades cultivadas en general fue menor que en las accesiones silvestres y enmalezadas, esto sugiere que la domesticación y la selección redujo la diversidad. f. Se encontró una relación genético-geográfica entre las diferentes colectas PRODUCTOS GENERADOS Se graduó como Doctora en Ciencias, con especialidad en Biotecnología de Plantas, la C. Laura Gabriela Espinosa Alonso, con el trabajo Diversidad genética y caracetrización nutricional y nutraceútica del frijol (Phaseolus vulgaris L.). BIBLIOGRAFIA Beebe, S. 1999. Mejoramientote la calidad culinaria y nutrimental del frijol: posibilidades y perspectivas. Comunicado del Centro Internacional de Agricultura Tropical. (CIAT), pp249-256. Doyle, J. y Doyle J. 1990. Isolation of plant DNA from fresh tissue. FOCUS 12: 12-24. Gepts, P. 1998. A middle America and Andean common bean gene pools. In: Genetic resources of Phaseolus beans: their maintenance, domestication, evolution and utilization. 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Chiapas n H Chihuahua H Durango H Guerrero H Guanajuato H Jalisco 1 H Jalisco 2 H Michoacán H Morelos H Nayarit H Oaxaca H Puebla H Sinaloa H Puebla 2 H 10 9 8 7 6 5 4 3 0.1089 ± 0.1801 0.1100 ± 0.1826 0.1069 ± 0.1845 0.1110 ± 0.1900 0.1160 ± 0.1958 0.0982 ± 0.1855 0.0928 ± 0.1863 0.0927 ± 0.1869 a a a a a a a a 0.1124 ± 0.1843 0.1107 ± 0.1826 0.1117 ± 0.1814 0.1128 ± 0.1808 0.1085 ± 0.1770 0.1072 ± 0.1724 0.1045 ± 0.1701 0.1092 ± 0.1779 a a a a a a a a 0.1028 ± 0.1849 0.1056 ± 0.1892 0.1034 ± 0.1890 0.1006 ± 0.1932 0.1001 ± 0.1932 0.1016 ± 0.1957 0.0896 ± 0.1863 0.0727 ± 0.1702 a a a a a a a a 0.2956 ± 0.1994 0.2980 ± 0.2022 0.3039 ± 0.2026 0.2846 ± 0.2099 0.2869 ± 0.2103 0.2877 ± 0.2096 0.2777 ± 0.2136 0.1696 ± 0.2108 a a a a a a a b 0.1422 ± 0.2097 0.1194 ± 0.1938 0.1232 ± 0.1985 0.1227 ± 0.2007 0.1257 ± 0.2063 0.1252 ± 0.2084 0.1259 ± 0.2078 0.1172 ± 0.1970 a b b b b b b b 0.1288 a 0.1416 a ± 0.1909 0.1230 ± 0.1911 0.1206 ± 0.1920 0.1205 ± 0.1960 0.1174 ± 0.1960 0.1119 ± 0.1970 0.1022 ± 0.1908 0.1033 ± 0.1899 0.1748 a 0.1633 a ± 0.2064 0.1725 ± 0.2084 0.1646 ± 0.2069 0.1371 ± 0.1944 0.1348 ± 0.1990 0.1405 ± 0.2021 0.1421 ± 0.2025 0.1437 ± 0.1996 0.1413 a 0.1189 a ± 0.2091 0.1345 ± 0.1981 0.1349 ± 0.1979 0.1312 ± 0.1950 0.1332 ± 0.1970 0.1352 ± 0.1988 0.1358 ± 0.1993 0.1175 ± 0.1907 0.1154 a 0.3321 a ± 0.1876 0.1132 ± 0.1843 0.1086 ± 0.1792 0.0907 ± 0.1628 0.0801 ± 0.1522 0.0593 ± 0.1257 0.0579 ± 0.1277 0.0624 ± 0.1350 0.1536 a ± 0.2037 0.1528 ± 0.2041 0.1497 ± 0.2060 0.1523 ± 0.2072 0.1488 ± 0.2046 0.1431 ± 0.2052 0.0854 ± 0.1719 0.0843 ± 0.1727 a a a a a a a ± 0.1914 0.1428 ± 0.1922 0.1462 ± 0.1953 0.1494 ± 0.1973 0.1570 ± 0.2024 0.1664 ± 0.2083 0.1708 ± 0.2106 