ESCUELA POLITÉCNICA NACIONAL
FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA Y
AGROINDUSTRIA
EVALUACIÓN DEL EFECTO ANTIFÚNGICO DE QUITOSANO
PARA EL CONTROL DE PODREDUMBRES EN MORA DE
CASTILLA (Rubus glaucus) DURANTE EL PERÍODO
POSCOSECHA
PROYECTO PREVIO A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERA
AGROINDUSTRIAL
JÉSSICA MARÍA GUEVARA ZAMBRANO
[email protected]
DIRECTORA: ROSA VILAPLANA VENTURA Ph.D.
[email protected]
CO-DIRECTORA: SILVIA VALENCIA CHAMORRO Ph.D.
[email protected]
Quito, julio del 2016
© Escuela Politécnica Nacional (2016)
Reservados todos los derechos de reproducción
DECLARACIÓN
Yo Jéssica María Guevara Zambrano, declaro que el trabajo aquí descrito es de mi
autoría; que no ha sido previamente presentado para ningún grado o calificación
profesional; y, que he consultado las referencias bibliográficas que se incluyen en
este documento.
La Escuela Politécnica Nacional puede hacer uso de los derechos correspondientes
a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad Intelectual, por su
Reglamento y por la normativa institucional vigente.
___________________________
Jéssica María Guevara Zambrano
CERTIFICACIÓN
Certifico que el presente trabajo fue desarrollado por Jéssica María Guevara
Zambrano, bajo nuestra supervisión.
_________________________
Rosa Vilaplana Ventura Ph.D.
DIRECTORA DEL PROYECTO
_________________________
Silvia Valencia Chamorro Ph.D.
CO-DIRECTORA DEL PROYECTO
AUSPICIO
La presente investigación contó con el auspicio financiero del proyecto PIMI 14-16,
“Desarrollo de métodos alternativos no contaminantes para el control de las
podredumbres que se producen en el período poscosecha en frutas andinas y
tropicales”, de la Escuela Politécnica Nacional (EPN), que se ejecuta en el
Departamento de Ciencia de Alimentos y Biotecnología (DECAB).
AGRADECIMIENTOS
A mis padres Jeanette Zambrano y Nelson Guevara, por todos los consejos,
sacrificios, su amor y apoyo incondicional a lo largo de mi vida.
A las Dras. Silvia Valencia y Rosa Vilaplana, por sus enseñanzas, cariño y
paciencia.
Al personal del DECAB y mis compañeros de laboratorio.
A mis amigos, por hacer de estos años universitarios, los más divertidos e
inolvidables de mi vida.
A mis hermanos Daniel, Miguel, Michelle y Vivian
i
ÍNDICE DE CONTENIDOS
PÁGINA
GLOSARIO
RESUMEN
INTRODUCCIÓN
xi
xii
xv
1
REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
1
1.1
Generalidades de la mora de Castilla
1.1.1
Descripción botánica y taxonómica
1.1.2
Composición nutricional del fruto
1.1.3
Cosecha y poscosecha de la mora de Castilla
1.1.4
Cultivo de mora de Castilla en Ecuador
1.1.5
Caracterización físico-química y nutricional del fruto
1.1.5.1 Parámetros físicos
1.1.5.1.1 Tamaño y forma
1.1.5.2 Parámetros químicos
1.1.5.2.1 Sólidos solubles totales
1.1.5.2.2 Acidez activa ph
1.1.5.2.3 Acidez titulable total
1.1.6
Fungicidas de síntesis química utilizados en el cultivo
1
1
2
3
5
7
7
7
7
7
8
8
9
1.2
Factores que inciden en las podredumbres durante la poscosecha de la
mora de Castilla
1.2.1
Factores precosecha
1.2.1.1 Suelo
1.2.1.2 Condiciones ambientales
1.2.1.3 Labores culturales
Microorganismos patógenos
1.2.2.1 Hongos
1.2.2.1.1 Botrytis spp
1.2.2.1.2 Rhizopus spp
1.2.2.1.3 Colletotrichum spp
1.2.2.1.4 Penicillium spp
1.2.2.1.5 Mucor spp
1.2.2.1.6 Fusarium spp
10
10
10
11
12
15
15
16
18
19
20
22
23
Tratamientos alternativos para el control de podredumbres poscosecha
en mora de Castilla
1.3.1
Tratamientos físicos
1.3.1.1 Inmersión en agua caliente
1.3.1.2 Curado
1.3.1.3 Radiación UV-C
1.3.1.4 Radiación por microondas
1.3.2
Tratamientos químicos de bajo riesgo
1.3.2.1 Sustancias naturales
1.3.2.1.1 Aceites esenciales
24
24
24
24
25
25
26
26
26
1.2.2
1.3
ii
1.3.3
1.3.4
1.3.2.1.2 Jasmonatos y ácido salicílico
1.3.2.1.3 Quitosano
1.3.2.2 Sustancias GRAS (Generally Recognized as Safe)
1.3.2.2.1 Carbonatos bicarbonatos y otras sales
1.3.2.2.2 Ácido cítrico
1.3.2.2.3 Ácido ascórbico
1.3.2.2.4 Ácido acético
Control Biológico
Métodos de conservación durante la poscosecha
1.3.4.1 Atmósfera controlada (AC)
1.3.4.2 Pre-enfriamiento
1.3.4.3 Recubrimientos comestibles
2
PARTE EXPERIMENTAL
2.1
Identificación de los diferentes géneros de hongos causantes de
podredumbres poscosecha en mora de Castilla (Rubus glaucus)
2.1.1
Aislamiento de los hongos patógenos presentes en la mora de
Castilla
2.1.2
Purificación e identificación de los hongos patógenos
2.2
2.3
Determinación de la especie de hongo más patogénica
2.2.1
Preparación de inóculos
2.2.1.1 Determinación de la concentración de los inóculos
2.2.2
Metodología de inoculación artificial
2.2.2.1 Inoculación artificial mediante una herida en los
frutos
2.2.2.2 Inoculación artificial mediante inmersión de los
frutos en suspensiones con los inóculos
2.2.3
Almacenamiento y conservación de los frutos
2.2.4
Determinación del índice de incidencia de enfermedad (IIE)
2.2.5
análisis estadístico
Estudio del efecto de diferentes concentraciones de quitosano en la
calidad físico-química, sensorial y microbiológica de los frutos
recubiertos
2.3.1
Inoculación artificial de los frutos
2.3.2
Preparación de los recubrimientos con las diferentes
concentraciones de quitosano
2.3.2.1 Recubrimiento al 0,5; 1,0 y 2,0 % de quitosano
2.3.3
Aplicación de los recubrimientos a las moras de Castilla
2.3.4
Aplicación del fungicida de síntesis química a las moras de
Castilla
2.3.5
Almacenamiento y conservación de los frutos recubiertos
2.3.6
Determinación del iie de los frutos recubiertos
2.3.7
Evaluación de las propiedades físico-químicas de los frutos
recubiertos
2.3.7.1 Propiedades físicas de los frutos
2.3.7.2 Propiedades químicas de los frutos
26
27
28
29
29
30
30
30
31
31
32
33
34
34
34
35
36
36
37
38
38
39
39
40
41
42
42
42
42
43
43
43
44
44
44
45
iii
2.3.8
2.3.9
2.3.10
2.3.11
2.4
Análisis estadístico
Evaluación microbiológica y sensorial de frutos recubiertos
con la concentración de quitosano más efectiva
2.3.9.1 Aplicación del tratamiento con quitosano
Evaluación microbiológica de los frutos recubiertos
Calidad sensorial de los frutos
45
46
46
46
46
Estimación del costo de aplicación de quitosano como método
alternativo a los fungicidas químicos de síntesis
48
3
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
49
3.1
Identificación de los diferentes géneros de hongos aislados de la mora
de Castilla (Rubus glaucus)
3.1.1
Penicillium spp
3.1.2
Rhizopus spp
3.1.3
Botrytis spp
3.1.4
Colletotrichum spp
3.1.5
Fusarium spp
3.1.6
Geotrichum spp
3.1.7
Cladosporium spp
3.1.8
Mucor spp
49
50
51
53
55
57
59
61
63
3.2
3.3
Determinación del género de hongo más agresivo
3.2.1
IIE de los frutos inoculados artificialmente mediante una
herida en el centro
3.2.2
IIE de los frutos inoculados artificialmente por inmersión en
las suspensiones de esporas
Evaluación del efecto de diferentes concentraciones de quitosano en la
calidad de mora de castilla inoculada artificialmente con Botrytis spp
3.3.1
IIE de los frutos
3.3.2
Evaluación de las características físico-químicas y sensoriales
de la materia prima (día 0)
3.3.2.1 Análisis físico-químicos
3.3.2.2 Análisis sensorial
3.3.3
Evaluación de las características físico-químicas y sensoriales
de los frutos tratados durante el almacenamiento
3.3.3.1 Análisis físicos
3.3.3.1.1 Peso
3.3.3.1.2 Diámetro
3.3.3.1.3 Longitud
3.3.3.2 Análisis químicos
3.3.3.2.1 pH
3.3.3.2.2 Sólidos solubles totales (SST)
3.3.3.2.3 Acidez titulable total
3.3.3.3 Análisis sensorial
65
68
70
73
74
77
77
78
79
79
80
83
85
86
87
88
90
91
iv
3.4
Análisis del efecto de la mejor concentración de quitosano en la calidad
microbiológica y sensorial de mora de Castilla
3.4.1
Análisis microbiológico
3.4.2
Análisis sensorial
93
93
95
3.5
Estimación de costos de aplicación del tratamiento poscosecha
97
4
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
101
4.1
Conclusiones
101
4.2
Recomendaciones
102
BIBLIOGRAFÍA
103
ANEXOS
115
v
ÍNDICE DE TABLAS
PÁGINA
Tabla 1.1.
Clasificación taxonómica de la mora de Castilla
2
Tabla 1.2.
Composición nutricional en 100 g de mora de Castilla
3
Tabla 1.3.
Evolución de la exportación de mora de Castilla en Ecuador
6
Tabla 1.4.
Clasificación de la mora de Castilla según el calibre
7
Tabla 1.5.
Cantidades de los elementos requeridos en el cultivo de mora
de Castilla y su interpretación
13
Relación entre los elementos del cultivo de mora de Castilla y
su interpretación
14
Concentración de gases en atmósferas
almacenamiento y en atmósferas modificadas
32
Tabla 1.6.
Tabla 1.7.
normales
de
Tabla 3.1.
Géneros de hongos aislados y purificados con su codificación
49
Tabla 3.2.
