INFORME FINAL
Proyecto N° 372
Evaluación del potencial larvicida de extractos
vegetales de 24 especies de la familia Asteraceae
(Compositae) presentes en el Departamento del
Quindío frente a larvas de Aedes aegypti (Diptera:
Culicidae)
Noviembre, 2009
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Evaluación del potencial larvicida de extractos vegetales de 24 especies
de la familia Asteraceae (Compositae) presentes en el Departamento del
Quindío frente a larvas de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae)
EQUIPO INVESTIGADOR
Investigador principal:
IRENE DUARTE GANDICA
Docente TC
Programa Licenciatura en Matemáticas
Universidad del Quindío
Coinvestigador:
OSCAR ALEXANDER AGUIRRE OBANDO
Docente OTC
Programa
Licenciatura
en
Biología
y
Educación
Ambiental
Universidad del Quindío
Auxiliares de investigación:
JUAN CARLOS ÁLVAREZ LONDOÑO
Estudiante Programa de Biología
JORGE ALBERTO JIMÉNEZ MONTOYA
Estudiante Maestría en Ciencias Biomédicas.
Estudiante investigador:
JENNIFER LORENA GALLEGO ÁLVAREZ
Estudiante Biología
Línea de investigación: Modelamiento Matemático de Dinámicas Ecológicas y
Agroecológicas.
Palabras claves: Aedes aegypti, Dengue, Extractos vegetales, Familia Compositae
Duración del proyecto: 18 meses
Fecha de inicio: Enero de 2008
Fecha de terminación: Junio de 2009
Inversión Universidad del Quindío: $ 24.812.000
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Resumen
Muchas especies de mosquitos son vectores de agentes causales de enfermedades
humanas con gran importancia en la salud pública, como el dengue, cuyo vector es Aedes
aegypti. Cerca de dos tercios de la población mundial vive en zonas infestadas con vectores
de dengue. Dicha enfermedad está presente clínicamente desde hace más de 200 años en
las Américas y en la actualidad afecta a la mayoría de los países del continente y el Caribe
(Informe Quincenal Epidemiológico Nacional IQUEN, 2001).
Aedes aegypti es un mosquito cosmopolita, hematófago diurno, con mayor actividad de
picadura al amanecer y al atardecer. Es el mosquito transmisor principal en el hemisferio
occidental, se encuentra en todos los países de América con excepción de Canadá,
Bermudas, Islas Caimán, Chile y Uruguay (OPS, 1993). El ciclo de vida del vector
comprende las formas acuáticas y el adulto.
El control del vector con insecticidas en principio produjo buenos resultados, pero debido a
la creciente resistencia a los pesticidas, la contaminación ambiental y el costo de los
químicos, se hace necesaria la búsqueda de alternativas de solución con menos riesgos y
con bajo costo económico y ambiental, como el uso de extractos vegetales, ya que las
plantas producen más de 100 000 sustancias conocidas como metabolitos secundarios.
Entre ellos se encuentran terpenos, alcaloides, esteroides, entre otros. Semejante
diversidad química es consecuencia del proceso evolutivo que ha llevado a la selección de
especies con mejores defensas contra el ataque microbiano, o la predación de insectos y
animales (Dixon, 2001); el rango de su efecto va desde repelencia, disuasión de la
alimentación y ovoposición, hasta toxicidad aguda e interferencia con el crecimiento y el
desarrollo de los insectos. Por lo tanto en los últimos años se está retomando el uso de las
plantas como fuente de pesticidas más seguros para el ambiente y la salud humana
(Ottaway, 2001; Mansaray, 2000).
El presente estudio evaluó el potencial larvicida de extractos vegetales de 24 especies de la
familia Asteraceae (Compositae) presentes en el Departamento del Quindío frente a larvas
de Aedes aegypti (Diptera: Culicidae).
Se determinó la susceptibilidad de larvas de tercero-cuarto instar de Aedes aegypti frente a
los extractos vegetales provenientes de 24 especies de la familia Asteraceae (Compositae);
se determinaron las dosis letales 50 y 90 de cada uno de los extractos vegetales
empleados; se modeló matemáticamente el comportamiento de poblaciones de Aedes
aegypti cuando se emplearon estos extractos vegetales como larvicidas.
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1. OBJETIVOS
El objetivo general planteado inicialmente: “Evaluar el potencial larvicida de
extractos vegetales de 42 especies de la familia Asteraceae (Compositae)
presentes en el Departamento del Quindío frente a larvas de cuarto instar de
Aedes aegypti (Diptera: Culicidae)”, se cumplió parcialmente, ya que sólo
fueron evaluadas 24 especies, debido a que los cambios climáticos que han
sucedido en los últimos años dificultan el crecimiento y la accesibilidad en la
recolección, etc. Con estas 24 especies, se cumplieron los objetivos
específicos:

Determinar la susceptibilidad de larvas de cuarto instar de Aedes
aegypti frente a los extractos vegetales provenientes de especies de
la familia Compositae.

Determinar las dosis letales 50 y 90 de cada uno de los extractos
vegetales empleados.

Modelar matemáticamente el comportamiento de poblaciones de
Aedes aegypti cuando se emplean extractos vegetales como
larvicidas.

Proponer estrategias para el control de las poblaciones de Aedes
aegypti usando extractos vegetales.
2. MARCO TEÓRICO
2.1. Biología de las especies y epidemiología
Aedes aegypti
El dengue clásico y el dengue hemorrágico constituyen un problema cada vez
más grave en la región tropical, la cual se ha visto afectada por numerosas
epidemias a partir de 1977 (Brown et al., 2001). El virus del dengue puede ser
transmitido por vía transovárica por varias especies del mosquito Aedes y al
hombre se transmite por la picadura del mosquito infectante, principalmente el
Aedes aegypti; éste es un mosquito doméstico, hematófago diurno, con mayor
actividad de picadura en el amanecer y al atardecer; es el mosquito transmisor
principal en el hemisferio Occidental (OPS, 1992). Aedes aegypti es un
mosquito cosmopolita (cosmotropical y subtropical), encontrándose
generalmente dentro de los límites de 40° de latitud norte y 40° de latitud sur.
En América, Aedes aegypti, se encuentra en todos los países con excepción de
Canadá, Bermudas, Islas Caimán, Chile y Uruguay (OPS, 1993). En Colombia
está presente generalmente por debajo de los 1800 msnm, aunque existen
registros de su presencia sobre los 2000 msnm. (Suárez y Nelson, 1981).
Aedes aegypti es originario de África y fue introducido al continente americano
durante la época de la conquista y la colonia, adquiriendo en el hemisferio
occidental hábitos domésticos. Penetró al interior de Colombia desde
Cartagena al establecerse la navegación por el río Magdalena. En 1949, estaba
presente en la Costa Atlántica, Buenaventura, los valles de los ríos Magdalena
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y Cauca, mientras el oriente y suroeste del país estaban libres del mosquito. Se
reproduce esencialmente en toda clase de recipientes que acumulan agua; vive
dentro o alrededor de las viviendas, su área de vuelo es de 25 a 100 metros
generalmente; los machos se alimentan de las sustancias azucaradas de los
jugos de las plantas y no pican, las hembras requieren de sangre animal para
poder madurar sus huevos y por esto pican y chupan sangre, especialmente la
humana. Aunque pueden picar a cualquier hora del día o de la noche, prefieren
las primeras horas de la mañana y las últimas de la tarde (Nelson, 1986;
Lardeux et al., 1990).
Aedes aegypti, es un artrópodo, vector transmisor de 4 tipos de dengue (I, II, III
y IV). Es también vector de la fiebre amarilla urbana y vector urbano del virus
de la encefalitis equina venezolana (Morales y Suarez, 2003). Tiene por lo
general un período generacional corto, una fecundidad y potencial de
dispersión alto y es un colonizador muy eficiente; aunque sufre una elevada
mortalidad natural, su población se puede recuperar rápidamente de esta
reducción. Se caracteriza morfológicamente por tener un abdomen bien
diferenciado, tres pares de patas, un par de alas, un tórax y un anillo blanco y
negro en las patas. El ciclo de vida comprende huevo, 4 estadíos larvales, un
estadío de pupa y adulto (WHO, 1972). Los huevos miden aproximadamente 1
mm de longitud y tienen forma de cigarro. Son depositados individualmente en
posturas de 10 a 100 por encima del nivel del agua o inmediatamente por
encima de este, sobre las paredes del recipiente. Las posturas se hacen por lo
general cada 4 o 5 días y alcanzan un total entre 300 y 750 huevos; la hembra
puede hacer una o varias tomas de sangre entre posturas y con el aumento en
la cantidad de sangre que ingiere incrementa el número de huevos por postura,
siendo una toma completa de sangre de aproximadamente 3 mg para una
postura de alrededor de 100 huevos (Nelson, 1986). Al momento de la postura
los huevos son blancos, pero rápidamente cambian a negro brillante. Si el
ambiente es húmedo y cálido, son fecundados en 48 horas pero este período
puede prolongarse a 5 días si baja la temperatura; resisten largos períodos de
desecación, hasta un año. Algunos eclosionan en los primeros 15 minutos de
contacto con el agua y otros hasta que son mojados varias veces (Who, 1972).