0.1766 ± 0.2119 a a a a a a a a a a a a a a ± 0.2025 0.1623 ± 0.1979 0.1571 ± 0.1960 0.1567 ± 0.1984 0.1525 ± 0.1953 0.1343 ± 0.1987 0.1284 ± 0.1965 0.1159 ± 0.1883 a a a a a a a a a a a a a a ± 0.1883 0.1213 ± 0.1920 0.1250 ± 0.1957 0.1233 ± 0.1977 0.1215 ± 0.1966 0.1190 ± 0.1935 0.1166 ± 0.1913 0.1159 ± 0.1883 a a a a a ab a ab a c a c c ± 0.1860 0.3283 ± 0.1890 0.3358 ± 0.1916 0.3408 ± 0.1956 0.3403 ± 0.1941 0.3386 ± 0.1980 0.2345 ± 0.2154 0.1849 ± 0.2048 a a a a a a a a a a b b b b Figura 2. Determinación del tamaño de la muestra para análisis AFLP bp 750 650 600 565 530 500 460 400 364 300 255 204 145 100 50 Figura 3. Patrón de AFLPs no radiactivos obtenido con la combinación EcoACG_800:M_CTC (imagen a λ=800 nm) en accesiones de frijol silvestre y enmalezado. % Loci polimórfico Nivel jerárquico País México Provincia fisiográficas Sierra Madre Occidental Sierra de Chiapas y Guatemala Sierra Madre del Sur Eje Neovolcánico Llanura Costera del Pacífico Grupo biológico Silvestre Enmalezado Cultivado a 100 H I Gst Nm 0.781 21.14 0.419 ± 0.091 0.606 ± 0.105 97.35 0.343 ± 0.140 b 0.513 ± 0.176 b 0.783 a 0.139 97.35 0.337 ± 0.141 b 0.0506 ± 0.176 bc 0.798 a 0.127 99.12 100 0.403 ± 0.117 a 0.418 ± 0.094 a 0.584 ± 0.140 a 0.604 ± 0.109 a 0.782 a 0.755 a 0.140 0.163 79.65 0.317 ± 0.185 b 0.463 ± 0.258 c 0.498 b 0.503 100 100 64.60 0.422 ± 0.089 a 0.385 ± 0.114 b 0.184 ± 0.183 c 0.608 ± 0.103 a 0.566 ± 0.236 a 0.286 ± 0.260 b 0.781 a 0.776 a 0.494 b 0.140 0.145 0.513 (H) Indice de diversidad genética de Nei (1973), (I) índice de Shannon, (Gst) diferenciación genética, (Nm) flujo genético. Letras diferentes representan las diferencias estadísticamente significativas (p=0.05). Figura 4. Estimadores de la diversidad (% loci polimórfico, H, I) de la estructura genética del frijol por provincia fisiográfica y grupo biológico. Colecta % Loci polimórfico CHIAPAS 16.67±6.77 Chiapas 11675 10.62 Chiapas 11676 13.27 G - 19026C 14.16 Chiapas 28 26.55 Chiapas 30 21.24 Chiapas 32 21.24 Chiapas 41 4.42 Chiapas 42 24.78 Chiapas 44 15.93 Chiapas 45 13.27 Chiapas 47 1.77 Chiapas 48 13.27 Chiapas 49 21.24 Chiapas 50 15.04 Chiapas 51 24.78 Chiapas 52 21.24 Chiapas 6 20.35 Chinkuetec 16.81 CHIHUAHUA G -22837 26.55 DURANGO 19.57±11.74 G – 10999 7.96 G – 11024 45.13 G – 11025A 7.96 G - 11025B 2.65 G – 11027 23.01 G – 11027A 30.97 G – 11028 7.08 G – 11030A 11.5 G – 11032 19.47 H I 0.07±0.03 0.045 0.057 0.049 0.101 0.093 0.088 0.018 0.100 0.063 0.058 0.006 0.054 0.087 0.061 0.106 0.089 0.078 0.071 0.10±0.04 0.064 0.082 0.074 0.149 0.133 0.127 0.027 0.145 0.092 0.083 0.009 0.078 0.126 0.089 0.153 0.128 0.115 0.102 0.098 0.07±0.05 0.036 0.181 0.031 0.010 0.074 0.110 0.028 0.042 0.077 