Características
(t = 0 días)
78
Tabla 3.3.
Tabla 3.4.
Tabla 3.5.
Tabla 3.6.
Tabla 3.7.
físico-químicas
de
la
mora
de
Castilla
Parámetros físicos evaluados en la mora de Castilla en las
salidas 1 (día 7) y 2 (día 14) almacenadas a 4 oC y 95 % de
HR. Las letras minúsculas corresponden al factor tratamiento
analizados con el test LSD
80
Parámetros químicos evaluados en la mora de Castilla en las
salidas 1 (día 7) y 2 (día 14) almacenadas a 4 oC. Las letras
minúsculas corresponden al factor tratamiento analizados con
el test LSD
87
Atributos sensoriales evaluados en la mora de Castilla
almacenada hasta 14 días a 4 oC. Las letras minúsculas
corresponden al factor tratamiento analizados con el test LSD
92
Análisis microbiológico de la mora de Castilla recubierta con
quitosano al 2 % y de los frutos control en las salidas 1 (día 0),
2 (día 7) y 3 (día 14) almacenada a 4 oC
94
Atributos sensoriales evaluados en la mora de Castilla
recubierta con quitosano al 2 % y de los frutos control en las
salidas 1 (día 0), 2 (día 7) y 3 (día 14), almacenada a 4 oC,
analizados con el test LSD
96
vi
Tabla 3.8.
Tabla 3.9.
Costo total de equipos necesarios para la aplicación de
recubrimiento de quitosano en mora de Castilla como
tratamiento poscosecha
98
Costos semanales de la aplicación de un recubrimiento de
quitosano en mora de Castilla como tratamiento poscosecha
99
vii
ÍNDICE DE FIGURAS
PÁGINA
Figura 1.1.
Escala del índice de color de la mora de Castilla
4
Figura 1.2.
Principales destinos de la mora ecuatoriana del año 2010 al 2014
6
Figura1.3.
Estructura de un hongo filamentoso (Botrytis cinerea)
16
Figura 1.4.
Aspecto microscópico de Botrytis spp
17
Figura 1.5.
Mora de Castilla infectada con Botrytis spp
17
Figura 1.6.
Aspecto microscópico de Rhizopus spp
18
Figura 1.7.
Mora de Castilla infectada con Rhizopus spp
19
Figura 1.8.
Aspecto microscópico de Colletotrichum spp
19
Figura 1.9.
Mora de Castilla infectada con Colletotrichum spp
20
Figura 1.10.
Aspecto microscópico de Penicillium spp
21
Figura 1.11.
Mora de Castilla infectada con Penicillium spp
21
Figura 1.12.
Aspecto microscópico de Mucor spp
22
Figura 1.13.
Mora de Castilla infectada con Mucor spp
22
Figura 1.14.
Aspecto microscópico de Fusarium spp
23
Figura 1.15.
Mora de Castilla infectada con Fusarium spp
23
Figura 1.16.
Estructura química del quitosano y su producción a partir de
Quitina
27
Figura 2.1.
Procedimiento para la inoculación artificial de los frutos
40
Figura 2.2.
Escala de los valores del IIE de los frutos inoculados.
41
Figura 3.1.
Penicillium spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio
de cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la
placa
50
Figura 3.2.
Aspecto microscópico de Penicillium spp (×40)
51
Figura 3.3.
Rhizopus spp aislado de mora de Castilla y sembrado en
medio de cultivo DA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de
la placa
52
viii
Figura 3.4.
Aspecto microscópico
spp (× 40)
de
un
esporangio
de
Rhizopus
53
Botrytis spp aislado de mora de Castilla y sembrado en
medio de cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de
la placa
54
Figura 3.6.
Aspecto microscópico de un conidióforo de Botrytis spp (× 40)
55
Figura 3.7.
Colletotrichum spp aislado de mora de Castilla y sembrado en
medio de cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de
la placa
56
Aspecto microscópico de las conidias de Colletotrichum spp
(× 40)
57
Fusarium spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio
de cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso derecha) de la
placa
58
Aspecto microscópico de macroconidias y microconidias
de Fusarium spp (× 40)
59
Figura 3.5.
Figura 3.8.
Figura 3.9.
Figura 3.10.
Figura 3.11.
Geotrichum spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio
de cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la
placa 60
Figura 3.12.
Aspecto microscópico de hifas de Geotrichum spp (× 40)
61
Figura 3.13.
Cladosporium spp aislado de mora de Castilla y sembrado en
medio de cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de
la placa
62
Aspecto microscópico de hifas y conidias de Cladosporium spp
(× 40)
63
Mucor spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de
cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
64
Aspecto microscópico de esporangio y esporas de Mucor spp
(×40)
65
Podredumbre de mora de Castilla ocasionada por Botrytis spp
HM11
66
Podredumbre de mora de Castilla ocasionada por Rhizopus spp
HM8
67
Figura 3.14.
Figura 3.15.
Figura 3.16.
Figura 3.17.
Figura 3.18.
ix
Figura 3.19.
Figura 3.20.
Figura 3.21.
Figura 3.22.
Figura 3.23.
Figura 3.24.
Figura 3.25.
Figura 3.26.
Podredumbre de mora de Castilla ocasionada por Colletotrichum
spp HM14
67
IIE (%) de Botrytis spp HM11, Rhizopus spp HM8 y
Colletotrichum spp HM14 inoculados artificialmente en mora de
Castilla mediante una herida en el centro de los frutos con 103
conidias mL-1 (A) y 105 conidias mL-1 (B). Cada punto representa
la media de 36 frutos analizados con el test LSD
69
IIE (%) de Botrytis spp HM11, Rhizopus spp HM8 y
Colletotrichum spp HM14 inoculados artificialmente en mora de
Castilla mediante la inmersión de los frutos en suspensiones con
103 conidias mL-1 (C) y 105 conidias mL-1 (D). Cada punto
representa la media de 36 frutos analizados con el test LSD
71
IIE (%) de frutos inoculados con Botrytis spp HM11 (C: control,
Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q 2 % quitosano, I Imazalil)
almacenados hasta 14 días a 4 oC. Cada punto representa la media
de 36 frutos analizados con el test LSD
75
Gráfico de medias con el método de la diferencia significativa
mínima de Fisher (C: control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 %
quitosano, Q 2 % quitosano, I Imazalil
76
Pérdida de peso de los frutos recubiertos con los distintos
tratamientos. (C: control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q
2 % quitosano, I Imazalil) almacenados hasta 14 días a 4 ºC y
evaluados con el test LSD
82
Pérdida de diámetro de los frutos recubiertos con los distintos
tratamientos. (C: control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q
2 % quitosano, I Imazalil) almacenados hasta 14 días a 4 ºC y
evaluados con el test LSD
84
Pérdida de longitud de los frutos recubiertos con los distintos
tratamientos. (C: control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q
2 % quitosano, I Imazalil) almacenados hasta 14 días a 4 oC y
evaluados con el test LSD
86
x
ÍNDICE DE ANEXOS
PÁGINA
ANEXO I
Esquema del procedimiento para recubrir los frutos con las distintas
concentraciones de quitosano
116
ANEXO II
Esquema del procedimiento para recubrir los frutos con la mejor
concentración de quitosano
117
ANEXO III
Formato para el análisis sensorial de los frutos aplicados los distintos
tratamientos poscosecha
118
ANEXO IV
Formato para el análisis sensorial de los frutos control y de los frutos
recubiertos con quitosano
120
xi
GLOSARIO
Acérvulo. Masa de hifas que se forman bajo la epidermis o bajo la cutícula del
organismo parasitado, y produce una capa de conidióforos, cortos y rematados por
un conidio apical (Micoroda, 2012).
Apófisis. Cualquier tipo de protuberancia al final de una estructura alargada
(Micoroda, 2012).
Artroconidias. Conidias que resultan de la fragmentación o desarticulación de las
células de una hifa, después del engrosamiento de su pared celular y condensación
del citoplasma (RAE, 2015).
Columela. Porción axial estéril dentro de la cabeza del esporangio; columna central
estéril (Micoroda, 2012).
Conidióforos. Extremo de las hifas modificadas de donde se separan las células
condiógenas (Micoroda, 2012).
Conidios.
Esporas
especializadas
mediante
las
cuales
se
reproducen
asexualmente la mayoría de los Ascomycetes (Micoroda, 2012).
Esporangiosporas. Esporas asexuales típicas de los hongos inferiores (RAE,
2015).
Esporodoquios. Apelotonamiento tuberoso de hifas (Micoroda, 2012).
Estípites. Estructuras largas y no ramificadas (RAE, 2015).
Estomas. Abertura microscópica en la epidermis de las partes verdes de los
vegetales superiores que permiten el intercambio de gases y líquidos con el exterior
(RAE, 2015).
xii
Folíolos. Cada una de las hojuelas de una hoja compuesta (RAE, 2015).
Fusiforme. Se aplica al pie de las setas adelgazado en su cumbre y ensanchado
un poco en la base terminándose casi en punta (Micoroda, 2012).
Hialino. Traslúcido (RAE, 2015).
Hifas. Célula alargada normalmente de menos de 10 micras de espesor y que es
el elemento constituyente del cuerpo de los hongos (Micoroda, 2012).
Micelio. Parte vegetativa (talo) del hongo, formado por una densa serie de
filamentos ramificados (hifas) que se entremezclan entre sí, de estructura y
composición variables. Puede ser de formas muy diversas; constituye masas
filamentosas entrelazadas (Micoroda, 2012).
Micotoxinas. Metabolitos secundarios producidos por acción de los hongos sobre
los alimentos, provocando una podedumbre rápida, mediante un proceso de
maceración enzimática. Las principales especies responsables de estas sustancias
son de los géneros Aspergillus, Fusarium y Penicillum (Micoroda, 2012).
Septos. Tabique que divide de un modo completo o incompleto una cavidad (RAE,
2015).
xiii
RESUMEN
En este proyecto de titulación, se evaluó la efectividad de recubrimientos realizados
con diferentes concentraciones de quitosano para el control de podredumbres en
mora de Castilla (Rubus glaucus) durante el periodo poscosecha.
Para esta evaluación se realizaron dos ensayos, en el primer ensayo la mora de
Castilla fue almacenada a temperatura ambiente durante 4 días para favorecer la
esporulación y germinación de los hongos patógenos responsables de
podredumbres durante la poscosecha. Estos hongos fueron aislados y purificados
en placas Petri con medio de cultivo PDA y posteriormente identificados a nivel de
género por sus características macro y microscópicas.