Las larvas son exclusivamente acuáticas. La fase larval es el período de
alimentación y crecimiento. Se identifican por dos prominentes espinas
laterales del tórax y una hilera recta de 7 a 12 escamas del peine en el octavo
segmento abdominal. La duración del desarrollo larval depende de la
temperatura y la disponibilidad de alimento. El período larval desde la eclosión
hasta la fase de pupa puede ser de 5 días, pero comúnmente es de 7 a 14
días; las larvas pasan la mayoría del tiempo alimentándose de material
orgánico. Las pupas son acuáticas, no se alimentan, se mantienen en la
superficie del agua debido a que tienen la propiedad de flotar, lo que facilita la
emergencia del insecto adulto. El estadío de pupa dura de 2 a 3 días. Los
adultos pueden vivir pocas semanas, muchos mueren en el momento de la
emergencia o poco tiempo después. Con una mortalidad diaria del 10%, la
mitad de los mosquitos morirá durante la primera semana y el 95% durante el
primer mes. A pesar de la gran reducción en número, si la población emergente
original es grande, la población ya establecida será suficiente para transmitir la
enfermedad y mantener una epidemia (Nelson, 1986).
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El desarrollo de resistencia de mosquitos a los compuestos usados como
larvicidas y adulticidas fue observado por primera vez en 1947, cuando los
mosquitos Aedes taeniorhynchus y Aedes sollicitans mostraron resistencia al
DDT en Florida, Estados Unidos (Brown, 1986). A partir de ese momento se
han encontrado una gran cantidad de especies resistentes a diferentes tipos de
químicos agudizándose el problema al usar mayor concentración de
insecticidas los cuales, además de tener un alto impacto en la contaminación
ambiental, causan daños en las poblaciones de insectos benéficos (Georghiou
y Lagunes-Tejeda, 1991).
Familia Compositae
La familia Asteraceae (del griego Aster, astro o estrella) es una de las más
numerosas del reino vegetal, con alrededor de 1.100 géneros y 20.000
especies, entre las que se encuentran desde árboles, pasando por arbustos y
subarbustos, hasta plantas herbáceas, con una amplia distribución mundial.
Aunque un número reducido de ellas presenta utilidad agronómica, es una
familia que comprende especies de gran importancia económica como malezas
(por ejemplo los géneros Bidens, Cirsium, Hypochaeris y Sonchus), como
plantas medicinales (Matricaria chamomilla, Artemisia absinthium y Tussilago
farfara), como plantas ornamentales (por ejemplo los géneros Aster, Bellis,
Cosmos, Chrysanthemum, Gazania y Gerbera), como plantas oleaginosas
(Carthamus tinctorius y Helianthus annus), y como plantas hortícolas.
Las especies cultivadas como hortalizas son plantas herbáceas, anuales,
bienales y perennes. Su hábito de crecimiento es característicamente en roseta
y muy determinado, por lo que en su mayoría son plantas de tamaño reducido.
Las hojas son opuestas o alternas, sin estípulas. Al darse las condiciones
adecuadas, el tallo se alarga iniciándose la etapa reproductiva. El antiguo
nombre de la familia, Compositae, hace referencia a su estructura floral típica,
que corresponde a un órgano que asemeja una flor pero que, en realidad, se
compone de decenas de flores pequeñas. Morfológicamente es un tipo de
inflorescencia denominada capítulo, con el pedúnculo de extremo superior más
o menos engrosado y ensanchado en forma de receptáculo (clinanto), sobre el
cual se disponen numerosas flores sésiles. El receptáculo puede ser plano,
convexo o cóncavo, y está rodeado por un involucro de una o más series de
brácteas u hojas modificadas, herbáceas o coriáceas, e inermes o espinosas.
La flor misma se compone de una corola formada por la unión de cinco pétalos
soldados en casi toda su longitud (gamopétala), de un cáliz modificado
denominado papus o vilano, compuesto por pelos simples o plumosos,
generalmente persistente en el fruto como una estructura de diseminación. El
androceo presenta 5 estambres soldados por las anteras (singenesia), los que
forman un tubo alrededor del estilo. El gineceo consiste en un ovario ínfero,
bicarpelar y uniovulado, el que origina un fruto simple, indehiscente,
uniseminado y de pericarpio coriáceo y seco, denominado aquenio.
La familia presenta dos tipos morfológicos bastante diferentes de flores:
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Flores liguladas o radiales: presentan corola gamopétala, zigomorfa,
alargada y vistosa, que asemeja una lengüeta; casi siempre son femeninas.
Flores tubulosas o de disco: presentan corola gamopétala y actinomorfa, de
forma cilíndrica. Generalmente son hermafroditas o masculinas.
El capítulo puede contener sólo flores tubulosas, sólo flores liguladas, o ambos
tipos, las liguladas en la periferia y las tubulosas en el interior.
Biopesticidas de origen vegetal
Las sustancias activas derivadas de las plantas, han sido utilizadas como
plaguicidas desde tiempos antiguos. Durante la era de los plaguicidas sintéticos
fueron abandonados y hoy su estudio contribuye a una aproximación en la
estrategia para el control integrado de plagas (Arnason et al., 1989).
Los biopesticidas son productos naturales que pertenecen al grupo de los
llamados "metabolitos secundarios", los cuales incluyen una gama de
productos químicos, entre los cuales sobresalen los alcaloides, los terpenoides,
las cumarinas, los fenoles, entre muchos otros químicos secundarios.
Estas sustancias no tienen una función conocida en las fotosíntesis, en el
crecimiento y en la fisiología de las plantas. Sin embargo, su actividad biológica
sobre otros organismos tales como virus, bacterias, hongos, moluscos,
nemátodos e insectos está bien documentada en la literatura sobre Ecología
Química.
Aparentemente, cada especie vegetal ha desarrollado un complejo de
sustancias químicas único, que la protege contra sus depredadores naturales;
de esta manera el reino vegetal ofrece un universo de principios activos que
ejercen casi cualquier actividad biológica imaginable. Además, muchos
plaguicidas botánicos tienen la ventaja de proveer modos de acción novedosos,
que reducen el riesgo de resistencia cruzada (Arnason et al., 1989).
Las investigaciones en esta área, han descubierto mecanismos sutiles pero
efectivos para el control de plagas; podemos citar entre otros los siguientes:
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sustancias antiovopositoras,
sustancias que modifican los hábitos alimenticios,
sustancias disuasoras,
sustancias repelentes,
sustancias antialimenticias (impalatables),
sustancias inhibidoras de crecimiento,
sustancias atrayentes,
sustancias herbicidas,
sustancias quimioesterilizantes,
sustancias alelopáticas,
sustancias venenosas,
sustancias de acción sinergista.
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Además, una gama de complejos químicos que actúan exclusivamente sobre
determinados organismos tales como:
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viricidas,
bactericidas,
fungicidas,
nematicidas,
molusquicidas,
insecticidas,
rodenticidas.
Entre los principales compuestos bioactivos descubiertos y corroborados
científicamente podemos citar los siguientes: piretroides, alcaloides,
acetogeninas, agarofuranos, limonoides, cumarinas, etc. (Atehortúa, 1994).
2.2. Antecedentes
Control de mosquitos empleando extractos vegetales
Amer y Mehlohorn (2006) evaluaron el efecto de aceites esenciales en
concentraciones al 1, 10, 50, 100 y 500 ppm provenientes de 41 especies en
larvas de Aedes, Anopheles, y Culex de tercer instar, encontrando que 13 de
las 41 especies evaluadas presentaron una mortalidad del 100% después de
las 24 horas de evaluadas o aun después de un corto tiempo de bioensayadas.
La LC 50 se presentó entre 1 y 101,3 ppm para A. aegypti, 9,7 y 101,4 ppm
para A. stephensi y entre 1 y 50,2 ppm para C. quinquefasciatus.
Rodríguez et al., (2006) evaluaron la actividad larvicida de 27 especies de
plantas frente a larvas de tercer instar de Aedes aegypti a concentraciones de
500 ppm. 14 extractos de 7 especies mostraron una mortalidad mayor de 65%,
de estas, Duguetia furfuracea, Piptocarpha rotundifolia, Casearia sylvestris var.
lingua, Serjania lethalis, y Xylopia aromatica,
mostraron efectividad a
concentraciones de 56,6, 162,31, 232,4, 285,76, y
384,37 μg/mL,
respectivamente. Annona crassiflora y Cybistax antisyphilitica mostraron
actividad a concentraciones de 23,06 y 27,61 μg/mL.