0.1454 0.11±0.07 0.051 0.264 0.045 0.015 0.113 0.164 0.041 0.063 0.112 Colecta % Loci polimórfico H DURANGO G – 11034 25.66 0.100 G - CCamp 16.81 0.065 G – ChInd 13.27 0.046 G - Salt2 41.59 0.169 G – Sbay1 17.7 0.058 G - SBay2 22.12 0.084 G – AgBla 18.58 0.079 G – LuMoy 10.62 0.039 G – 11029 30.09 0.110 GUERRERO 18.1±14.56 0.07±0.06 G – 1000 19.47 0.055 G – 10002A 45.13 0.184 Gro 11647 9.73 0.034 Gro 11661 0.88 0.002 Gro 11666 2.65 0.008 Gro 11671 24.78 0.100 Gro 11718 5.31 0.020 G – 11727 19.47 0.071 G - 12878 10.62 0.034 G-12879A 40.71 0.175 G - 12881A 20.35 0.084 GUANAJUATO 35.72±13.76 0.14±0.06 Gto 11667 2.65 0.010 G - 12892 25.66 0.101 G - 12893 55.75 0.233 G - 12904 45.13 0.186 G - 12905 37.17 0.112 G - 12906 38.05 0.151 G - 12908 32.74 0.140 G – 12909 42.48 0.177 Figura 5. Indices de diversidad genética por estado y colecta individual. I 0.146 0.095 0.069 0.247 0.088 0.124 0.113 0.058 0.164 0.10±0.09 0.087 0.266 0.051 0.003 0.012 0.145 0.030 0.106 0.051 0.251 0.121 0.21±0.08 0.015 0.148 0.336 0.271 0.172 0.221 0.202 0.255 Colecta % Loci polimórfico H I GUANAJUATO G - 12911 G - 12913 Gto Churi JALISCO G - 9995 G – 9998A G - 12865 G -12934 Jal 12935 Jal 12939 Jal 12945 Jal 12952 Jal 12955 Jal 12957 Jal 12966 Jal 12977 G – 13029 G - 13030 MEXICO 11663 MICHOACAN G - 10018A G - 10019 G - 10019A G - 11050 Mich 11652 Mich 11730 Mich 11733 G - 12888 G - 12889 Colecta MORELOS G - 12877 G - 12877B G - 13019A G - 13505 G - 443 Mor Oaxtepec Mor UNAM NAYARIT G – 10538 OAXACA Oax 11656 Oax 11660 Oax 11695 Oax 11698 Oax 11703 Oax 11729 Oax 11731 G - 12871 G - 12875 G - 12876 Oax Tilapa OaxMaOax OaxMontAlb OaxPort OaxSanAnt OaxSanMiguel OaxTeita Colecta % Loci polimórfico H I MICHOACAN 41.59 0.172 43.36 0.146 28.32 0.129 23.70±12.07 0.09 ± 0.05 15.04 0.048 30.09 0.116 46.02 0.189 8.85 0.031 14.16 0.061 10.62 0.032 40.71 0.144 17.7 0.072 16.81 0.060 23.89 0.079 37.17 0.155 16.81 0.065 36.28 0.144 17.7 0.072 14.16 20.96±11.33 28.32 36.28 15.93 33.63 12.39 21.24 17.7 28.32 41.59 % Loci polimórfico 57.52 33.63 38.05 22.12 15.04 15.93 40.71 0.036 0.08±0.04 0.101 0.136 0.064 0.140 0.040 0.089 0.067 0.111 0.171 H 0.209 0.142 0.116 0.086 0.043 0.057 0.145 31.86 0.120 24.41±14.21 0.09±0.06 44.25 0.164 8.85 0.040 21.24 0.092 43.36 0.177 23.89 0.078 30.97 0.088 3.54 0.012 29.2 0.117 21.24 0.068 40.71 0.162 9.73 0.041 13.27 0.043 10.62 0.034 17.7 0.062 51.33 0.192 14.16 0.051 30.97 0.125 0.248 0.221 0.183 0.13 ± 0.07 0.075 0.170 0.273 0.046 0.088 0.049 0.214 0.104 0.089 0.121 0.223 0.096 0.211 0.105 0.059 0.12±0.06 0.150 0.201 0.093 0.202 0.062 0.128 0.099 0.162 0.248 I 0.311 0.203 0.180 0.126 0.068 0.085 0.217 0.177 0.13±0.08 0.242 0.056 0.132 0.257 0.119 0.139 0.018 