A continuación, se inocularon artificialmente moras de Castilla desinfectadas con 3
de los hongos patógenos purificados (Botrytis spp, Colletotrichum spp y Rhizopus
spp), y se determinó el género más agresivo durante la poscosecha mediante el
cálculo del índice de incidencia de enfermedad (IIE). En esta prueba se evaluaron
dos concentraciones de microorganismos diferentes (10 3 y 105 conidias mL-1) y se
realizó mediante dos métodos de inoculación artificial. El primer método consistió
en efectuar una herida en el centro de los frutos dentro de las cuales se insertaron
los inóculos de los hongos. El segundo método consistió en sumergir las moras en
las suspensiones de esporas de los patógenos. En cada método de inoculación se
utilizó un diseño factorial 3 × 2. Los frutos fueron almacenados hasta 14 días a 4 oC
y 90 % de humedad relativa.
Con el hongo responsable de la podredumbre más severa, el método de inoculación
y la concentración de inóculo más efectivos se inocularon nuevamente moras de
Castilla. Se prepararon soluciones con diferentes concentraciones de quitosano
(0,0; 0,5; 1,0 y 2,0 %) y se aplicaron sobre los frutos inoculados mediante
pulverización. Se calculó el IIE y se evaluaron las características físico-químicas y
sensoriales de los frutos recubiertos. Los frutos inoculados y aplicados los
tratamientos fueron almacenados hasta 14 días a 4 oC y 90 % de humedad relativa.
xiv
En el segundo ensayo, se recubrieron moras de Castilla desinfectadas con la
concentración de quitosano más efectiva para el control de podredumbres durante
la poscosecha y que mejores características físico-químicas presentó. Se
realizaron análisis microbiológicos y sensoriales de los frutos control y de los frutos
recubiertos. Los frutos fueron almacenados hasta 14 días a 4 oC y 90 % de
humedad relativa. Se calculó el PVP que tendría un recipiente de 250 g de mora de
Castilla con el tratamiento implementado.
Se obtuvieron en total 8 géneros de hongos diferentes de la mora de Castilla,
Penicillium spp, Botrytis spp, Colletotrichum spp, Mucor spp, Rhizopus spp,
Fusarium spp, Geotrichum spp y Cladosporium spp. El IIE más alto se obtuvo con
Botrytis spp con un valor de 88,43 % al inocular 10 5 conidias mL-1 mediante
inmersión de los frutos en la suspensión de esporas. El tratamiento más efectivo
para el control de podredumbres durante la poscosecha de mora fue el de quitosano
al 2 %, con un valor del IIE de 50, 92 %. Además, este recubrimiento no alteró las
propiedades físico-químicas de los frutos, preservó su calidad organoléptica y
mantuvo los límites de aerobios totales, coliformes totales y hongos y levaduras
dentro de los rangos permitidos durante los 14 días de almacenamiento en
refrigeración. El precio de venta al público del envase con 250 g de moras sería $
3,65.
xv
INTRODUCCIÓN
La mora de Castilla (Rubus glaucus) pertenece a la familia de las Rosaceas. Los
frutos son carnosos, tienen forma redondeada y están conformados por drupas
pequeñas. El color de las moras varía entre rojo y negro brillante conforme avanza
su desarrollo y su sabor es agridulce (INEN, 2010). Este cultivo proviene de la
Cordillera de los Andes ecuatorianos y colombianos (Martínez, Beltrán, Velastegui,
Yánez y Valle, 2007, p.5). A nivel nacional, la mora de Castilla se produce en una
altitud entre los 1 800 y 3 000 msnm, y se tiene una extensión de cultivo de
aproximadamente 5 200 ha. La producción anual está entre 12 y 14 T, y las pérdidas
por pudriciones pueden llegar al 21% de la producción total (Tamara y Vallejo, 2009,
p. 6).
Los microorganismos responsables de las pudriciones en mora de Castilla son los
hongos (Betts, 2013, p. 10). Los principales hongos que se desarrollan en estos
frutos son Botrytis spp, Rhisopus spp y Colletotrichum spp (Ramírez, Aristizábal y
Restrepo, 2013, p. 180). La mora se caracteriza por su bajo valor calórico, y por la
gran cantidad de pigmentos naturales y antioxidantes polifenólicos que posee
(antocianinas y carotenoides) (Huang, Zhang, Liu y Chun, 2012, p. 98). Los
antioxidantes polifenólicos son compuestos bioactivos que protegen al cuerpo
humano de radicales libres y moléculas inestables que causan daño celular y
posteriormente crónicas enfermedades degenerativas. Las antocianinas además,
dan a las moras su color oscuro, y protegen al cerebro del estrés oxidativo.
(DRISCOLLS, 2010).
Los objetivos de esta investigación fueron aislar e identificar los diferentes géneros
de hongos causantes de podredumbres durante el periodo poscosecha de la mora
de castilla (Rubus glucus) para determinar el género de hongo más patogénico.
Aplicar un tratamiento poscosecha en los frutos y evaluar su efectividad contra las
podredumbres fúngicas.
El tratamiento poscosecha consistió en la pulverización de los frutos con soluciones
de quitosano. El quitosano es un polisacárido de origen natural con una importante
xvi
aplicación en la agroindustria debido a sus propiedades antifúngicas y
antibacterianas. (Moreno, Cartaya, González, Reynaldo y Ramírez, 2012, p. 70). El
uso del quitosano en recubrimientos para frutos y hortalizas reduce el desarrollo de
pudriciones durante el almacenamiento causadas por Botrytis cinerea, Alternaria
alternata, Mucor spp, Penicillium expansum entre otros (Ramos et al., 2010, p. 50).
Al formar una película semipermeable, el quitosano ocasiona cambios físicoquímicos favorables en el metabolismo de frutos y hortalizas alargando su vida de
anaquel. Además, este polímero, induce mecanismos de defensa, tales como la
producción de fitoalexinas y el aumento en la actividad de quitinasas (Artés, 2005,
p. 66).
El quitosano al ser un producto biodegradable y no tóxico puede ser una opción
distinta al uso de fungicidas de síntesis química. Se puede utilizar en tratamientos
poscosecha de frutas y hortalizas de esta manera alcanzar una agricultura
sustentable (Lárez, 2008, p. 19).
1
1 REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
1.1 GENERALIDADES DE LA MORA DE CASTILLA
1.1.1 DESCRIPCIÓN BOTÁNICA Y TAXONÓMICA
La mora de Castilla (Rubus glaucus) es un arbusto anual, trepador, semi erecto que
se originó en la Cordillera de los Andes ecuatorianos y colombianos. En la
actualidad, por su resistencia a zonas altas y temperaturas bajas, está diseminada
en la mayoría de las regiones del mundo con excepción de las zonas desérticas
(Martínez et al., 2007, p.5).
La planta posee una raíz principal pivotante y raíces secundarias que no
profundizan, el tallo es herbáceo y se ramifica en tallos secundarios redondeados
y espinosos con un diámetro comprendido entre 1 y 5 cm. Las hojas tienen 3
folíolos, son de forma ovoide y miden entre 3 y 5 cm, están dispuestas en forma
alterna y tienen bordes enteros o ligeramente dentados. Las inflorescencias son
blancas, pequeñas, lanceoladas y de pedúnculo corto (ICA, 2011, p. 12; MAGAP,
2013, p. 8). El fruto es colectivo, pequeño, su tamaño varía entre 18 y 30 mm, y su
peso puede ser de 3 a 7 g, tiene forma esférica o elipsoidal, está compuesto por
drupas (de 100 a 120) adheridas al receptáculo floral, dentro de las cuales se
encuentran las diminutas semillas ovoides de color marrón claro. El color de las
moras varía de rojo a negro brillante según avanza su desarrollo y tiene un sabor
ligeramente dulce (INEN, 2010; Martínez et al., 2007, p. 12).
Las condiciones ambientales recomendables para el desarrollo del cultivo son
suelos franco arcillosos que posean altos contenidos de materia orgánica, fósforo
y potasio, con un pH comprendido entre 5,2 y 6,7. Requiere una precipitación pluvial
anual entre 1 500 y 2 000 mm. La fructificación empieza a los 18 meses y se tiene
un rendimiento aproximado de 14 t ha-1 (Casaca, 2005, p. 18). La mora de Castilla
está clasificada dentro de la familia de las Rosaceas como se muestra en los datos
de la Tabla 1.1.
2
Tabla 1.1. Clasificación taxonómica de la mora de Castilla
Reino
Vegetal
División
Antofita
Clase
Dicotiledónea
Subclase
Arquiclamídea
Orden
Rosales
Familia
Rosácea
Género
Rubus
Especie
glaucus
Nombre científico
Rubus glaucus
(Cadena, 1985, p. 34)
1.1.2 COMPOSICIÓN NUTRICIONAL DEL FRUTO
La mora de Castilla se caracteriza por su bajo valor calórico, y por la gran cantidad
de pigmentos naturales y antioxidantes polifenólicos que posee como polifenoles,
estilbenos, tocoferoles y carotenoides. Estos compuestos bioactivos pueden
proteger al cuerpo humano de radicales libres y moléculas inestables que causan
daño celular (Huang et al., 2012, p. 98). Las antocianinas dan a las moras su color
oscuro y brillante, y pueden evitar daños en el cerebro debido a estrés oxidativo
(Shi, 2010, p. 21).
La mora de Castilla constituye un recurso alimenticio de excelente calidad, se
caracteriza por ser rica en minerales y en vitaminas, aromática, ligeramente dulce
y de muy buen sabor, la composición nutricional de esta fruta se presenta en la
Tabla 1.2.
3
Tabla 1.2. Composición nutricional en 100 g de mora de Castilla
Factor nutricional
Cantidad
Agua (g)
92,80
Carbohidratos (g)
5,60
Proteínas (g)
0,60
Fibra (g)
0,50
Cenizas (g)
0,40
Grasa (g)
0,10
Calcio (mg)
42,00
Fósforo (mg)
14,00
Hierro (mg)
1,20
Ácido ascórbico (mg)
15,00
Niacina (mg)
0,40
Retinol (mg)
0,15
Riboflavina (mg)
0,04
Tiamina (mg)
0,02
(Casaca, 2005, p. 24)
1.1.3 COSECHA Y POSCOSECHA DE LA MORA DE CASTILLA
Los frutos son no climatéricos y altamente perecederos. La recolección se efectúa
una vez alcanzada la madurez comercial, cuando los frutos presentan consistencia
dura, firme y color vino tinto brillante. La mora de Castilla tiene maduración
escalonada, mientras ciertos frutos del arbusto ya están maduros, otros pueden
tener menor grado de madurez, por lo tanto la cosecha se debe realizar diariamente
una vez que empieza la fructificación, aproximadamente después de 6 a 8 meses
de trasplantar el cultivo. Los frutos se deben recolectar temprano en la mañana,
(6h00) para evitar horas calurosas que ocasionan pérdida de agua, peso, frescura
y posibles fermentaciones (Casaca, 2005, p. 25).