Roselayne et al., (2005) evaluaron la actividad biocida de aceites esenciales
provenientes de 10 especies de plantas contra larvas de A. aegypti. Los aceites
esenciales presentes en Vanillosmopsis arborea presentaron la mayor actividad
larvicida con una LC 50 de 15,9 ppm y una LC 90 de 28,5 ppm. Por otro lado,
O. gratissimum L. fue la especie con una LC 50 de 95,80 ppm y una LC 90 de
102,86 ppm.
Furtado et al., (2005) evaluaron el efecto larvicida de 10 aceites esenciales
contra Aedes aegypti, dichos extractos fueron diluídos en una solución acuosa
de dimetil sulfóxido en concentraciones 100, 50, 10 y 1 mg/mL. A las 24 horas
de efectuado el montaje se determinó el porcentaje de larvas muertas. De los
10 extractos, Vanillosmopsis arborea Baker fue la que presentó la mayor
actividad insecticida con una LC 50 de 15,9 mg/mL y una LC 90 de 28,5
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mg/mL. De otro lado, la que presentó menor actividad fue O. gratissimum L.
con una LC 50 de 95,80 mg/mL y LC 90 de 102,86 mg/mL.
Bobadilla et al. (2005) evaluaron la toxicidad larvicida de suspensiones acuosas
provenientes de extractos etanólicos de las semillas, flores, hojas, corteza de
ramas y corteza de raíces de Annona muricata L., (guanábana) sobre larvas del
IV estadío de Aedes aegypti determinando niveles de susceptibilidad. El mayor
efecto tóxico correspondió a la suspensión de las semillas con un 100% de
mortalidad a las 24 horas a 0,5 mg/mL, seguido por las flores a las 48 horas a
10 mg/mL y hojas a las 36 horas a 100 mg/mL. En semillas, las
concentraciones letales al 50% (CL50) y 90% (CL90) a las 48 horas de
exposición fueron 0,02 mg/mL y 0,11 mg/mL, en flores 3,33 y 12,16 mg/mL, en
hojas 8,25 y 26,87 mg/mL y en corteza de ramas 19,21 y 97,23 mg/mL,
respectivamente. Los resultados indicaron susceptibilidad de los individuos a
cada suspensión, gracias a la acción de diversos principios activos distribuidos
en todo el árbol.
Barreira et al. (2004) evaluaron la actividad insecticida de 9 aceites esenciales
provenientes de 9 plantas del noreste de Brasil. El estudio permitió concluir que
Ocimum americanum y Ocimum gratissimum tienen una LC50 de 67 ppm y 60
ppm respectivamente, comparado con las 63 ppm de L. sidoides y 69 ppm para
C. citratus, estos resultados sugieren el uso potencial de los aceites esenciales
provenientes de estas dos especies para el control de Aedes aegypti.
Pacheco-Pérez et al. (2004) evaluaron 51 especies de plantas del estado de
Oaxaca, México; 39 como extractos acuosos al 5 y 15% y 21 al 25%, y como
extractos acetónicos 3 especies con 5 dosis (0,1, 0,01, 0,001, 0,0001 y
0,00001%). Además de 8 aceites vegetales a tres dosis (0,1, 0,01 y 0,001%) y
11 esencias vegetales comerciales con 4 dosis (0,1, 0,01, 0,001 y 0,0001%).
Los bioensayos consistieron en colocar 20 larvas de cuarto estadío larval de
mosquito Culex. quinquefasciatus (Say) en un vaso de plástico con 100 mL de
agua y adicionar 1 mL de cada dosis de los extractos preparados. Las plantas
que presentaron mayor acción larvicida como extracto acuoso y acetónico
fueron la semilla de anona (Annona squamosa L.), la vaina de huizache (Acacia
farneciana L.) y la corteza de guamuchil (Pithecellobium dulce Roxb.). Las
CL50 y CL95 del extracto acetónico de la semilla de A. squamosa fueron de
0,00025 y 0,00701% respectivamente. Los aceites vegetales provocaron 20%
de mortalidad como máxima actividad y con las esencias vegetales se registró
de 65 a 100% de mortalidad.
Pohlit et al. (2004) evaluaron la actividad biológica de extractos etanólicos,
metanólicos y acuosos de plantas nativas del estado del Amazonas en Brasil
contra larvas de Aedes aegypti en concentraciones de 500 ppm. En general,
los extractos metanólicos mostraron la mayor actividad larvicida; de estos, la
raíz de Tapura amazonica, las hojas y raíces de Piper aduncum L., las hojas,
frutos y tallos de P. tuberculatum., y los tallos de Simaba polyphylla mostraron
una actividad larvicida del 100%.
Mariños et al. (2004) evaluaron la capacidad biocida de Lonchocarpus utilis
(Smith, 1930), “barbasco” sobre 7000 larvas de tercer y cuarto estadío de
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Anopheles benarrochi (Gabaldón, 1941), vector primario de malaria, en
Yurimaguas y Loreto en Brasil. La actividad biocida fue determinada con
diferentes calidades de agua. Se procesaron las raíces frescas de L. utilis
siguiendo el procedimiento utilizado por Vílchez (1993), obteniéndose como
producto final un polvo fino que contiene como principio activo la rotenona. La
actividad biocida se midió con 5 dosis de polvo de la raíz diluída en agua
destilada: 6,25; 3,1; 2,1; 1,0 y 0,15 g/L. Se utilizó 1 mL del homogenizado como
inóculo por dosis. Para determinar la eficacia y susceptibilidad se realizaron
lecturas cada hora hasta las 24 horas después del tratamiento. A las 12 horas
postratamiento, las dosis de 6,25 y 3,1 g/L, mostraron 98 y 89% de mortalidad
larvaria cuando se utilizó agua destilada y 86 % y 82 % cuando se utilizó agua
de criadero. A las 24 horas la mortalidad alcanzó el 99 y 94% usando agua
destilada y con agua de criadero fue 93 y 90%. A las 6 horas de exposición con
agua destilada, la dosis letal media (DL50) fue de 0,63 g/L y la dosis letal
noventa (DL90) fue de 12,44 g/L; mientras a las 12 horas la DL50 fue de 0,48
g/L y la DL90 7,23 g/L. Utilizando agua de criadero, a las 6 horas la DL50 fue
de 1,36 g/L y la DL90 fue de 27,58 g/L; mientras que a las 12 horas la DL50 fue
de 0,83 g/L y la DL90 fue de 9,83 g/L del extracto crudo de L utilis. Los
resultados permitieron comprobar la efectividad del polvo de raíz de
Lonchocarpus utilis sobre larvas de A. benarrochi como potencial biocida y que
su acción está influenciada por la calidad del agua y la dosis de aplicación.
Pérez y Lannacone (2004) evaluaron la mortalidad larvaria del III estadío de
Anopheles benarrochi Gabaldon, Cova García y López, 1941 bajo la decocción
de Paullinia clavigera var. bullata Simpson (Sapindaceae) y de la infusión de
Tradescantia zebrina Hort ex Bosse (Commelinaceae). Los mayores
porcentajes de mortalidad, fueron de 100% a 24 h de exposición a las
concentraciones de 10 y 20% en P. clavigera y de 10% en T. zebrina. P.
clavigera mostró más eficiencia insecticida sobre A. benarrochi en comparación
con T. zebrina en términos de CL50 de 1 a 12 h de exposición; sin embargo, a
las 24 h los valores de CL50 fueron similares (P. clavigera, CL50 = 0,81% y T.
zebrina CL50 = 0,86 %).
Arruda et al., (2003) evaluaron el efecto del extracto etanólico de cáscaras de
Magonia pubescens en larvas de Aedes aegypti de tercer estadío a nivel del
tubo digestivo en diferentes tiempos de exposición (2, 4, 6, 8, 10, 12 y 13
horas) con la finalidad de determinar de forma progresiva las alteraciones
morfológicas. Dichos efectos fueron evidenciados principalmente a nivel de
mesenterio extendiéndose hasta la región posterior de éste, las principales
alteraciones observadas fueron destrucción parcial o total de las células, alta
vacuolización citoplasmática e hipertrofia celular. Estas alteraciones se dieron
después de 4 horas de iniciados los tratamientos, encontrándose un aumento
con el transcurrir del tiempo.
Bobadilla et al. (2002) evaluaron la mortalidad de larvas del IV estadío de
Anopheles sp., mediante el extracto etanólico de las semillas de A. cherimolia
(E1) y A. muricata (E2). Los mayores porcentajes de mortalidad, corregidos por
la fórmula de Abbott, fueron de 100% a las 24 horas de exposición a la
concentración de 0,8 y 0,12 mL/100mL en E1 y E2, respectivamente,
observándose un mayor efecto tóxico larvario a favor de E2 sobre E1 en 4,58%
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de mortalidad. El análisis Probit mostró un patrón de respuesta heterogéneo de
las larvas a las concentraciones letales al 50% (CL50) y al 90% (CL90) a lo
largo de todos los tiempos de evaluación y una mayor homogeneidad a los
tiempos letales al 50% (TL50) y al 90% (TL90) a medida que aumentaban las
concentraciones de los extractos. Asimismo, la forma de las rectas de regresión
muestran individuos larvarios con diferentes susceptibilidades a los extractos,
lo que establece diferentes poblaciones o genotipos intervinientes. El trabajo
permitió demostrar el efecto larvicida de ambas semillas y subraya la necesidad
de realizar mayores ensayos in vitro como alternativa al control de insectos de
importancia en salud pública.