0.171 0.104 0.236 0.059 0.066 0.052 0.093 0.283 0.076 0.181 G - 12895 25.66 0.079 G - 12896 16.81 0.069 G - 12899 11.5 0.038 G - 12902 23.01 0.091 G - 12903 23.01 0.079 G - 12960 6.19 0.024 G - 12961 12.39 0.036 G - 1950 0 0.000 JSG y LOS 151 17.7 0.072 JSG y LOS 327 44.25 0.148 JSG y LOS 80 13.27 0.059 Pátzcuaro 7.960 0.019 Tzintzuntzan 23.89 0.089 MORELOS 30.90±11.40 0.11±0.04 G - 10010 48.67 0.189 G - 10012 29.2 0.099 G - 10016 35.4 0.145 Mor 11691 30.97 0.121 Mor 11701 30.97 0.114 Mor 11704 32.74 0.120 Mor 11706 15.93 0.059 Mor 11707 31.86 0.123 Mor 11708 19.47 0.066 Mor 11709 34.51 0.126 Mor 11710 24.78 0.093 Mor 11711 25.66 0.091 Mor 11712 42.48 0.157 Mor 11716 26.55 0.107 G - 12872A 13.27 0.050 G - 12874B 45.13 0.173 Colecta % Loci polimórfico PUEBLA G- 23429C Xochitlán SINALOA G-12870A ZACATECAS G-12987 48.23±13.14 57.52 38.94 H 0.18±0.04 0.208 0.158 0.122 0.100 0.057 0.133 0.119 0.035 0.056 0.000 0.104 0.225 0.084 0.032 0.131 0.17±0.06 0.277 0.150 0.211 0.177 0.169 0.179 0.087 0.180 0.099 0.187 0.138 0.136 0.232 0.155 0.075 0.255 I 0.27±0.06 0.309 0.228 48.67 0.198 0.287 14.16 0.053 0.078 CULTIVADOS 24.83±12.08 Apaseo 95 18.58 M 38 22.12 Negro 8025 14.16 Negro Otomí 45.13 Negro Querétaro 21.24 0.10±0.05 0.070 0.088 0.058 0.189 0.077 a 0.14±0.08 0.104 0.128 0.085 0.272 0.114 Se representa el promedio de los índices de diversidad de las colectas provenientes de los diferentes estados de la República Mexicana. Figura 4. Indices de diversidad genética por estado y colecta individual (continuación). Distancia genética, Nei (1972) Figura 6. Dendrograma (UPGMA) basado en la distancia genética de Nei (1972) de 124 accesiones de frijol silvestre, 17 enmalezado y de 5 cultivares de frijol común de México. Número de colecta 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 Nombre Chihuahua 22837 Chiapas 11675 Chiapas 11676 Chiapas 19026C Chiapas 28 Chiapas 30 Chiapas 32 Chiapas 41 Chiapas 42 Chiapas 44 Chiapas 45 Chiapas 47 Chiapas 48 Chiapas 49 Chiapas 50 Chiapas 51 Chiapas 52 Chiapas 6 Chiapas Chinkuetec Dgo 10999 Dgo 11024 Dgo 11025A Dgo 11025B Dgo 11027 Dgo 11027A Dgo 11028 Dgo 11029 Dgo 11030 Dgo 11032 Dgo 11034 DgoCCamp DgoChInd Dgo Salt2 Dgo Salt1 DgoSBay DgoSBay2 DgoAgBla DgoLuMoy Gro 1000 Gro 10002A Gro 11661 Gro 11666 Gro 11671 Gro 11727 Gro 12878 Gro 12879A Gro 12881A Gto 11647 Gto 11663 Gto 11667 Gto 11718 Gto 12892 Gto 12893 Gto 12904 Gto 12905 Gto 12906 Gto 12908 Gto 12909 Gto 12911 Gto 12913 Gto 12987 Gto Churi Jal 9998A Mich 11730 Jal 12865 Jal 12895 Jal 12934 Jal 12935 Jal 12939 Jal 12945 Jal 12952 Jal 12955 Jal 12957 Jal 12966 Provincia Número de Tipo fisiográfica colecta silvestre SMO 75 silvestre SChG 76 silvestre SChG 77 