El carácter espinoso de la planta hace de la cosecha la parte más delicada del
cultivo, el recolector debe ser cuidadoso y no sostener más de un fruto en la mano
para evitar daños. La madurez de la mora se aprecia visualmente, el índice de
4
madurez 3 es el más recomendable para frutos dirigidos a mercados
internacionales y 4 para mercados nacionales, los colores de los frutos se pueden
observar en la Figura 1.1. Los frutos con índice 3 ya alcanzan la forma, tamaño y
acumulación de sólidos solubles y ácidos recomendables para la comercialización
(Ayala, Valenzuela y Bohórquez, 2013, p. 16).
Figura 1.1. Escala del índice de color de la mora de Castilla (INEN, 2010)
Se deben tomar los frutos que presenten un grado de madurez uniforme con los
dedos pulgar e índice y desprender suavemente de la planta con movimientos hacia
los lados. Para disminuir la manipulación es recomendable clasificar los frutos
según el tamaño (grande, mediano o pequeño) y la calidad (exportación, mercado
interno o procesamiento) en el momento de la recolección y colocarlos en
recipientes plásticos inocuos no puntiagudos con capacidades de 0,25, 0,5 o
máximo 1,0 kg (INEN, 2010). Es necesario mantenerlos bajo sombra y protegidos
del viento, la exposición al sol puede alterar el color y la apariencia de la mora
(Casaca, 2005, p. 25).
No se debe recolectar frutos que han caído de la planta, ni mezclar frutos sanos
con material extraño o con frutos demasiado maduros, dañados, deformes o
maltratados. Es importante no dejar en la planta frutos enfermos, dañados o con
algún tipo de insecto debido a que contaminarán y diseminarán la enfermedad al
resto de las cosechas (Grijalba, Calderón y Pérez, 2010, p. 32). Toda la fruta
defectuosa debe ser removida y colocada en un contenedor separado.
Usar empaques adecuados es fundamental para mantener la integridad del fruto,
5
en lo posible, se debe seleccionar empaques de polietileno tereftalato y
polipropileno (Sora, Fischer y Flórez, 2006, p. 310) con una altura máxima de 5 cm.
En los empaques se deben almacenar cómodamente hasta 2 capas de frutos, de
esta manera se evita el impacto, compresión, abrasión y pérdida de agua de las
drupas (FAO, 2015).
Para extender el tiempo de anaquel de las moras se aconseja someterlas a un pre
enfriamiento durante las 2 horas posteriores a la cosecha. El enfriamiento mediante
la convección forzada de aire es el método más utilizado para enfriar mora de
Castilla. Consiste en pasar elevados volúmenes de aire frío a presión y humedades
relativas altas (90 - 95 %) a través de los frutos empacados. Se puede llevar a cabo
con circulación continua de aire en cámaras donde el tiempo de enfriamiento puede
ser de 8 a 12 h. Otra técnica es colocar los frutos en túneles de enfriamiento por los
que circula aire con alta velocidad (entre 5 y 15 m/s), el tiempo de enfriamiento está
comprendido entre 1 y 6 h. (Barreiro y Sandoval, 2006, p. 13). La temperatura de la
pulpa debe alcanzar 0 – 1 oC (Casaca, 2005, p. 22).
El transporte de los frutos debe realizarse en furgones refrigerados a una
temperatura de 0 – 1 oC y 90 – 95 % de humedad relativa desde el lugar de acopio
hasta el mercado definitivo (la cadena de frío debe mantenerse en aeropuertos,
aduanas y estanterías) para mantener y preservar la calidad físico-química de la
mora de Castilla (Martínez et al., 2007, p. 13). Bajo estas condiciones de
almacenamiento el tiempo de vida de los frutos puede alcanzar los 10 días (PerkinsVeazie, 2010, p. 5).
1.1.4 CULTIVO DE MORA DE CASTILLA EN ECUADOR
En Ecuador se conocen varias especies de moras o zarzamoras, las de mayor
producción son la mora de Castilla y la mora Brazos. Las regiones óptimas para su
cultivo son los valles del Callejón Interandino, a una altura entre 1 800 y 3 000 m
(Tamara y Vallejo, 2009, p. 6). La mora de Castilla se cultiva en las provincias de
Tungurahua, Cotopaxi, Pichincha, Imbabura, Carchi y Bolívar, en una extensión de
6
5 200 ha, la producción anual está entre 12 y 14 t (INIAP, 2011).
En la Tabla 1.3, se puede observar la evolución de las exportaciones de la mora de
Castilla en los últimos 5 años. Desde el año 2010 hasta el año 2014 la cantidad
exportada aumentó considerablemente pero decreció en el año 2014 debido al
incremendo de los aranceles a los píses importadores (BCE, 2015).
Tabla 1.3. Evolución de la exportación de mora de Castilla en Ecuador
Año
Toneladas
exportadas
FOB
Dólar
2010
0,15
0,47
2011
6,60
14,22
2012
18,73
37,70
2013
30,31
92,28
2014
11,18
30,04
(BCE, 2015)
Los principales destinos de la mora ecuatoriana han sido Estados Unidos y España
con un 76% de la producción como se muestra en la Figura 1.2.
6%
Estados Unidos
4%
España
7%
Antillas
Holandesas
7%
20%
56%
Alemania
Holanda
Otros
Figura 1.2. Principales destinos de la mora ecuatoriana del año 2010 al 2014
(Tamara y Vallejo, 2009, p. 7)
En Ecuador el consumo de este fruto en estado natural es de aproximadamente 2
kg por familia semanalmente, también se consume en refrescos, mermeladas y
7
conservas. A nivel nacional su demanda es alta y se deben tomar en cuenta los
requisitos que debe reunir el fruto, como ausencia de residuos de pesticidas,
empaque adecuado y una excelente presentación para poder comercializarse
(MAGAP, 2013, p. 9).
1.1.5 CARACTERIZACIÓN FÍSICO-QUÍMICA Y NUTRICIONAL DEL FRUTO
1.1.5.1 Parámetros físicos
1.1.5.1.1 Tamaño y forma
Los frutos tienen forma redondeada o elipsoidal con un peso comprendido entre 3,0
y 7,0 g, el tamaño es un factor de calidad que varía según la zona de producción
(Ayala et al, 2013, p. 17). La clasificación de la mora de Castilla según la correlación
entre el diámetro y la longitud del fruto (calibre) se puede observar en la Tabla 1.4.
De acuerdo al calibre que presentan, los frutos son destinados a los diferentes
mercados, moras grandes son de exportación y moras medianas y pequeñas son
de consumo interno.
Tabla 1.4. Clasificación de la mora de Castilla según el calibre
Calibre
Diámetro (mm)
Longitud (mm)
Grande
Mayor a 25
Mayor a 25
Mediano
Entre 25 y 18
Entre 25 y 20
Pequeño
Menor a 18
Menor a 20
(INEN, 2010)
1.1.5.2 Parámetros químicos
1.1.5.2.1 Sólidos solubles totales
Están compuestos por azúcares (fructosa, glucosa y sacarosa), ácidos, sales y
8
demás compuestos solubles en agua presentes en las células de los frutos, se
miden en grados Brix y se expresa como el porcentaje de sacarosa presente en la
pulpa. Para su determinación se emplea un refractómetro (ICTA, 2003, p. 13).
Durante el proceso de maduración de la mora el contenido de sólidos solubles
totales varía, mientras más maduros se encuentren los frutos, existe mayor
cantidad de estos debido a la transformación de ácidos orgánicos en azúcares o a
la translocación de carbohidratos de reserva a sacáridos simples en las membranas
celulares (Ayala et al., 2013, p. 17). La mora de Castilla debe tener al menos 7
grados Brix el momento de la cosecha, este valor se incrementa conforme
aumentan los días de almacenamiento (Badenes y Byrne, 2012, p. 12).
1.1.5.2.2 Acidez activa pH
La cuantificación de la concentración de iones hidronio H3O+ o pH es la medida
potenciométrica más importante de la industria agroalimentaria, se relaciona con el
contenido de ácidos presentes en los frutos. La acidez activa se determina con un
pHmetro, equipo que consta de un electrodo de vidrio que genera una corriente
eléctrica proporcional a la concentración de protones de la solución que se
transforma en unidades de pH (Severiche, Castillo y Acevedo, 2013, p. 22).
El pH de la mora de Castilla varía entre 3,9 y 4,5 el momento de la cosecha y puede
aumentar ligeramente, sin presentar diferencias significativas durante el período de
almacenamiento debido a la actividad de enzimas específicas que promueven la
acumulación de azúcares (Ulloa, 2007, p. 15).
1.1.5.2.3 Acidez titulable total
Durante los procesos metabólicos normales por los que atraviesan frutas y
hortalizas se acumulan ácidos orgánicos en los tejidos, su concentración disminuye
durante el proceso de maduración (Domene y Segura, 2014, p. 8). En la mora de
9
Castilla los ácidos solubles son cítrico, málico, succínico y fumárico, de los cuales
el ácido predominante es el ácido cítrico con cantidades comprendidas entre 5,69
y 12,02 g kg-1 (Gazioglu, Gundogdu, Sensoy, Celik y Dogan, 2015, p. 80). Se calcula
mediante volumetría ácido-base, donde se utiliza NaOH 0,1 N como base y
fenolftaleína como indicador, se expresa en % de ácido cítrico y es
aproximadamente 2,65% en mora de Castilla el momento de la cosecha (Barreiro
y Ruiz, 2006, p. 50).
1.1.6 FUNGICIDAS DE SÍNTESIS QUÍMICA UTILIZADOS EN EL CULTIVO
Los fungicidas son sustancias tóxicas de síntesis químicas con acción biocida
utilizados para el control de enfermedades fúngicas de los cultivos. Las técnicas de
aplicación de fungicidas a la mora de Castilla pueden ser mediante rociado,
pulverizado, por revestimiento o fumigación de locales. Previamente a la aplicación
se debe conocer el tipo patógeno que ataca al cultivo y su modo de infección (Viñas,
Recasens, Usall y Graell, 2013, p. 38).