Macêdo et al., (1997) evaluaron la actividad biológica de extractos etanólicos
de 83 especies colectadas en el estado de Minas Gerais en Brasil, frente a
larvas de A. fluviatilis, encontrando que el extracto de Tagetes minuta fue el
que presentó mayor actividad con una LC 90 de 1,5 mg/L y una LC 50 de 1,0
mg/L y los extractos de Achryrocline satureoides, Gnaphalium spicatum,
Senecio brasiliensis, Trixis vauthieri, Tagetes patula y Vernonia ammophila
fueron los que menor actividad presentaron, mostrando una mortalidad menor
del 50%.
Sanabria (1983) realizó un análisis fitoquímico preliminar de 40 plantas de la
familia Asteraceae (Compositae) encontrando que el 50% de las especies
evaluadas dieron reaciones positivas para alcaloides, el 68% para flavonoides,
el 43% para saponinas, el 93% para esteroides y/o triterpenoides, el 50% para
lactonas terpénicas y el 8% para cumarinas. El trabajo permitió demostrar que
la mayoría de las plantas estudiadas tiene buenas perspectivas, especialmente
por su contenido de alcaloides, flavonoides, lactonas terpénicas y esteroides
y/o triterpenoides, y que por lo menos la mitad de las especies evaluadas
merecen un estudio más profundo desde el punto de vista químico y de su
actividad biológica.
2.3. Modelos matemáticos relacionados con la dinámica poblacional para
el control de mosquitos vectores de dengue
Un modelo matemático es la representación formal de un sistema (fenómeno
natural). Los ecólogos usan modelos para varios propósitos: interpretar datos,
hacer predicciones y guiar sus investigaciones de acuerdo a los análisis de los
modelos (Eldelstein-Keshet, 1998). Actualmente muchos modelos ecológicos
son simulados a través de programas computacionales, y analizados de una
manera numérica encontrando posibles soluciones a diversos problemas. La
construcción de un modelo y su simulación constituyen una ayuda en el
desarrollo de muchas investigaciones, los análisis de sensibilidad pueden
revelar qué procesos y parámetros tienen mayor influencia en el proceso
(Leland et al., 2000).
Newton y Reiter (1992) construyeron un modelo matemático representando la
transmisión de dengue y evaluando el impacto de insecticidas de bajo volumen,
concluyendo que este tipo de insecticidas no causa un impacto considerable en
la reducción de la incidencia de la enfermedad.
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Focks et al. (1993) elaboraron un modelo de simulación basado en la biología
de Aedes aegypi. Utilizaron datos de la literatura como tablas de vida, para
determinar los parámetros específicos de la dinámica vital del mosquito,
principalmente tasas de natalidad, mortalidad y paso de un estadío a otro.
Otras variables como ovoposición, estados larvarios, pupa y el ciclo gonotrófico
fueron correlacionados con los factores ambientales.
Posteriormente Focks et al. (1993) incluyeron algunos parámetros nuevos en el
modelo anteriormente mencionado, estimando otros datos de laboratorio
reportados en la literatura, como dieta de fecundidad, tasa de desenvolvimiento
larval y sobrevivencia. Fueron elaboradas comparaciones entomológicas con
registros de Bangkok y Tailandia de los años 1966 a 1968 donde ocurrieron
brotes de Aedes aegypti, epidemia de dengue y fiebre de dengue hemorrágica.
En otro trabajo, Focks et al. (1995) desarrollaron un par de modelos
estocásticos, determinados por leyes de probabilidad que describen una
dinámica diaria de transmisión del virus de dengue en un ambiente urbano;
concluyeron que para llegar a la erradicación del dengue deben ser
investigados con mayor profundidad los parámetros relacionados en la
transmisión de dengue.
Esteva y Vargas (1998) analizaron la transmisión del virus del dengue a través
de un modelo con tamaño poblacional constante y discutieron los cambios en la
población del vector incluyendo tratamiento con insecticidas de bajo volumen.
Sugirieron que los controles deben ser orientados a la disminución de
criaderos.
Esteva y Vargas (1999) estudiaron la transmisión del dengue analizando una
intensidad poblacional humana variable, encontrando tres parámetros que
gobiernan la existencia de proporciones de equilibrio endémico, mostrando un
comportamiento total de infectados.
Duque (2004), presentó un modelo matemático que representa la dinámica del
control biológico de A. aegypti por Bacillus thuringiensis var israelenses,
construido con ecuaciones diferenciales de acuerdo con la biología de la
especie; para el diseño y la simulación utilizó datos obtenidos en laboratorio y
en la literatura. Las simulaciones del modelo mostraron que la temperatura
afecta inversamente la producción de individuos y que los puntos máximos de
producción de mosquitos son alcanzados más rápido a temperaturas altas. La
simulación sugiere la inclusión de otro tipo de control para el estado adulto.
Duque concluye que el sinergismo entre el control de inmaduros y adultos
puede resultar en mayor eficiencia para la determinación de estrategias para
reducir la población del vector.
12
3. METODOLOGÍA
La investigación se desarrolló en tres etapas, a saber:
Etapa 1: Campo y laboratorio
Etapa 2: Modelamiento matemático
Etapa 1
 Fase de campo
Recolección de larvas de Aedes aegypti
Se realizaron colectas de larvas de tercer y/o cuarto instar en las siguientes
zonas: Barrio Berlín, Proviteq, La Mariela, El Placer, La María, Miraflores, La
Uribe y en la zona centro de la ciudad de Armenia; estos sitios fueron
escogidos para ser muestreados ya que representan focos de dengue, según
informe de la Secretaria de Salud de Armenia, 2007.
Las colectas se realizaron entre los meses de marzo y junio, estos meses
corresponden al inicio de la época lluviosa y por lo tanto al momento propicio
para la captura de larvas de mosquitos ya que las hembras adultas aprovechan
los depósitos de agua que se originan con la lluvia para ovipositar.
Cada zona se muestreó semanalmente durante 5 meses de campo; cada
muestreo tuvo una duración de 4 horas (en las horas de la mañana), logrando
una intensidad de muestreo de 64 horas/zona.
Se hicieron capturas de formas inmaduras en tanques de uso doméstico y se
utilizó el método del cucharón que es el más común para recolectar las larvas
de los mosquitos.
Para el transporte del material biológico colectado se emplearon recipientes
plásticos con tapa y debidamente rotulados.
Cuando se tuvieron todas las cepas de cada uno de los lugares a colectar, se
homogenizaron todas las poblaciones, con el fin de obtener una población
genéticamente diversa.
Recolección de plantas de la familia Compositae
Se recolectaron 24 especies provenientes de la familia Asteraceae
(Compositae) empleando la guía “Monografia de la Flora Andina” (Vélez et al.,
1998) en diferentes municipios del departamento del Quindío: Armenia,
Salento, Génova y Córdoba.
Las plantas recolectadas fueron:
1. Emilia coccinea (Sims) Sweet.
13
2. Heliopsis oppsitifolia (Lam.) Díaz.
3. Jaegeria hirta (Lag.) Less.
4. Ambrosia cumanensis
5. Galinsoga quadriradiata R. y P.
6. Artemisia vulgaris L.
7. Cosmos caudata HBK.
8. Bidens pilosa L.
9. Schistocarpha eupatorioides (Fenzl) O. Ktze.
10. Critoniella acuminata (HBK) King y H. Rob.
11. Fleischmannia microstemon (Cass.) King y H. Rob.
12. Baccharis nitida (R. y P.) Pers.
13. Austroeupatorium inulaefolium (HBK) King y H. Rob.
14. Acmella ciliata (HBK) Cass.
15. Ageratum conyzoides L.
16. Hypochoeris radicata L.
17. Tagetes erectes L.
18. Acmella mutisii (HBK) Cass.
19. Taraxacum officinale Weber ex Wigger.
20. Hypochoeris radicata L.
21. Baccharis trinervis (Lam.) Pers.
22. Crepis japonica (L.) Benth.
23. Conyza bonariensis (L.) Cronq.
24. Clibadium surinamense L.
Para la recolección del material vegetal fresco se tuvo en cuenta la
metodología expuesta por Hoss (1992). De cada especie se recolectaron
2400g de hojas frescas, fueron puestas a secar a 40ºC el mismo día de la
colección hasta la obtención de peso constante; después se pulverizaron hasta
un tamaño que pasara por un tamiz No. 20 (U.S.P) y finalmente se
almacenaron en frascos protegidos de la luz.