enmalezada SChG 78 silvestre SChG 79 silvestre SChG 80 silvestre SChG 81 silvestre SChG 82 silvestre SChG 83 silvestre SChG 84 silvestre SChG 85 silvestre SChG 86 silvestre SChG 87 silvestre SChG 88 silvestre SChG 89 silvestre SChG 90 silvestre SChG 91 silvestre SChG 92 silvestre SChG 93 enmalezada SMO 94 silvestre SMO 95 enmalezada SMO 96 enmalezada SMO 97 silvestre SMO 98 enmalezada SMO 99 silvestre SMO 100 silvestre SMO 101 silvestre SMO 102 silvestre SMO 103 silvestre SMO 104 silvestre SMO 105 silvestre SMO 106 silvestre SMO 107 silvestre SMO 108 silvestre SMO 109 silvestre SMO 110 silvestre SMO 111 silvestre SMO 112 silvestre SMS 113 silvestre SMS 114 silvestre SMS 115 silvestre SMS 116 silvestre SMS 117 silvestre SMS 118 silvestre SMS 119 silvestre SMS 120 silvestre SMS 121 silvestre EN 122 silvestre EN 123 silvestre EN 124 silvestre EN 125 silvestre EN 126 silvestre EN 127 enmalezada EN 128 enmalezada EN 129 silvestre EN 130 silvestre EN 131 silvestre EN 132 silvestre EN 133 silvestre EN 134 enmalezada EN 135 silvestre EN 136 silvestre EN 137 silvestre SMS 138 silvestre EN 139 enmalezada EN 140 silvestre EN 141 enmalezada EN 142 enmalezada EN 143 enmalezada EN 144 silvestre EN 145 silvestre EN 146 silvestre EN 147 silvestre EN Nombre Jal 12977 Jal 13029 Jal 13030 Jal 13505 Jal 9995 Mich 10018A Mich 10019 Mich 10019A Mich 11050 Mich 11652 Mich 11733 Mich 12888 Mich 12889 Mich 12896 Mich 12899 Mich 12902 Mich 12903 Mich 12960 Mich 12961 Mich 1950 Mich JSG y LOS 151 Mich JSG y LOS 327 Mich JSG y LOS 80 Mich Patzcuaro Mich Tzintzuntzan Mor 10010 Mor 10012 Mor 10016 Mor 11691 Mor 11701 Mor 11704 Mor 11709 Mor 11707 Mor 11708 Mor 11709 Mor 11710 Mor 11711 Mor 11712 Mor 11716 Mor 12872 Mor 12874B Mor 12877 Mor 12877B Mor 13019A Mor 443 Mor Oaxtepec Mor UNAM Nay 10538 Oax 11656 Oax 11660 Oax 11695 Oax 11698 Oax 11703 Oax 11729 Oax 11731 Oax 12871 Oax 12875 Oax 12876 Oax Tilapa OaxMaOax OaxMontAlb OaxPort OaxSanAnt OaxSanMiguel OaxTeita Puebla 23429 Xochitlán Sin 12870A Apaseo 95 M 38 N. 8025 N. Otomí N. Querètaro Tipo silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre enmalezada silvestre silvestre silvestre enmalezada silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre enmalezada silvestre enmalezada silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre enmalezada silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre silvestre cultivada cultivada cultivada cultivada cultivada Provincia fisiográfica EN EN EN EN EN EN SMS SMS EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN EN LlCP SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS SMS EN EN LlCP Figura 7. Accesiones silvestres, enmalezadas y cultivadas del dendrograma.