Los fungicidas pueden ser de contacto o sistémicos. Los fungicidas de contacto se
rocían directamente sobre la mora para que formen una película protectora e
impidan la germinación de esporas, estos productos no ingresan a la planta. Los
fungicidas sistémicos se suministran por medio del agua de riego y son absorbidos
por el sistema vascular, actúan en zonas específicas que han sido atacadas por
hongos patógenos (Crop Science, 2008).
Estos productos pueden ser aplicados durante la precosecha o en la poscosecha
de los cultivos. Los fungicidas químicos aplicados durante la precosecha penetran
en los tejidos de las plantas y controlan o previenen la germinación de esporas de
hongos patógenos. Los residuos de estos productos pueden ser retirados de la
superficie de los frutos el momento del lavado o encerado. Los productos más
utilizados en esta etapa tienen como materia activa captan, ciproconazol, ciprodinil,
difenoconazol,
febuconazol,
fenhexamida,
tebuconazol (Gaviara et al., 2013, p. 70).
folpet,
iprodiona,
metiltiofanato,
10
Los fungicidas químicos que se aplican en la poscosecha protegen a los frutos del
ataque de patógenos como Penicillium spp, Mucor spp, Alternaria spp y de
infecciones de heridas. Los productos más utilizados en esta etapa tienen como
materia activa folpet, imazalil, tiabendazol (Gavira et al., 2013, p. 71).
El Imazalil es un fungicida eficaz para prevenir fisiopatías asociadas a daños por
frío y pudriciones en cítricos, peras, manzanas, piñas y moras durante el
almacenamiento. También es efectivo para el tratamiento de semillas de papa. Es
uno de los más inocuos debido a la rápida absorción en el tubo digestivo y excreción
de sus metabolitos en la orina en el transcurso de 24 h. El modo de empleo puede
ser por pulverización o baño directo de los frutos en 0,5 cm 3 de producto por litro
de agua (Miranda et al., 2009, p. 52).
La aparición de cepas patogénicas resistentes a fungicidas autorizados provoca un
incremento en la dosis de estos productos en busca de su efectividad. El uso
indiscriminado de fungicidas químicos aumenta la cantidad de residuos tóxicos en
los frutos, contribuye a la contaminación del aire, suelo y mantos freáticos y puede
contaminar gravemente las aguas subterráneas. Es importante recalcar que las
aplicaciones de estos productos se realizan a través de pulverizadores o en duchas,
por lo que es necesario grandes cantidades de agua, y energía.
1.2 FACTORES
QUE
INCIDEN
EN
LAS
PODREDUMBRES
DURANTE LA POSCOSECHA DE LA MORA DE CASTILLA
1.2.1 FACTORES PRECOSECHA
1.2.1.1 Suelo
El soporte físico capaz de sostener y nutrir el cultivo es de gran importancia para el
desarrollo de la planta y para que los frutos producidos presenten las mejores
características de calidad. Para el cultivo de mora, el suelo debe ser franco
arcillosos (debe poseer acilla, limo, arena, fósforo y potasio), con suficiente cantidad
11
de materia orgánica (mayor al 5 %) y capaz de retener humedad para que la planta
desarrolle frutos sanos, de color agradable y con suficiente dulzor.
Es indispensable que el suelo presente un buen drenaje ya que la mora de Castilla
es susceptible al encharcamiento y la acumulación de agua en el suelo contribuye
a la proliferación de microorganismos patógenos como Botrytis cinerea. Este hongo
puede llegar hasta los frutos e infectarlos, ocasionando graves pudriciones y
pérdidas comerciales. También es importante una adecuada aireación en el cultivo,
que permite a la planta secarse con facilidad después del riego o después de haber
llovido para así evitar daños por alta humedad (Handley, 2006, p. 3).
Es necesario realizar un análisis de suelo para verificar que se cumple con los
requerimientos nutricionales del cultivo, pH, acidez, materia orgánica y eliminar todo
tipo de malezas y hierbas antes del trasplante para evitar la contaminación de
plagas y microorganismos a la planta.
Otro aspecto importante es tomar en cuenta los cultivos que existieron previamente
a la plantación de mora de Castilla, ya que cultivos de tomate, papa, pimiento,
berenjena, tabaco y frutilla incrementan el riesgo de infección por hongos del
género Verticillium spp. Cultivos de durazno, manzana y frambuesa pueden
ocasionar pudrición de la raíz de la mora a causa de Phytophthora spp. Cultivos de
maíz y trigo pueden beneficiar la producción de mora debido a que reducen
problemas de nemátodos y malezas portadoras de microorganismos que al llegar
hasta los frutos ocasionan graves pudriciones (Fernandez y Ballington, 2005, p. 2).
1.2.1.2 Condiciones ambientales
En este factor se incluyen humedad relativa, temperatura, vientos, iluminación y
precipitación, que determinarán el tiempo de vida útil de los frutos. La mora de
Castilla tiene un amplio rango de adaptación a distintas condiciones ambientales,
sin embargo, para que el cultivo desarrolle frutos sanos y de calidad se requieren
condiciones óptimas.
12
La humedad ambiental debe variar entre 70 y 80 %, ya que humedades mayores
favorecen la incidencia de microorganismos causantes de podredumbres y
enfermedades. La temperatura es fundamental para el desarrollo vegetativo,
floración y formación de los frutos y debe variar entre 11 y 25 oC, temperaturas más
bajas sensibilizan a los frutos a enfermedades. La altitud de la plantación debe estar
entre 1 800 y 2 400 msnm, ya que en altitudes mayores se pueden presentar
heladas con frecuencia que afectan la producción y en altitudes menores se tiene
mayor cantidad de problemas fitosanitarios.
Respecto a la luminosidad el cultivo necesita de 1 200 a 1 600 horas de brillo solar
al año. Los frutos de las partes externas del cultivo son más sensibles a
enfermedades mientras que los frutos de las partes internas son más susceptibles
a podredumbres. Las zonas que presentan precipitaciones anuales entre 1 500 a
2 500 mm son los lugares donde mejor se desempeña el cultivo, niveles más
elevados de pluviometría facilitan la esporulación de hongos patógenos (Casaca,
2005, 23).
En condiciones ambientales más severas el cultivo podrá desarrollarse pero tendrá
menor rendimiento y los frutos serán de menor tamaño y calidad (Franco y Giraldo,
2002, p. 20).
1.2.1.3 Labores culturales
Algunos de los trabajos que se deben realizar en los cultivos de mora de Castilla
desde el trasplante hasta la cosecha para evitar o minimizar plagas y enfermedades
son podas, tutorado, riego, fertilización y nutrición, control de malezas y renovación
de la plantación.
Las podas del cultivo favorecen la sanidad de la plantación, reducen las pérdidas
poscosecha causadas por hongos, facilitan la movilización entre las plantas,
extienden el período de cosecha y permiten obtener frutos de mejor calidad. Se
requiere para esta labor personal capacitado y equipo adecuado (MAG, 2014). Se
13
debe realizar tres tipos de podas en los cultivos de mora (Casaca, 2005, p. 25): de
formación, de mantenimiento y de renovación.
Se colocan tutores o guías a los arbustos de la mora con el fin de conducir o
sostener la planta, permitir la entrada de luz y aire al cultivo. Facilitar el crecimiento
y cosecha de los frutos, impedir que estos toquen el suelo y así aumentar la
producción y eficiencia (Delgado, 2012, p. 9).
Los sistemas y la calidad del agua de riego son de gran importancia para evitar
retraso en el crecimiento y el desarrollo vegetativo del cultivo de mora de Castilla y
minimizar ataques de plagas y enfermedades. Será necesario optar por un sistema
de riego tecnificado, el más conveniente es por goteo, este método no maltrata la
planta y permite optimizar recursos, insumos y personal (Reyes, 2013).
Previamente a la fertilización y enriquecimiento nutricional del cultivo es necesario
realizar un análisis de suelo para no provocar excesos o deficiencias de elementos
que ocasionen fisiopatías. Las cantidades de los elementos de la Tabla 1.5, y la
relación entre los elementos de la Tabla 1.6, son una guía para la interpretación de
los resultados del análisis, cualquier desbalance ocasionará una alteración en el
rendimiento y la calidad de los frutos y predispondrá a la planta al ataque de hongos.
Tabla 1.5. Cantidades de los elementos requeridos en el cultivo de mora de Castilla y su
interpretación
Deficiencia
Rango
óptimo
Exceso
-
0,3
> 1,5
< 4,0
4,0 – 20,0
> 20,0
< 1,0
1,0 – 10,0
> 10,0
K
< 0,2
0,2 – 1,5
> 1,5
P
< 10,0
10,0 – 40,0
> 40,0
Mn
< 5,0
5,0 – 50,0
> 50,0
< 3,0
3,0 – 15,0
> 15,0
Cu
< 1,0
1,0 – 20,0
> 20,0
Fe
< 10,0
10,0 – 50,0
> 50,0
Elemento
Unidades
Al
Ca
Mg
Zn
(MAG, 2014)
Meq/100 mL
µg/mL
14
Tabla 1.6. Relación entre los elementos del cultivo de mora de Castilla y su interpretación
Relación
Desbalance
Balance
Desbalance
Ca/Mg
< 2,0
2,0 – 5,0
> 5,0
Mg/K
< 2.5
2,5 – 15,0
> 15,0
Ca+Mg/K
< 10,0
10,0 – 40,0
> 40,0
Ca/K
< 5,0
5,0 – 25,0
> 25,0
(MAG, 2014)
Es recomendable combinar o alternar fertilizantes orgánicos e inorgánicos para
mejorar la estructura del suelo, aumentar la capacidad de retención de agua,
disminuir la lixiviación y proteger las plantas de la erosión (MAG, 2014).
Las plantas conocidas comúnmente como malas hierbas compiten por agua,
nutrientes, luz y espacio con los arbustos de la mora. Estas plantas hospedan a
insectos y microorganismos patógenos, y pueden emitir compuestos tóxicos como
exudados radicales y lixiviados foliares dañinos para los cultivos. Existen diferentes
métodos para el control de estas hierbas, manual o mecánico, biológico y químico.
Antes de escoger uno o la combinación de estos se deben considerar aspectos
como el tipo y la densidad de hierba a combatir, la topografía y la accesibilidad del
área del cultivo (FAO, 2015).
La mora de Castilla presenta una producción estable entre 10 y 12 años si el manejo
y los cuidados del cultivo han sido desarrollados adecuadamente. Después de este
tiempo se debe renovar la plantación para que la producción no disminuya (Durán,
2010, p. 18).
