TOMA, CONSERVACION Y ENVIO DE MUESTRAS AL
LABORATORIO
JUAN I. MONROY BASILIO
Introducción:
La mayoría de los laboratorios tienen sus propias formas de presentación con un
sistema de órdenes médicas para solicitar pruebas y formatos para incluir detalles de
especie, sexo, historia y diagnóstico clínico. Es muy común en los médicos ocupados
incluir en las órdenes algunas especificaciones y no darse el tiempo para proporcionar
detalles clínicos del animal, pero una historia adecuada es esencial si se espera recibir
resultados interpretativos relevantes por parte del personal del laboratorio.
Debe asegurarse de que la muestra este claramente etiquetada y que se correlacione con la
forma de presentación, especialmente si se incluye mas de un caso en el mismo paquete.
El método más común de enviar muestras al laboratorio es por mensajería, aunque algunas
muestras todavía se mandan por correo o por transporte público. Ya sea cualquier método
que se utilice, las muestras deberán ser empaquetadas de tal manera que no se vaya a
romper o salir, en especial si potencialmente incluyen agentes zoonóticos. Los tubos con
sangre deberán estar sellados en una bolsa de plástico y rodeados por un material para
empacar suave en un contenedor sólido. Los portaobjetos pueden romperse fácilmente en el
trayecto y deberán ser presentados ya sea en contenedores protectores de portaobjetos o
forrados en papel seda y en una caja sólida.
Recolección y manejo de sangre:
La validez de una prueba de laboratorio depende de la recolección correcta de la
muestra y su manejo adecuado. El lugar de recolección de sangre varía entre las especies,
por ejemplo, en pequeñas especies se suelen usar las venas cefálica, yugular y safena, con
agujas calibre 20 a 24; en bovinos se utilizan las venas yugular y coccígea (evitar vena
mamaria) con agujas calibre 18 a 20; los cerdos se sangran en la vena de la oreja o del golfo
de las yugulares con agujas calibre del 18 al 20, para ovinos, caprinos y equinos se usa la
vena yugular con agujas calibre del 18 a 20.
En delfines y ballenas se usan las venas profundas de las aletas. En ratas y ratones se puede
obtener un poco de sangre del plexo infraorbitario (procedimiento cruel), mientras que en
conejos se puede utilizar la vena marginal de la oreja. Los sangrados intracardiacos
repetidos en animales de laboratorio suelen ser muy traumáticos y deben evitarse.
Cuando un animal debe ser sangrado repetidamente (especialmente en investigación), debe
considerarse en insertar un catéter venoso, recordando tomar las precauciones necesarias
para evitar la contaminación séptica.
Las agujas y jeringas deben estar esterilizadas y el sitio de inyección deberá ser esquilado y
limpiado con una solución antiséptica antes de la toma de muestra.
Idealmente, la sangre debe ser recolectada de animales que han estado en ayuno por varias
horas.
Se deben hacer esfuerzos por evitar la hemólisis, evitando el empleo de material sucio o
húmedo, quitar la aguja de la jeringa antes de depositar la sangre en el recipiente, procurar
no mezclar rápidamente la sangre con el anticoagulante y que la muestra sea depositada
suavemente por la pared del tubo.
Las muestras de sangre pueden ser recolectadas mediante el método común utilizando
jeringas esterilizadas o empleando el sistema de tubos al vacío.
Los tubos al vacío están disponibles en varios tamaños y comúnmente son utilizados para la
recolección de sangre, pero en perros y gatos muy pequeños la succión con tubos de 10 ml
puede ser intensa y causar el colapso de la vena, por lo que se debe seleccionar otro tamaño
adecuado de 1, 2, 3 o 4 ml. La recolección en una jeringa, seguida de la transferencia
inmediata a un tubo adecuado, puede ser por tanto otra opción.
Es esencial decidir que pruebas son requeridas de una muestra de sangre antes de la
recolección. Algunas muestras requieren sangre completa, mientras que otras requieren ya
sea plasma o suero. También es importante que anticoagulante es mejor para las pruebas
requeridas.
En general, para el estudio hematológico se requiere sangre con anticoagulante mas frotis
sanguíneo secado al aire, plasma para estudios de coagulación y suero para la mayoría de
las estimaciones químicas clínicas y de titulación de anticuerpos. El suero es la porción no
celular de sangre coagulada y el plasma es la porción no celular de sangre sin coagular.
Suero:
Recolectar la sangre dentro de los tubos al vacío (comerciales de tapón color rojo) sin
anticoagulante y de inmediato colocarlos en posición horizontal.
Permitir la coagulación a la temperatura ambiente por aproximadamente 2 horas antes de la
centrifugación a 2000-3000 rpm por 10 minutos en centrífuga clínica para separar el suero.