 Fase de laboratorio
Identificación taxonómica de larvas de Aedes aegypti
Los ejemplares colectados de A. aegypti fueron determinados hasta especie en
el museo de artrópodos de la Universidad del Quindío, empleando un
estereoscopio y las claves de Bohart y Washino (1978) y Villareal y González
(1995), separando únicamente los ejemplares correspondientes a A. aegypti,
los mosquitos que no fueron utilizados en los bioensayos se sacrificaron con
éter y posteriormente fueron enterrados en el suelo del Banco de Germoplasma
de la Universidad del Quindío.
Mantenimiento de la cepa de Aedes aegypti en laboratorio
Todas las larvas colectadas se pusieron a madurar hasta que pasaron al
siguiente estado de pupa y de ahí a la fase de adulto, tratando de tener
homogeneidad, estos adultos se llamaron los parentales 1, se esperó hasta
tener una F1 y una F2, y con las larvas provenientes de la F3, se realizaron los
experimentos de toxicidad, obteniendo así una mayor variabilidad genética.
14
Los mosquitos fueron mantenidos en el bioterio de la Universidad del Quindío,
en cajas cúbicas de Carton-plast de 30cm x 30cm, siendo 2 lados revestidos
por velo (1mm), estas jaulas fueron sometidas a un foto período (12 horas de
luz y 12 horas de oscuridad), una humedad relativa de 70% ± 10% y
temperatura ambiente (entre 18 y 22ºC). Se alimentaron con solución
azucarada al 10%, renovada cada 2 días. La alimentación sanguínea para el
ciclo gonotrófico de las hembras se realizó con ratones de laboratorio (Mus
musculus), la ingesta de sangre por parte de los adultos fue 3 veces cada
semana por un espacio no mayor a 30min, en algunos casos se alimentaron 2
veces al día, en las horas de la mañana 30min y en la tarde 30min, para
aumentar el vigor de las hembras.
Como recipiente de oviposición para las hembras, en el interior de las cajas, se
depositó una servilleta húmeda en un recipiente de icopor, con capacidad de
120mL. Después de la eclosión de los huevos, las larvas fueron mantenidas en
recipientes plásticos con capacidad de 1L, con tapa de angeo de 1mm y
alimentadas con una ración de alimento para perros cachorros (una ración fue
distribuida en cantidades suficientes para permitir el consumo de 3 a 6 mg de
alimento por larva durante todo su desarrollo).
Mantenimiento de Mus musculus
Los ratones fueron mantenidos en el bioterio de la Universidad del Quindío, en
jaulas plásticas especiales, estas jaulas fueron sometidas a 12 horas de luz y
12 horas de oscuridad, una humedad relativa de 70% (más o menos 10%) y
temperatura ambiente. Se alimentaron día de por medio con concentrado
granulado para caninos y tuvieron agua a disposición. Se conservaron para
posteriores estudios.
Preparación de extractos vegetales
Para la obtención de extractos etanólicos de hojas provenientes de las 24
especies, se empleó la metodología descrita por Hoss (1992) y Bilbao (1997).
A 24 especies colectadas se les extrajeron los metabolitos secundarios a partir
de 100g de material seco por lixiviación con 500mL de etanol rectificado
(extracto crudo), al cual se le realizó una marcha fitoquímica para la
identificación de algunos de los grupos de metabolitos secundarios presentes.
Se guardaron 40 mL (E1) y el resto del extracto se concentró por rotavapor a
80 mL. Éste se dividió en 2,30 mL para eliminación de clorofila con acetato de
plomo al 4% y 0,5% de ácido acético (E2); los 50 mL restantes se llevaron
hasta sequedad en baño maría a 40oC (E3). De E2 se tomaron 30 mL para
hacer una extracción con éter de petróleo para realizar la separación y
posterior identificación de alcaloides (E4).
A los 4 extractos obtenidos de cada planta se les realizó una marcha
fitoquímica para analizar los siguientes metabolitos: Taninos, quinonas,
15
flavonoides, esteroles, aglicones cardiotónicos, desoxiaazúcares, saponinas,
cumarinas y alcaloides.
Fue necesario hacer un cambio en el procedimiento para la extracción de
clorofila, planteado inicialmente con carbón activado, por acetato de plomo,
debido a que el rendimiento de la extracción no era significativo
Bioensayos
Con las larvas de Aedes aegypti obtenidas en campo se realizaron bioensayos
con cada uno de los 24 extractos vegetales E3, para determinar la
susceptibilidad de las larvas de A. aegypti. Las concentraciones de cada una
de las 24 especies de plantas fueron probadas inicialmente a concentraciones
de 1, 10 y 100 mg/L, con el objetivo de determinar los límites de mortalidad
entre 1% y 99%, para posteriormente realizar un bioensayo definitivo.
Se siguió el protocolo estandarizado de la OMS (Instrucciones para determinar
la susceptibilidad o resistencia de larvas de mosquitos a insecticidas, OMS,
1981), se sometieron densidades de 20 larvas de cuarto instar a las
concentraciones anteriormente mencionadas y a temperatura ambiente.
Las larvas fueron mantenidas en frascos de polietileno con capacidad de 300
ml conteniendo 150 mL de agua. Se realizaron 4 réplicas más el control para
cada densidad larvaria.
A partir de las 12 horas de efectuado el montaje y por un período de dos días
se realizaron observaciones cada 24 horas, registrando el porcentaje de
mortalidad, se consideraron larvas muertas aquellas que al ser punzadas en la
región cervical no presentaron movimiento alguno.
Análisis de datos
A la variable porcentaje de mortalidad, se le comprobó la distribución normal
de los datos y su homogeneidad de varianzas antes de proceder a realizar el
análisis de varianza factorial abajo descrito. Cuando no se encontró ninguno de
estos supuestos, la variable se transformó empleando la función matemática
logaritmo en base 10.
Al emplearse esta transformación no se obtuvo distribución normal de los datos
o una homogeneidad de varianzas, entonces se procedió a realizar el test de
Kruskal-Wallis.
El modelo empleado para analizar la variable porcentaje de mortalidad en el
bioensayo fue un experimento factorial bajo un diseño completamente
aleatorizado 4x6x2x24 (Peña, 1987; Daniel, 1998), donde se analizaron los
siguientes factores:
Factor A: Repeticiones, con 4 niveles
1. Repetición 1
2. Repetición 2
16
3. Repetición 3
4. Repetición 4
Factor B: Dosis, con 6 niveles:
1. 0.1 mg/L
2. 1 mg/L
3. 10 mg/L
4. 100 mg/L
5. 500 mg/L
6. 1000 mg/L
Factor C: Tiempo en horas, con 2 niveles:
24 horas
48 horas
Factor D: Tipo de control, con 24 niveles:
1. Emilia coccinea (Sims) Sweet.
2. Heliopsis oppsitifolia (Lam.) Díaz.
3. Jaegeria hirta (Lag.) Less.
4. Ambrosia cumanensis
5. Galinsoga quadriradiata R. y P.
6. Artemisia vulgaris L.
7. Cosmos caudata HBK.
8. Bidens pilosa L.
9. Schistocarpha eupatorioides (Fenzl) O. Ktze.
10. Critoniella acuminata (HBK) King y H. Rob.
11. Fleischmannia microstemon (Cass.) King y H. Rob.
12. Baccharis nitida (R. y P.) Pers.
13. Austroeupatorium inulaefolium (HBK) King y H. Rob.
14. Acmella ciliata (HBK) Cass.
15. Ageratum conyzoides L.
16. Hypochoeris radicata L.
17. Tagetes erectes L.
18. Acmella mutisii (HBK) Cass.
19. Taraxacum officinale Weber ex Wigger.
20. Hypochoeris radicata L.
21. Baccharis trinervis (Lam.) Pers.
22. Crepis japonica (L.) Benth.
23. Conyza bonariensis (L.) Cronq.
24. Clibadium surinamense L.
Con el fin de determinar las posibles diferencias significativas encontradas
entre los resultados para cada uno de los factores, se realizó el test Tukey HSD
(Montgomery, 1991). Los análisis estadísticos se realizaron con el programa
STATISTICA 7.1 (2007) y la obtención de las LC 50 y 90 con el programa
Probit (Finney, 1971).
17
Etapa 2. Fase de modelamiento matemático
Se consideraron 4 estadíos para Aedes aegypti: Huevo, larva (incluye desde el
primero hasta el cuarto instar), pupa y adulto. Las variables
,
,
,
representan el número de individuos en el tiempo , en los estadíos huevo,
larva, pupa y adulto, respectivamente.
A través de cada estadío, las tasas vitales se asumieron constantes.
 H es la proporción de huevos que pasan a larva.
 L es la proporción de larvas que pasan a pupa (incluyendo sobrevivencia por
estadío).
 P es la proporción de pupas que pasan a adulto.
 A es el número de huevos que oviposita una hembra.
 es la proporción hembra-macho.
H
,

L
,
P
,
A
, son las tasas de mortalidad de huevos, larvas, pupas y
adultos, respectivamente.