Otros aspectos importantes a tener en cuenta son inspeccionar regularmente el
cultivo para advertir la presencia de plagas y enfermedades y así poder controlarlas
rápidamente, desinfectar las herramientas podadoras que se utilicen con productos
en base a cloro o yodo, calibrar regularmente las boquillas de fumigación y
mantenerlas en buen estado (ICA, 2011, p. 25).
15
1.2.2
MICROORGANISMOS PATÓGENOS
Un fruto sano debe tener una buena capacidad de conservación y defensa contra
el ataque de microorganismos patógenos, sin embargo esta capacidad natural
puede alterarse debido a agentes abióticos (desbalances nutricionales, estrés
ambiental y toxicidad química) y ocasionar deterioros y pudriciones (Tello y
Camacho, 2010, p. 29).
Los agentes bióticos responsables de alteraciones en los tejidos de los frutos como
reblandecimiento, exudación, sabores y olores desagradables y la síntesis de
compuestos tóxicos son las bacterias, los hongos y los virus. Estos
microorganismos ingresan a la planta por medio de aberturas naturales como
estomas o heridas superficiales provocadas por insectos o por el personal de
laboreo. Los microorganismos patógenos más comunes en mora de Castilla son
los hongos (Tamara y Vallejo, 2009, 38).
1.2.2.1 Hongos
Son organismos eucariotas compuestos por una o varias células, tienen nutrición
heterótrofa, son parásitos de plantas o animales, la mayoría son saprófitos y
pueden producir enzimas. Su reproducción puede ser de forma sexual por la unión
de gametos o asexual por gemación, esporulación o fragmentación en el medio
extracelular. Se clasifican en hongos filamentosos o mohos y levaduras (Trigos,
Ramírez y Salinas, 2008, p. 126; Vargas y Villazante, 2014, p. 2310).
Los hongos filamentosos poseen un micelio verdadero con hifas aéreas y
subterráneas, como se muestra en la Figura 1.3. Se puede reconocer su
crecimiento en alimentos contaminados debido a su aspecto aterciopelado y
algodonoso. Se desarrollan en medios con temperaturas frías o moderadas,
humedad relativa alta y agua libre sobre la superficie (Betts, 2013, p. 10).
16
Figura 1.3. Estructura de un hongo filamentoso (Botrytis cinerea)
Los hongos pueden llegar a los frutos por medio de infecciones adquiridas en
cualquier parte del cultivo o contaminaciones durante la cosecha, el momento del
transporte o en el almacenamiento de la mora.
Los principales hongos que provocan pudriciones durante la poscosecha de mora
de Castilla son Botrytis spp, Rhizopus spp, Colletotrichum spp, Penicillium spp,
Mucor spp y Fusarium spp (Ramírez et al., 2013, p. 180).
1.2.2.1.1 Botrytis spp
Pertenece a la clase Deuteromycetes u hongos imperfectos. Las colonias de
Botrytis son de crecimiento rápido de aspecto algodonoso y de color pardo. Se
caracteriza por presentar abundantes micelios de color gris y varios conidióforos
ramificados con racimos de conidios en los extremos como se puede observar en
la Figura 1.4, (Elad, Williamsoon, Tudzynsky y Delen, 2005, p. 9).
Este hongo ocasiona la enfermedad conocida como moho gris.
17
Figura 1.4. Aspecto microscópico de Botrytis spp
(Crop Science, 2008)
Si la infección se presenta en precosecha el patógeno necrosa los tallos y momifica
los frutos inmaduros, si se presenta durante la poscosecha o el almacenamiento
descompone los frutos como se observa en la Figura 1.5, (Dominguez, Carrero,
Pino y Quintero, 2009, p. 79).
Figura 1.5. Mora de Castilla infectada con Botrytis spp
(Crop Science, 2008)
18
1.2.2.1.2 Rhizopus spp
Pertenece a la clase Zygomycetes con hifas no septadas. El micelio de este hongo
es algodonoso y de crecimiento rápido, de color blanco al inicio y posteriormente
gris, sobre el micelio se encuentran numerosos estolones que conectan los
esporangióforos.
En la base de los esporangióforos se forman hifas que pueden ser de tres clases,
rizoides, estolones y esporangios como se puede ver en la Figura 1.6, (Ramirez,
Neira y Correa, 2007, p. 416).
Figura 1.6. Aspecto microscópico de Rhizopus spp
(Crop Science, 2008)
Este hongo es el causante de la podredumbre blanda en la mora de Castilla. Se
desarrolla rápidamente en frutos con la superficie húmeda. Inicialmente el hongo
crece en el interior de la mora, degrada la pared celular, absorbe los nutrientes y
avanza hacia el exterior para cubrirlo con esporangios negros.
Los frutos infectados con Rhizopus pierden humedad, se arrugan y momifican como
se puede observar en la Figura 1.7, (UNAD, 2013).
19
Figura 1.7. Mora de Castilla infectada con Rhizopus spp
(Crop Science, 2008)
1.2.2.1.3 Colletotrichum spp
Pertenece a la clase Ascomycetes. El micelio presenta ramificaciones y puede ser
de color gris, salmón, naranja, verde o blanco dependiendo de la especie. Este
género presenta conidias hialinas, unicelulares y fusiformes ubicadas dentro de una
estructura reproductiva denominada acérvulo como se puede observar en a Figura
1.8, (Cerón, Higuera, Sánchez, Bustamante y Buitrago, 2006, p. 100).
Figura 1.8. Aspecto microscópico de Colletotrichum spp
(Crop Science, 2008)
20
Las especies fúngicas de este género causan una enfermedad grave ampliamente
distribuida denominada Antracnosis.
Si la enfermedad se presenta durante la precosecha los frutos se deshidratan,
momifican y finalmente caen de la planta. Si la enfermedad se presenta en
poscosecha los síntomas de los frutos son necrosis, pudrición húmeda y
deshidratación como se puede observar en la Figura 1.9, (Gavira, Patiño y
Saldarriaga, 2013, p. 68).
Figura 1.9. Mora de Castilla infectada con Colletotrichum spp
(Casaca, 2005, p. 28)
1.2.2.1.4 Penicillium spp
Pertenece a la clase Deutoromycetes. Se caracteriza por la formación de conidios
mediante estructuras ramificadas semejantes a pinceles (conidióforos) que se
pueden observar en la Figura 1.10.
Los conidios tienen forma esférica o elíptica y agrupados adquieren tonalidades
verdosas o azuladas (Trigos et al., 2008, p. 127).
21
Figura 1.10. Aspecto microscópico de Penicillium spp
(Visagie et al., 2014, p. 358)
En las moras se presenta inicialmente como una podredumbre blanda, acuosa y de
color marrón claro que luego se cubre de esporas de tonalidades verdes como se
puede observar en la Figura 1.11. Los hongos ingresan a los frutos a través de
heridas ocasionadas por su manipulación inadecuada (Visagie et al., 2014, p. 350).
Figura 1.11. Mora de Castilla infectada con Penicillium spp
(Casaca, 2005, p.28)
22
1.2.2.1.5 Mucor spp
Pertenece a la clase Zygomycetes. Este hongo presenta colonias de crecimiento
rápido, aspecto algodonoso y coloración que varía de blanca o amarilla a parda o
gris. Presenta esporangióforos simples o ramificados con esporangios redondos en
los extremos, en su interior se desarrollan las esporangiosporas que se pueden
observar en la Figura 1.12, (Trigos et al., 2008, p. 127).
Figura 1.12. Aspecto microscópico de Mucor spp
(Mycology Online, 2015)
En los frutos de mora de Castilla, Mucor spp crece rápidamente provocando una
pudrición blanquecina al principio y posteriormente gris como se observa en la
Figura 1.13.
Figura 1.13. Mora de Castilla infectada con Mucor spp
(Delgado, 2012, p. 30)
23
1.2.2.1.6 Fusarium spp
Pertenece a la clase Ascomycetes. Las colonias de este hongo tienen coloración
blanca, crema, naranja, rosa o rojiza. El micelio es abundante y de aspecto
algodonoso. Presenta conidióforos simples o ramificados que pueden estar
agrupados en esporodoquios. Los macroconidios tienen forma de media luna, son
hialinos y septados como se observa en la Figura 1.14. Los microconidios pueden
ser fusiformes u ovales (Tapia y Amaro, 2014, p. 85).
Figura 1.14. Aspecto microscópico de Fusarium spp
(Heffer y Johnson, 2007, p. 42)
En la mora de castilla este hongo provoca pudriciones blanquecinas, amarillentas,
parduzcas o rosadas de aspecto algodonoso durante el almacenamiento como se
puede observar en la Figura 1.15. Fusarium spp produce micotoxinas patógenas
para las personas (Heffer y Johnson, 2007, p. 43).
Figura 1.15. Mora de Castilla infectada con Fusarium spp
(Heffer y Johnson, 2007, p. 42)
24
1.3 TRATAMIENTOS ALTERNATIVOS PARA EL CONTROL DE
PODREDUMBRES POSCOSECHA EN MORA DE CASTILLA
Los tratamientos poscosecha suministrados a mora de Castilla son importantes
para protegerlas del ataque de hongos patógenos causantes de ablandamientos,
pardeamientos, y descomposición, y para alargar el tiempo de vida útil y
comercialización de los frutos. Además, permiten ofrecer al mercado productos
nutritivos, sanos y libres de residuos químicos (Palou, 2007, p. 84).
1.3.1 TRATAMIENTOS FÍSICOS
1.3.1.1 Inmersión en agua caliente
Es un tratamiento poscosecha que consiste en sumergir los frutos en agua caliente
con el objetivo de impedir el crecimiento o germinación de microorganismos
patógenos que puedan provocar podredumbres o cambios indeseables en la
apariencia, color y sabor de los productos.
La temperatura del agua varía entre 40 y 70 oC y el tiempo depende del
microorganismo que se pretende destruir. Con este proceso, la incidencia de
podredumbre en el producto se reduce en un 50 %, y la carga microbiana disminuye
en un 90 % del valor inicial, principalmente aquella que se encuentra en la superficie
de los frutos (UNAD, 2013).
1.3.1.2 Curado
El curado es un tratamiento alternativo al uso de fungicidas químicos que consiste
en mantener los frutos en un ambiente saturado con vapor de agua a temperaturas
altas (50 oC) durante largos períodos de tiempo (2 h). La humedad relativa del
ambiente debe permanecer elevada (90 – 95 %) para que los frutos no se
deshidraten. Este tratamiento estimula los mecanismos de defensa de los
25
productos contra la invasión de hongos patógenos causantes de podredumbres
durante la poscosecha (UNAD, 2013).