La separación tardía del suero y coagulo, pueden llevar a cambios en la composición del
suero debido a la pérdida de hemoglobina y otros componentes celulares (potasio y
fósforo) de los eritrocitos.
La exposición de muestras sanguíneas al calor o a la luz solar antes de la separación.
Idealmente el suero deberá ser separado del coágulo antes del envío a un laboratorio de
diagnóstico.
El suero deberá ser conservado en congelación si no es utilizado de inmediato, pero la
congelación y descongelación repetida puede causar deterioro de algunas enzimas.
Sangre completa:
Los anticoagulantes comúnmente utilizados para la recolección de sangre completa son:
 La sal tripotásica del anticoagulante ácido etilendiamino tetraacético (EDTA, tubo
con tapón lila), es el más recomendable para los procedimientos hematológicos de
rutina, ya que producen mínimas alteraciones morfológicas de los leucocitos y
eritrocitos y evita la agregación plaquetaria. Este anticoagulante esta contraindicado
para la determinación de algunos electrolitos como calcio, magnesio, sodio y
potasio.
 La heparina (tubo con tapón verde), tiene una acción transitoria evitando la
conversión de protrombina a trombina y la aglutinación de las células ocurre en 4 a
6 horas. También interfiere en la afinidad tintorial de los frotis sanguíneos. Se
utiliza para el conteo de leucocitos, eritrocitos, hematocrito, velocidad de
sedimentación, índice ictérico, nitrógeno ureico en sangre, electrolitos, cortisol,
pruebas de fragilidad y análisis de gases sanguíneos (PO2 y PCO2). La heparina no
es conveniente para estudios de coagulación o estimación de fibrinógeno.
 El fluoruro de sodio (tubos con tapón gris) generalmente se usa en estimación de
glucosa, ácido pirúvico y ácido láctico en sangre, ya que el fluoruro inhibe la
glucólisis y evita la disminución de la glucosa después de la recolección.
La sangre que contiene anticoagulante de fluoruro no puede ser usada en pruebas donde se
emplean tiras reactivas para la estimación de glucosa debido a la inhibición de la oxidación
de la glucosa en la banda. El fluoruro también inhibe las enzimas del plasma tales como
lipasa, amilasa, AST y ALT:
 El citrato de sodio (tubo con tapón azul) se utiliza para pruebas de coagulación en
una solución al 3.8% relación una parte de anticoagulante y nueve partes de sangre.
También se emplea en transfusiones sanguíneas; 1.32 g de dextrosa en 100 ml de
agua destilada. Se añade esta solución en cuatro partes de sangre.
 El oxalato de sodio o de potasio deforma el núcleo, altera la afinidad tintoreal de
leucocitos y facilita la aglutinación de plaquetas.
Para pruebas poco comunes, sería adecuado consultar con el laboratorio de diagnóstico
antes de que la muestra sea recolectada, para asegurarse de que se use el anticoagulante
correcto. Asegúrese de recolectar suficiente sangre para las pruebas requeridas. En algunos
casos será necesario recolectar sangre en diferentes tipos de tubos para cubrir el rango de
pruebas que se están solicitando.
Errores en la toma de muestra:
a) Lipemia:
El animal debe estar en ayuno con un mínimo de 12 horas antes de la toma de muestra, de
lo contrario se produce la elevación artificial de algunas estimaciones como hemoglobina,
proteínas totales, amilasa, AST y ALT.
b) Hemolisis:
Esta interfiere en un amplio rango de pruebas como proteínas totales, lipasa, bilirrubinas,
urea, AST, ALT, FAS, y potasio entre otras.
c) Estado fisiológico del animal:
Las muestras de sangre deben obtenerse cuando el animal esta en reposo. La oxidación
provoca alteraciones en todo el hemográma.
d) Exceso de anticoagulante:
Se diluye la sangre y provoca crenación de eritrocitos.
Las muestras deben etiquetarse perfectamente con número o clave (utilizando
tinta
indeleble) y acompañarse de una breve historia clínica que incluye los datos del animal
(raza, sexo, edad), así como una breve descripción del padecimiento, tratamiento, fecha y
hora de la toma de muestra y condiciones generales del animal.
Es conveniente remitir la muestra al laboratorio después de haberla obtenido o por lo
pronto, es necesario que la muestra sea conservada en refrigeración hasta el momento de
realizar el análisis.
Indicar al laboratorio si el animal se encuentra en tratamiento con antibióticos en caso de
estudios de aislamiento bacteriano y antibiograma.
Referencias:
Veterinary Clinical Pathology. K.G. Thompson. (2010).
Veterinary Laboratory Medicine; Clinical Pathology. J. Robert Duncan, Keith W. Prasse.
(2002).
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Toma, conservación y envío de muestras al laboratorio

Manejo de muestras sanguíneas

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