El diagrama es el siguiente:
El sistema que interpreta la dinámica es el siguiente:
H ' (t )   A A (t )   H H (t )
L ' (t )   H H  (  L   L ) L
P ' (t )   L L  (  P   P ) P
A ' (t )   P P  
A
A
18
4. RESULTADOS Y CONCLUSIONES
 Marcha fitoquímica
En la figura 1 se presentan las pruebas realizadas en el extracto crudo, que
dieron positivas en cada una de las plantas.
Figura 1. Resultado de las pruebas realizadas a 24 plantas en extractos crudos de especies
pertenecientes a la familia Compositae
Reacciones marcha extracto crudo
30
25
Nº Plantas
20
15
10
5
0
1
Prubas
F3Cl3
Ac. Plomo
Gelatina sal
Acido
Basico
Shinoda
Rosenhein
Rxn.Liebermann
Baljet
Kedde
Antrona
Fluorescencia
Molish
Dragendorff
Keller
Meyer
Tollens
Valser
Rosenthaler
En estos extractos las pruebas de Cloruro férrico (FeCl3), acetato de Plomo
(Ac-Pb) y la gelatina sal presentaron abundante cantidad de taninos (tabla 1),
siendo el acetato de plomo el que presentó mayor actividad en las plantas, 2, 3,
4 y 5. En el extracto sin clorofila todos las plantas dieron positivas para la
prueba de acetato de plomo variando su intensidad entre uno y dos positivos.
Las pruebas de cloruro férrico y gelatina sal dieron negativas para los extractos
2,3 y 8. Y en la fase alcohólica, de igual forma, todos los extractos fueron
positivos en la prueba de acetato de plomo. Pero en esta ocasión los extractos
2 y 3 fueron positivos para las tres pruebas.
19
Tabla 1. Pruebas de FeCl3, Acetato de plomo y gelatina sal para la identificación de Taninos en
extractos de diferentes especies de la familia Compositae.
Los ensayos de ácido y base para quinonas dieron positivos para los extractos
de las plantas 1, 3, 5, 6 y 7 cuyo metabolito no se había reportado antes para
esta familia (Liliana et al., 2006). En el extracto sin clorofila, la prueba de
acetato de plomo dio positivo para todas las plantas. Las pruebas de gelatina
sal y FeCl3 dieron negativas para las plantas 2, 3 y 8 y en la fase etanólica, las
plantas 6,7, 9, 18, 21 y 23 dieron positivas para el ensayo en medio ácido
mientras que las plantas 6, 7 y 8 fueron positivas para el medio básico
(tabla 2).
20
Tabla 2. Pruebas de ácido y base para la identificación de Quinonas en extractos de diferentes
especies de la familia Compositae.
En el extracto crudo, la identificación de flavonoides fue positiva en ambas
reacciones (Shinoda y Rosenhein) para las plantas 1, 3, 4, 5, 7,21, aunque los
extractos 2, 6, 12, 13, dieron positivos para shinoda y el extracto 18 sólo dio
positivo para Rosenhein, siendo estas pruebas muy importantes para nuestro
estudio, ya que como lo señala Cesar M. et al, 1997, este tipo de compuestos
se caracterizan por ser metabolitos de defensa de las plantas ante la presencia
de diferentes tipos de patógenos. En el extracto sin clorofilas, las plantas 3, 7 y
21 continuaron siendo positivas en ambas reacciones para este metabolito, y
dando en esta ocasión positivo en ambos extractos las plantas 2, 12 y 23 y la
prueba de Rosenhein dio negativa en los extractos 1, 6, 9, 15 y 20. Por último,
en la fase alcohólica sólo las plantas 9 y 21 fueron positivas para ambas
pruebas (tabla 3). Es importante resaltar que la prueba de Shinoda es
específica para flavonoides con anillos de gamma benzopirona y la prueba de
Rosenhein con esqueleto de flavilio, lo que nos indica que en los extractos se
tienen más de tipo flavonoides.
21
Tabla 3: Pruebas de Shinoda y Renhein para la identificación de Flavonoides en extractos de
diferentes especies de la familia Compositae.
La prueba de Lieberman para esteroles en el extracto crudo dio positiva en 10
plantas, siendo las de mayor actividad las plantas 1 y 2, y en el extracto sin
clorofila como en la fase alcohólica esta reacción dio positiva para las plantas
18 a 23, siendo negativo en ambos casos para los extractos de las plantas 1 y
2 (tabla 4).
Las saponinas sólo se encontraron en poca cantidad en los extractos crudos
de las plantas 1 y 7. En los extracto sin clorofila, todas las pruebas de
Rosenthaler fueron negativas, al igual que en la fase alcohólica resultante de la
extracción líquido-líquido con éter de petróleo (tabla 4).
La prueba de fluorescencia realizada en todos los extractos para la
identificación de cumarina fue positiva para todas las plantas, siendo la
numero 21 la que presentó mayor actividad (figura 2). De igual manera, para
22
los extractos sin clorofilas y en las fases etéreas todas las reacciones del
florescencia dieron positivas con 1 o 2 signos positivos (tabla 4).
Tabla 4: Pruebas de Lieberman, Rosenthaler y fluorescencia para la identificación de
Esteroles, saponinas y cumarinas respectivamente realizadas en extractos de diferentes
especies de la familia Compositae.
Las pruebas de Dragendorff, Meyer y Valser para alcaloides realizadas en
todos los extractos crudos, por lo menos una dio positiva en cada uno, a
excepción de la planta 13 que dio negativa para las tres reacciones. Ningún
extracto marcó más de dos positivos de intensidad en estas reacciones para
alcaloides (tabla 4).
En el extracto sin clorofila todas las pruebas de alcaloides dieron positivas por
lo menos con dos signos positivos a excepción del extracto 7 que dio negativo
para la prueba de Meyer y reaccionó muy tenue con los otros dos reactivos.
23
Los resultados en la fase etérea dieron muy variados. El extracto de la planta 2
dio negativo para las 3 pruebas. Los extractos 3, 5 y 8 dio negativo para el
ensayo de Meyer, el extracto 19 dio negativo para Dragendorff y la planta 1
para Valser. Entre las plantas 9 y 17 se encontraron los mejores resultados ya
que todas tuvieron una presencia de dos o tres signos positivos en cada una de
las tres pruebas (tabla 5).
Tabla 5: Pruebas de Dragendorff, Meyer y Valser para la identificación de Alcaloides en
extractos diferentes especies de la familia Compositae.
En general encontramos la presencia de diferentes grupos de metabolitos
secundarios en extractos obtenidos de especies de la familia Compositae, los
cuales se han caracterizado por poseer capacidad larvicida ante diferentes
organismos, tales como los flavonoides, alcaloides y algunos esteroles. Por
consiguiente, es necesario determinar si es uno de ellos el que le da al extracto
la capacidad larvicida o, por el contrario, si es la mezcla resultante entre ellos la
que le da su especificidad ya que puede ocurrir un efecto de sinérgico,
amplificando su acción letal. Amadiola (2000), señala que las diferencias en la
toxicidad de diferentes extractos de una misma familia pueden deberse a la
solubilidad de sus compuestos activos y la presencia de inhibidores activos en
los solventes.
24
 Bioensayos:
Los resultados de las LC50 y LC90 a las 24 horas muestran que H. oppsitifolia,
J. hirta y A. inulaefolium presentan las LC 50 y 90 más confiables; por su parte,
A. vulgaris, C. caudata, B. pilosa, S. eupatorioides, B. nitida, A. ciliata, T.
officinale, B. trinervis y C. surinamense no presentaron ningún tipo de
mortalidad (figura 2 ). Por su parte, las LC 50 y 90 a las 48 horas continúan
mostrando que H. oppsitifolia, J. hirta y A. inulaefolium presentan las LC 50 y
90 más confiables, no obstante, sólo B. nitida, T. officinale y C. surinamense no
presentaron ningún tipo de mortalidad (figura 3).
25
4500
4000
3500
LC mg/l
3000
2500
CL 50
2000
CL 90
1500
1000
500
0
Especie
LC mg/l
Figura 2. LC 50 y 90 a las 24 h de 24 especies de la familia Compositae.
4000
3500
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
LC 50
LC 90
Especie
Figura 3. LC 50 y 90 a las 48 h de 24 especies de la familia Compositae.
El análisis de varianza factorial muestra que los factores especie, tiempo,
concentración y todas sus posibles interacciones muestran diferencias
significativas (tabla 6).
El factor especie, a través de la prueba de Tukey, muestra que A. inulaefolium
induce un mayor porcentaje de mortalidad en las larvas de Aedes aegypti
mientras que C. surinamense, B. nitida, B. trinervis, A. ciliata, A. vulgaris, B.
26
pilosa, T. erecta, C. caudata, S. eupatorioides y A. conyzoides, el menor (tabla
7).
El factor tiempo muestra que, en promedio en todas las plantas, se tiene mayor
porcentaje de mortalidad a las 48 horas con relación a las 24 horas (tabla 8).