1.3.1.3 Radiación UV-C
La luz UV-C es una radiación no ionizante con longitud de onda de 200 – 280 nm.
Se basa en la exposición del producto a flashes o pulsos de luz intensa que se
emiten generalmente con lámparas de mercurio de baja presión.
Esta técnica promueve la inactivación microbiana mediante la alteración de su ADN,
reduce la velocidad de maduración de frutas y hortalizas, retrasa la senescencia,
induce la acumulación de compuestos bioactivos (carotenoides, ácido ascórbico,
compuestos fenólicos), disminuye desórdenes fisiológicos y activa la resistencia a
microorganismos patógenos (Haro y Guerrero, 2013, p. 69).
1.3.1.4 Radiación por microondas
La radiación por microondas consiste en la aplicación de energía en forma de
radiaciones electromagnéticas no ionizantes a frutas, verduras, carnes, pescados
y alimentos precocidos. Este tratamiento se utiliza con el fin de eliminar
microorganismos patógenos del producto y aumentar el tiempo de vida útil. La
gama de frecuencias que se utiliza varía de 3 KHz a 300 MHz.
Esta radiación se genera en un dispositivo electrónico denominado magnetrón
(Pastor y Martínez, 2005).
El tratamiento en mora de Castilla indica que una radiación por microonda a 420 W
durante 3 s, un posterior empacado al 90 % de vacío y un almacenamiento a 5 oC
prolonga la vida útil de los frutos hasta 8 días (Lopez, Maldonado, Castro y Parada,
2011, p. 154).
26
1.3.2 TRATAMIENTOS QUÍMICOS DE BAJO RIESGO
1.3.2.1 Sustancias naturales
1.3.2.1.1 Aceites esenciales
Los aceites esenciales son sustancias antimicrobianas de origen natural formadas
por
sustancias
volátiles,
principalmente
hidrocarburos
o
compuestos
monofuncionales como alcoholes, acetonas, cetonas, éteres, ésteres, terpenos o
aldehídos. Se forman y almacenan en los tejidos vegetales. Se extraen por
destilación mediante arrastre de vapor o destilación seca y mediante
procedimientos mecánicos (especialmente en los pericarpios de cítricos). Son
insolubles en agua y solubles en grasas, ceras, aceites vegetales, disolventes
orgánicos (éter, cloroformo) y alcoholes (Ortuño, 2006, p. 56).
Existen alrededor de 2 000 especies de aceites esenciales presentes en 100
familias de plantas. Los aceites esenciales de mostaza, tomillo, hoja de canela,
clavo, hierba luisa, orégano, nuez moscada y palmarosa se usan como
antimicrobianos por sus propiedades fungicidas, acaricidas, insecticidas y
germicidas. Inhiben el crecimiento de Fusarium spp, Penicillium spp, Botrytis spp y
Aspergillius spp (Murillo, Viña y Correa, 2003, p. 79).
Las aplicaciones de aceites esenciales in vitro tienen mayor efectividad que las
aplicaciones in vivo. Pruebas in vitro realizadas en placas de PDA demostraron que
el aceite esencial de canela con una concentración de 250 ppm inhibe
completamente el desarrollo de Botrytis cinerea aislado de mora de Castilla
(Gonzales, 2010, p. 29).
1.3.2.1.2 Jasmonatos y ácido salicílico
Dentro de los jasmonatos se incluyen al ácido jasmónico y a sus ésteres como el
metil jasmonato. Estas fitohormonas son reguladores naturales del crecimiento de
27
las plantas. Tienen la capacidad de inhibir podredumbres en los frutos causadas
principalmente por hongos del género Botrytis, Penicillium y Rhizopus. Los
jasmonatos y el ácido salicílico incrementan los niveles de proteínas
antipatogénicas y compuestos fenólicos antimicrobianos en los frutos, por lo que la
capacidad de resistencia al ataque de patógenos aumenta (Gonzales, Zavaleta y
Tiznado, 2007, p. 65).
1.3.2.1.3 Quitosano
La quitina es un polisacárido de alto peso molecular, insoluble (en agua, disolventes
orgánicos, álcalis y ácidos diluidos) y de baja reactividad, está conformada por
unidades de N-acetil-D-glucosamina unidas por enlaces β-D (1,4).
Es el polímero natural más abundante después de la celulosa, se encuentra
principalmente en crustáceos, insectos y hongos. La desacetilación parcial de la
quitina en soluciones alcalinas concentradas origina al quitosano, un biopolímero
con mejores propiedades de solubilidad en soluciones acuosas de la mayoría de
ácidos orgánicos e inorgánicos y es mucho más reactivo debido a que sus grupos
amino e hidroxilo pueden ser acilados, alcohilados y reaccionar con bases de Schiff.
La estructura química de este polisacárido se puede observar en la Figura 1.16,
(Mármol et al., 2011, p. 58).
Figura 1.16. Estructura química del quitosano y su producción a partir de quitina
(Castañeda, De la Fuente, Pacheco, Ortiz y Barboza, 2011, p. 16)
28
El quitosano se caracteriza por las propiedades antibacterianas y antifúngicas que
posee. Las aplicaciones de este polisacárido abarcan campos como la medicina y
farmacia, agricultura, biotecnología, industrias alimenticia, textil, papelera y
cosmetológica (Moreno et al., 2012, p. 70).
Es uno de los polisacáridos más utilizados en la elaboración de recubrimientos
comestibles para frutos y hortalizas, su aplicación proporciona excelentes
resultados en la reducción de pérdida de peso y firmeza de las frutas. Por su efecto
antifúngico reduce el desarrollo de pudriciones durante el almacenamiento
causadas por Botrytis cinerea, Rhizopus stolonifer, Alternaria alternata, Mucor spp,
Penicillium expansum entre otros (Ramos et al., 2010, p. 50).
Al formar una película semipermeable, el quitosano ocasiona cambios físicoquímicos favorables en el metabolismo de frutos, en general, la síntesis de CO 2,
etileno y la pérdida de agua se reducen. Otros cambios en el producto tratado con
quitosano son disminución en la pérdida de firmeza y aumento en el contenido de
sólidos solubles totales (SST). Además este producto, induce mecanismos de
defensa, tales como la producción de fitoalexinas y aumento en la actividad de
quitinasas (Artés, 2005, p. 66).
El quitosano es una alternativa a los fungicidas químicos de síntesis y puede ayudar
a alcanzar una agricultura sustentable.
1.3.2.2 Sustancias GRAS (Generally Recognized As Safe)
El organismo responsable del control de los aditivos alimentarios FDA (Food and
Drug Administration) estableció en la categoría de sustancias GRAS a productos
que han sido utilizados por largos periodos de tiempo sin provocar efectos
indeseables. Las sustancias GRAS son reconocidas como seguras y son permitidas
sin restricciones por las distintas legislaciones en el campo agroalimentario. A este
grupo pertenecen ácidos y sales orgánicas o inorgánicas que pueden sintetizarse
fácilmente.
29
Estos productos tienen actividad antimicrobiana y preservante (Palou, 2007, p. 86).
Los principales compuestos GRAS con propiedades fungicidas son carbonatos,
bicarbonatos, sales sódicas, potásicas, cálcicas y amónicas de ácidos orgánicos
(formatos, acetatos, propionatos, sorbatos, benzoatos) e inorgánicos (cloruros,
fosfatos, molibdatos), ácido láctico, peróxido de hidrógeno, ácido ascórbico, ácido
acético, etanol, hexanol y cloro.
1.3.2.2.1 Carbonatos, bicarbonatos y otras sales
Los carbonatos y bicarbonatos son sales ácidas derivadas del ácido carbónico.
Estos compuestos fueron declarados por la EPA (Environmental Protection
Agency) como sustancias exentas de límites de residuos en las actividades
agrícolas y fueron clasificados por el USDA (Unites States Department of
Agriculture) como ingredientes autorizados en productos orgánicos (Viñas et al.,
2013, p. 43).
Al aplicarse en los frutos estas sales se acumulan en los sitios potenciales de
infección y alteran las rutas metabólicas de los microorganismos. Se utilizan
durante la poscosecha con el fin de controlar podredumbres ocasionadas por
hongos patógenos y extender la vida comercial de los productos. La efectividad es
alta en cítricos y baja en frutos de hueso (combinar con control biológico) (Kader y
Pelayo, 2011, p. 28).
1.3.2.2.2 Ácido cítrico
Es un ácido orgánico suave que se encuentra en frutas (cítricos principalmente) y
verduras. Tiene propiedades antioxidantes, conservantes, y saborizantes. Su pKa
a 25 oC es 6,40. Es un compuesto acidulante y regulador del pH por lo que se utiliza
como parte de los tratamientos para el control de microorganismos patógenos
responsables de las podredumbres en los frutos (Bucheli, 2008, p. 22).
30
1.3.2.2.3 Ácido ascórbico
El ácido ascórbico o vitamina C tiene propiedades antioxidantes y es captador de
radicales libres. Se encuentra en frutas y verduras frescas. Su pKa a 25 oC es 4,17.
Al igual que el ácido cítrico se utiliza como componente de los tratamientos para el
control de microorganismos patógenos responsables de las podredumbres en los
frutos (Bucheli, 2008, p. 22).
1.3.2.2.4 Ácido acético
Es acidulante, regulador del pH y conservante natural. Se obtiene generalmente
por la carbonilación del metanol. Su pKa a 25 oC es 4,80. Es un compuesto que se
utiliza como solvente en recubrimientos comestibles para frutos debido a sus
propiedades antimicrobianas (Bucheli, 2008, p.23).
1.3.3 CONTROL BIOLÓGICO
Los tratamientos biológicos se refieren a la utilización de agentes vivos
(antagonistas) con la capacidad natural de controlar el crecimiento y desarrollo de
microorganismos patógenos. La actividad entre los antagonistas y los patógenos
es específica. Antes de elegir un tratamiento biológico es necesario conocer las
capacidades de supervivencia del agente en condiciones ambientales y en
refrigeración y los mecanismos de acción por los cuales estos microorganismos
inhiben a los patógenos.
Numerosos hongos filamentosos, bacterias y levaduras pueden controlar las
pudriciones poscosecha en los frutos, su modo de acción incluye la competencia
por espacio y/o nutrientes, la secreción de antibióticos, la interacción directa con
las estructuras del patógeno o la inducción de resistencia en los tejidos del fruto
(Palou, 2007, p. 88). Algunos de los agentes de control biológico que se
comercializan para su aplicación en frutos son las levaduras Candida oleophila y
31
Crptococcus albidus, la bacteria Pseudomonas syringae y el hongo Trichoderma
spp.