El factor concentración muestra que, en promedio en todas las plantas, las
concentraciones 1000 y 500 ul/L son aquellas donde se presenta mayor
mortalidad, mientras que las concentraciones restantes 100, 10, 1 y 0,1 ul/L
presentan el menor porcentaje de mortalidad y estadísticamente presentan el
mismo efecto (tabla 9).
La interacción de los factores especie y tiempo revelan que A. inulaefolium a
las 24 y 48 horas es la especie que mayor porcentaje de mortalidad presenta,
mientras que B. trinervis, A. ciliata, C. caudata, B. nitida, S. eupatorioides y B.
pilosa presentan una mortalidad nula a las 24 horas, a diferencia de C.
surinamense que sólo es nula a las 48 horas (tabla 10).
La interacción de los factores especie y concentración indican que A.
inulaefolium, H. oppsitifolia a las 24 y 48 horas presentaron el mayor porcentaje
de mortalidad y sólo J. hirta a las 24 horas (tabla 11).
Finalmente, la interacción entre los 3 factores indica que A. inulaefolium, H.
oppsitifolia y J. hirta, en concentraciones de 1000 y 500 ul/L a las 24 y 48
horas presentan el mayor porcentaje de mortalidad frente a las demás especies
(tabla 12).
Tabla 6. Resultados de ANOVA factorial para la variable porcentaje de mortalidad.
Univariate Tests of Significance for %Mortalidad (Spreadsheet1)
Sigma-restricted parameterization
Effective hypothesis decomposition
SS
Degr. of
Freedom
MS
F
p
Effect
Intercept
3928,27
1964,764
0,00
Especie
5683,19
22
258,327
129,205
0,00
425,02
1
425,023
212,580
0,00
5 1474,663
737,568
0,00
15,754
7,880
0,00
Tiempo
Concentración
Especie*Tiempo
Especie*Concentración
1 3928,267
7373,31
346,59
22
10502,73
110
95,479
47,755
0,00
Tiempo*Concentración
790,99
5
158,199
79,125
0,00
Especie*Tiempo*Concentración
922,55
110
8,387
4,195
0,00
1655,47
828
1,999
Error
27
Tabla 7. Resultados de la prueba de Tukey para el factor especie.
Tukey HSD test; variable %Mortalidad (Spreadsheet1)
Homogenous Groups, alpha = ,05000 (Non-Exhaustive Search)
Error: Between MS = 1,9994, df = 828,00
Especie
Cell No.
23
C. surinamense
12
20
B. nitida
B. trinervis
14
6
%Mortalidad
Mean
A. ciliata
A. vulgaris
1
2
3
0,000000
****
0,026042
****
0,104167
**** ****
0,130208
**** ****
0,182292
**** ****
4
5
8
B. pilosa
0,182292
**** ****
17
T. erecta
0,208333
**** ****
C. caudata
0,286458
**** **** ****
0,338542
**** **** **** ****
**** **** **** **** ****
7
9
S. eupatorioides
6
15
A. conyzoides
0,651042
11
F. microstemon
1,119792
**** **** **** **** ****
10
C. acuminata
1,119792
**** **** **** **** ****
1
E. coccinea
1,302083
**** **** **** ****
19
T. officinale
1,354167
21
7
8
9
C. japonica
1,640625
**** **** **** ****
A. cumanensis
1,796875
**** **** ****
5
G. quadriradiata
2,395833
**** **** ****
16
H. radicata
2,473958
**** ****
18
A. mutisii
2,968750
****
C. bonariensis
3
2
13
4,140625
J. hirta
11
****
5,859375
****
H. oppsitifolia
6,744792
****
A. inulaefolium
8,359375
****
Tabla 8. Resultados de la prueba de Tukey para el factor tiempo.
Tukey HSD test; variable %Mortalidad (Spreadsheet1)
Homogenous Groups, alpha = ,05000
Error: Between MS = 1,9994, df = 828,00
Tiempo
12
**** **** **** ****
4
22
10
%Mortalidad
Mean
1
Cell No.
1
24h
1,265851
2
48h
2,506793
2
****
****
Tabla 9. Resultados de la prueba de Tukey para el factor concentración.
Tukey HSD test; variable %Mortalidad (Spreadsheet1)
Homogenous Groups, alpha = ,05000
Error: Between MS = 1,9994, df = 828,00
Concentración
%Mortalidad
Mean
1
Cell No.
6
0,1ul/l
0,013587
****
4
10 ul/l
0,020380
****
5
1 ul/l
0,027174
****
3
100 ul/l
0,400815
****
2
500 ul/l
4,347826
1
1000 ul/l
6,508152
28
2
3
****
****
Tabla 10. Resultados de la prueba de Tukey para la interacción de los factores especie y
tiempo.
Tukey HSD test; variable %Mortalidad (Spreadsheet1)
Homogenous Groups, alpha = ,05000 (Non-Exhaustive Search)
Error: Between MS = 1,9994, df = 828,00
Especie
Tiempo
%Mortalidad
Mean
1
Cell No.
46
C. surinamense
48h
0,000000
****
45
C. surinamense
24h
0,000000
****
24h
0,000000
****
24h
0,000000
****
24h
0,000000
****
24h
0,000000
****
24h
0,000000
****
39
27
13
23
17
B. trinervis
A. ciliata
C. caudata
B. nitida
S. eupatorioides
15
B. pilosa
24h
0,000000
****
24
B. nitida
48h
0,052083
****
11
A. vulgaris
24h
0,052083
****
33
T. erecta
24h
0,104167
****
2
19
C. acuminata
24h
0,104167
****
40
B. trinervis
48h
0,208333
**** ****
37
T. officinale
24h
0,208333
**** ****
48h
0,260417
**** ****
28
A. ciliata
3
12
A. vulgaris
48h
0,312500
**** ****
34
T. erecta
48h
0,312500
**** ****
16
B. pilosa
48h
0,364583
**** **** ****
29
A. conyzoides
24h
0,364583
**** **** ****
21
F. microstemon
24h
0,468750
**** **** ****
4
5
6
7
41
C. japonica
24h
0,572917
**** **** **** ****
14
C. caudata
48h
0,572917
**** **** **** ****
A. cumanensis
24h
0,625000
**** **** **** ****
18
S. eupatorioides
48h
0,677083
**** **** **** ****
9
G. quadriradiata
24h
0,833333
**** **** **** ****
A. conyzoides
48h
0,937500
**** **** **** **** ****
1
E. coccinea
24h
1,093750
**** **** **** **** ****
2
E. coccinea
48h
1,510417
**** **** **** **** **** ****
31
H. radicata
24h
1,562500
**** **** **** **** **** ****
48h
1,770833
**** **** **** **** ****
24h
1,927083
**** **** **** **** ****
**** **** **** ****
7
30
22
35
F. microstemon
A. mutisii
8
9
10
11
12
20
C. acuminata
48h
2,135417
43
C. bonariensis
24h
2,447917
**** **** **** ****
38
T. officinale
48h
2,500000
**** **** **** ****
42
C. japonica
48h
2,708333
**** **** **** ****
A. cumanensis
48h
2,968750
**** **** **** ****
48h
3,385417
**** **** ****
48h
3,958333
**** ****
A. mutisii
48h
4,010417
**** ****
J. hirta
24h
4,114583
****
C. bonariensis
48h
5,833333
****
3
H. oppsitifolia
24h
6,562500
**** ****
4
H. oppsitifolia
48h
6,927083
**** ****
48h
7,604167
**** ****
8
32
10
36
5
44
6
H. radicata
G. quadriradiata
J. hirta
25
A. inulaefolium
24h
8,072917
**** ****
26
A. inulaefolium
48h
8,645833
****
29
Tabla 11. Resultados de la prueba de Tukey para la interacción de los factores especie y
concentración.
Tukey HSD test; variable % Mortalidad (Spreadsheet1)
Homogenous Groups, alpha = ,05000 (Non-Exhaustive Search)
Error: Between MS = 1,9994, df = 828,00
Especie
Concentración
Cell No.
70
1
2
10 ul/l
0,00000
****
C. surinamense
1 ul/l
0,00000
****
3
E. coccinea
100 ul/l
0,00000
****
4
E. coccinea
10 ul/l
0,00000
****
5
E. coccinea
1 ul/l
0,00000
****
6
E. coccinea
0,1ul/l
0,00000
****
136
C. surinamense
10 ul/l
0,00000
****
135
C. surinamense
100 ul/l
0,00000
****
9
H. oppsitifolia
100 ul/l
0,00000
****
10
H. oppsitifolia
10 ul/l
0,00000
****
C. surinamense
500 ul/l
0,00000
****
H. oppsitifolia
0,1ul/l
0,00000
****
133
C. surinamense
1000 ul/l
0,00000
****
132
C. bonariensis
0,1ul/l
0,00000
****
131
C. bonariensis
1 ul/l
0,00000
****
130
C. bonariensis
10 ul/l
0,00000
****
129
C. bonariensis
100 ul/l
0,00000
****
137
134
12
B. nitida
%Mortalidad
Mean
126
C. japonica
0,1ul/l
0,00000
****
125
C. japonica
1 ul/l
0,00000
****
124
C. japonica
10 ul/l
0,00000
****
123
C. japonica
100 ul/l
0,00000
****
120
B. trinervis
0,1ul/l
0,00000
****
23
A. cumanensis
1 ul/l
0,00000
****
24
A. cumanensis
0,1ul/l
0,00000
****
119
B. trinervis
1 ul/l
0,00000
****
118
B. trinervis
10 ul/l
0,00000
****
27
G. quadriradiata
100 ul/l
0,00000
****
28
G. quadriradiata
10 ul/l
0,00000
****
29
G. quadriradiata
1 ul/l
0,00000
****
30
G. quadriradiata
0,1ul/l
0,00000
****
117
B. trinervis
100 ul/l
0,00000
****
114
T. officinale
0,1ul/l
0,00000
****
33
A. vulgaris
100 ul/l
0,00000
****
34
A. vulgaris
10 ul/l
0,00000
****
35
A. vulgaris
1 ul/l
0,00000
****
36
A. vulgaris
0,1ul/l
0,00000
****
113
T. officinale
1 ul/l
0,00000
****
112
T. officinale
10 ul/l
0,00000
****
39
C. caudata
100 ul/l
0,00000
****
40
C. caudata
10 ul/l
0,00000
****
41
C. caudata
1 ul/l
0,00000
****
42
C. caudata
0,1ul/l
0,00000
****
111
T. officinale
100 ul/l
0,00000
****
108
A. mutisii
0,1ul/l
0,00000
****
45
B. pilosa
100 ul/l
0,00000
****
46
B. pilosa
10 ul/l
0,00000
****
47
B. pilosa
1 ul/l
0,00000
****
48
B. pilosa
0,1ul/l
0,00000
****
107
A. mutisii
1 ul/l
0,00000
****
106
A. mutisii
10 ul/l
0,00000
****
51
S. eupatorioides
100 ul/l
0,00000
****
52
S. eupatorioides
10 ul/l
0,00000
****
53
S. eupatorioides
1 ul/l
0,00000
****
54
S. eupatorioides
0,1ul/l
0,00000
****
102
T. erecta
0,1ul/l
0,00000
****
101
T. erecta
1 ul/l
0,00000
****
100 ul/l
0,00000
****
57
C. acuminata
30
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
Tabla 12 . Resultados de la prueba de Tukey para la interacción de los factores tiempo y
concentración.
Tukey HSD test; variable %Mortalidad (Spreadsheet1)
Homogenous Groups, alpha = ,05000
Error: Between MS = 1,9994, df = 828,00
Tiempo
Concentración
%Mortalidad
Mean
1
Cell No.
12
48h
0,1ul/l
0,013587
****
6
24h
0,1ul/l
0,013587
****
4
24h
10 ul/l
0,013587
****
5
24h
1 ul/l
0,027174
****
11
48h
1 ul/l
0,027174
****
10
48h
10 ul/l
0,027174
****
3
24h
100 ul/l
0,312500
****
9
48h
100 ul/l
0,489130
****
2
24h
500 ul/l
2,635870
1
24h
1000 ul/l
4,592391
8
48h
500 ul/l
6,059783
7
48h
1000 ul/l
8,423913
2
3
4
5
****
****
****
****
A las 24 y 48 horas las LC 50 y 90 más confiables son las exhibidas por H.
oppsitifolia, J. hirta y A. inulaefolium.
A. vulgaris, C. caudata, B. pilosa, S. eupatorioides, B. nitida, A. ciliata, T.
officinale, B. trinervis y C. surinamense no presentaron ningún tipo de
mortalidad a las 24 horas, sin embargo, a las 48 horas sólo persistían en este
comportamiento B. nitida, T. officinale y C. surinamense.
 Modelo matemático
La simulación se hizo con el paquete matemático Matlab.
Los parámetros utilizados en la simulación fueron los siguientes, estimados a
partir de los datos proporcionados en Bar-Zeev (1958), Li et al. (1985),
Manrique-Saide (1998) y Rebelo et al. (1999):
 H  0.9
;
 L  0.89/11.15

P
 0.18

A
 0.1
;
 H  0.714
;
 L  0.1
  0.5
;
;
;
 P  0.09
A  8
;
;
.
31
Se simuló el comportamiento de las poblaciones suponiendo una aplicación
sucesiva de las dosis letales 50 y 90 durante 12 períodos de 30 días cada uno,
de cualquiera de los productos. Las figuras 4 a 8 corresponden a la dosis letal
50, las figura 9 a 13, a la dosis letal 90. Se aprecia una reducción significativa
de las poblaciones con la de 90, mientras que se aprecia un aumento con la de
50.
Figura 4. Poblaciones iniciales 10,10,10,10. Sin aplicar el producto.
32
Figura 5. Poblaciones iniciales 42.9236,32.1370,11.5962, 9.7352. Después de aplicar 3 veces
el producto. Dosis letal 50.
Figura 6. Poblaciones iniciales 52.4903,39.2997,14.1807,11.9050. Después de aplicar 6 veces
el producto. Dosis letal 50.
33
Figura 7. Poblaciones iniciales 64.1894, 48.0588,17.3413,14.5584. Después de aplicar 9 veces
el producto. Dosis letal 50.
Figura 8. Poblaciones iniciales 78.4961, 58.7703, 21.2064,7.8032. Después de aplicar 12
veces el producto. Dosis letal 50.
34
Figura 9. Poblaciones iniciales 10,10,10,10. Sin aplicar el producto.
Figura 10. Poblaciones iniciales 34.9018, 26.1330, 9.4314, 7.9161. Después de 3
aplicaciones. Dosis letal 90.
35
Figura 11. Poblaciones iniciales 28.3021, 21.1914, 7.6480, 6.4193. Después de 6
aplicaciones. Dosis letal 90.
Figura 12. Poblaciones iniciales 22.9504, 17.1843, 6.2018, 5.2054. Después de 9
aplicaciones. Dosis letal 90.
36
Figura 13. Poblaciones iniciales 18.6107, 13.9349, 5.0291, 4.2211. Después de 12
aplicaciones. Dosis letal 90.
El modelo matemático evidenció el hecho de que la aplicación sucesiva de
dosis letales de cualquiera de los extractos en forma sucesiva, permite
mantener las poblaciones de A.aegypti a niveles considerablemente bajos.
De los resultados obtenidos, podemos finalmente, obtener las siguientes
conclusiones.
Las marchas fitoquímicas preliminares realizadas evidenciaron la presencia de
metabolitos secundarios que pueden tener algún potencial insecticida. En
general, encontramos en los extractos obtenidos de especies de la familia
Compositae la presencia de metabolitos tales como alcaloides, terpenoides,
saponinas y sesquiterpenlactonas, flavonoides, alcaloides, algunos esteroles,
triterpenos, esteroides, alcaloides, saponinas o algún constituyente de tipo
lactona (terpénicas, cumarinas, cardiotónicos), tanto en el extracto total como
en la fracciones etanólicas y etéreas. No obstante, no fue posible establecer
clara relación entre el halo de inhibición y un tipo de constituyente en particular.
Las diferencias en la toxicidad de diferentes extractos de esta familia pueden
deberse a la solubilidad de sus compuestos activos y la presencia de
inhibidores activos en los solventes.
Las diferentes respuestas inducidas por estos metabolitos sobre el mosquito
están influenciadas por factores extrínsecos e intrínsecos de las especies de
plantas, las partes de las plantas, los solventes usados para la extracción, la
localización geográfica donde crece la planta y los métodos empleados para la
37
evaluación, lo que influye en la composición química que se obtenga del
extracto.
La alta actividad biológica de fracciones polares observada en H. oppsitifolia, J.
hirta y A. inulaefolium en larvas de A. aegypti, demuestra el importante
potencial larvicida que presentan estas plantas y los tipos de compuestos
obtenidos. Además, proporciona una herramienta ecológicamente compatible y
de bajos costos económicos, para la lucha integrada que se lleva a cabo en
todo el mundo para controlar este vector.
Los resultados presentados en este trabajo permiten concluir que algunas de
estas especies tienen un buen efecto larvicida, gracias a los metabolitos
presentes en ellas. Pero para ser usadas en forma extensiva, será necesario
mejorar los métodos de extracción de los metabolitos.
Como perspectivas a futuro será necesario determinar si es un metabolito en
especial el que le da al extracto la capacidad larvicida o, si por el contrario, si
es la mezcla resultante entre ellos la que le da su especificidad ya que puede
ocurrir un efecto sinérgico, amplificando su acción letal.
Nos parece importante continuar la investigación en esta dirección,
desarrollando propuestas para generar herramientas de control de este vector
que no tengan un impacto negativo para el ambiente.
Un posible trabajo futuro sería evaluar el efecto larvicida de las diferentes
fracciones componentes de los extractos.
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