En poscosecha, las aplicaciones se realizan mediante inmersión o aspersión de los
frutos. Estos antagonistas minimizan las pudriciones causadas por hongos
patógenos como Botrytis, cinerea, Penicillium expansum, Mucos piriformis,
Fusarium sambucinum, Geotrichum citri-auranti, y Helminthosporium solani (Kader
y Pelayo, 2011, p. 30).
1.3.4 MÉTODOS DE CONSERVACIÓN DURANTE LA POSCOSECHA
1.3.4.1 Atmósfera controlada (AC)
La atmósfera controlada es una técnica de conservación frigorífica que consiste en
reducir los niveles de O2 y aumentar los niveles de CO2 hasta alcanzar los
requerimientos de cada producto hortofrutícola y mantenerlos constantes durante
el almacenamiento.
Los equipos utilizados en los frigoconservadores son dispositivos de detección de
gases, medidores de HR y temperatura, generadores de N2, depuradores de CO2 y
eliminadores de O2. Esta técnica puede incrementar el tiempo de vida útil de los
productos entre 2 y 3 veces más que otros métodos de conservación (Cerón y
Rodríguez, 2007, p. 57).
Para mora de Castilla las condiciones óptimas de la AC se presentan en la Tabla
1.7. Con estas concentraciones de gases se consigue ralentizar las reacciones
químicas y enzimáticas. Se disminuyen las tasas de respiración, transpiración y
producción de etileno y se retrasa el deterioro microbiano. El empleo de AC permite
alargar el tiempo de vida de anaquel de los frutos sin alterar sus características
organolépticas y nutricionales y sin dejar residuos químicos.
Esta tecnología no es aplicable a volúmenes pequeños de producto, por lo que es
32
considerablemente costosa (García, Gago y Fernández, 2006, p. 14).
Tabla 1.7. Concentración de gases en atmósferas normales de almacenamiento y en
atmósferas modificadas
Porcentaje de la concentración de gases
Gases
Atmósfera normal
Atmósfera controlada
O2
21 %
5 – 10 %
N2
78%
70 %
CO2
< a 0,1 %
20 - 25 %
(Sora et al., 2006, p. 210)
1.3.4.2 Pre-enfriamiento
Los tratamientos con frío o pre enfriamientos consisten en la disminución de la
temperatura de los frutos de forma rápida en períodos cortos de tiempo, son
importantes debido a la reducción de pérdidas en la calidad de los productos,
reducen la incidencia de microorganismos patógenos (hongos y bacterias),
disminuyen la velocidad de los procesos del metabolismo celular y la pérdida de
agua de los frutos, y retardan su senescencia y maduración. En general, extienden
el tiempo de vida útil de la mora de castilla siempre y cuando la temperatura de
refrigeración no ocasione daños por frío (Sevillano, Sánchez, Romojaro y Borjam,
2008, p. 3).
El pre enfriamiento de un producto es la eliminación del calor de este en grado tal
que se alcance la temperatura recomendada para su transporte, almacenamiento
o procesamiento, los factores más importantes son temperatura y tiempo (el tiempo
recomendado para enfriar frutas y hortalizas debe estar entre 1 y 15 h) (Casaca,
2005, p. 33).
El enfriamiento mediante la convección forzada de aire es el método más utilizado
para enfriar mora de castilla, consiste en pasar elevados volúmenes de aire frío a
presión y humedad relativa altas a través de los frutos empacados, de esta forma
se extrae el calor de manera rápida y uniforme en condiciones higiénicas.
33
1.3.4.3 Recubrimientos comestibles
Los recubrimientos comestibles son finas capas de productos elaborados a base
de biopolímeros que envuelven a los frutos con el fin de prolongar su tiempo de
vida útil, se ingieren junto con el producto y son una alternativa amigable con el
ambiente. Se aplican a frutas frescas y mínimamente procesadas para crear una
atmósfera modificada en su interior que ayude a mantener la integridad estructural
del producto, formar una barrera contra la humedad y evitar pérdidas de firmeza y
peso que afectan directamente el sabor, la apariencia y la calidad en general de los
frutos.
Presentan permeabilidad a gases como CO2, O2 y vapor de agua, disminuyen la tasa de
respiración de los productos, impiden la evaporación de compuestos volátiles y retardan la
oxidación enzimática. Los frutos recubiertos son considerados como alimentos saludables
debido a que son portadores de ingredientes funcionales como antioxidantes y
antimicrobianos (Pérez-Galgo, Del Río y Rojas, 2011, p. 1).
34
2 PARTE EXPERIMENTAL
2.1 IDENTIFICACIÓN DE LOS DIFERENTES GÉNEROS DE
HONGOS CAUSANTES DE PODREDUMBRES POSCOSECHA
EN MORA DE CASTILLA (Rubus glaucus)
Para el desarrollo de la investigación se utilizó mora de Castilla (Rubus glaucus)
proveniente de la granja del Instituto Nacional Autónomo de Investigaciones
Agropecuarias (INIAP) de Píllaro, provincia de Tungurahua.
Los frutos se cosecharon manualmente a tempranas horas de la mañana (6:30 am)
para evitar que las horas calurosas afecten su calidad y frescura. Estos frutos
fueron recolectados en canastos de 3 Kg de capacidad, y transportados a
temperatura ambiente durante 4 horas hasta el laboratorio de Poscosecha del
Departamento de Ciencia de Alimentos y Biotecnología (DECAB) de la Escuela
Politécnica Nacional.
2.1.1 AISLAMIENTO DE LOS HONGOS PATÓGENOS PRESENTES EN LA
MORA DE CASTILLA
Con el fin de aislar la mayor cantidad de hongos patógenos, la mora de Castilla se
almacenó a temperatura ambiente (20 – 21 oC) por 4 días, de esta manera, los
frutos empezaron a presentar síntomas de pudrición. Estas condiciones
favorecieron la germinación y esporulación de los hongos causantes de
podredumbres durante el período poscosecha.
Para el aislamiento se utilizó un total de 180 frutos que se repartieron en 9
repeticiones de 20 frutos cada una. Cada muestra de 20 frutos se colocó en vasos
de precipitación con 1 L de agua destilada estéril, se agitó durante 3 minutos para
eliminar el material orgánico adherido a la superficie. Una vez que las moras
estuvieron limpias, se extrajo y desechó el agua y se cortó con un cuchillo la parte
35
contaminada de cada fruto. Dicha parte se colocó en erlenmeyers con
agua+tween80 estéril y se removió vigorosamente para liberar las esporas. Este
proceso se realizó en cada una de las 9 repeticiones.
En la cámara de flujo laminar desinfectada se hizo un banco triple de diluciones D 2,
D3 y D4 de cada erlenmeyer (desde este momento denominado suspensión madre).
Se realizó el siguiente procedimiento para cada dilución:
·
D2: se tomó 50 uL de la suspensión madre y se colocó en un tubo de ensayo
con 5 mL de agua+ tween80 estériles.
·
D3: se tomó 500 uL de D2 y se colocó en un tubo de ensayo con 4,5 mL de
agua+tween80 estériles.
·
D4: se tomó 500 uL de D3 y se colocó en un tubo de ensayo con 4,5 mL de
agua+tween80 estériles.
Después de realizar cada dilución se tomó el tubo de ensayo y se agitó durante 10
s en un vortex (Bohemia, USA). Se etiquetó cada una de las placas Petri con medio
PDA (Papa Dextrosa Agar) con los datos del fruto, la dilución, el número de réplica
y la fecha. Se sembraron por triplicado 0,1 mL de cada una de las suspensiones
D2, D3 y D4 en las placas PDA y se incubaron a 25 oC (FDA, 2001). Se empezaron
a realizar observaciones de las placas a partir de las 48 horas de la siembra.
2.1.2 PURIFICACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE LOS HONGOS PATÓGENOS
Para la purificación de las cepas de los hongos se seleccionó de las placas la
colonia menos contaminada y se resembró en una nueva placa Petri mediante 3
puntos en el medio de cultivo PDA. Las placas se incubaron a 25 oC y se realizaron
observaciones a partir de las 48 horas para detectar contaminantes. Se realizaron
2 réplicas de las siembras de cada tipo de microorganismo.
Durante la caracterización morfológica de las cepas de hongos aisladas se observó
la forma de crecimiento de la colonia, el tamaño, el aspecto, la textura, la coloración
36
de ambas caras de las placas Petri y la producción de pigmentos (Cañedo y Ames,
2004, p. 102). Para la identificación a nivel de género de los hongos se observaron
las esporas y las estructuras fructíferas de cada cepa aislada.
Para observar las esporas se colocó agua+tween80 estéril en la placa Petri donde
se desarrolló el patógeno hasta obtener una suspensión. De esta suspensión se
tomó una gota y se observó en el microscopio óptico (SOGERESA, Spain) con un
lente de aumento x 40. Se analizaron las estructuras fructíferas de cada hongo así
como la forma y el tamaño de las esporas. Los hongos se compararon e
identificaron a nivel de género según las claves micológicas de fuentes
bibliográficas (Pitt y Hocking, 2009, p. 53).
Los hongos que se utilizaron para realizar estas observaciones tenían al menos 7
días de incubación.
2.2 DETERMINACIÓN DE LA ESPECIE DE HONGO MÁS
PATOGÉNICA
De toda la colección de patógenos se escogieron tres que, según Ramírez et al.
(2013, p. 180) son los principales causantes de graves podredumbres en la
poscosecha de mora de Castilla. Para determinar el modo de inoculación artificial
más efectivo y obtener un alto nivel de podredumbre se prepararon suspensiones
con los microorganismos seleccionados a dos concentraciones diferentes (10 3 y
105 conidias mL-1).
2.2.1 PREPARACIÓN DE INÓCULOS
Se colocó agua+tween80 estéril en cada una de las placas Petri que contenían a
los patógenos purificados. Se raspó suavemente el micelio hasta obtener una
suspensión de esporas. Se colocó esta suspensión en un tubo de ensayo y se agitó
en un vortex. Se tomó una gota del tubo de ensayo y se vertió en el centro de una
37
cámara Neubauer (BOECO, Germany). Se acomodó la cámara en el microscopio
óptico, se ajustaron los lentes a aumento x 40 y se procedió al conteo de esporas
con ayuda de un contador manual (Hand Tally Counter, China) (Ochoa, Hernández,
Latisnere, León y Larralde, 2007, p. 354).
2.2.1.1 Determinación de la concentración de los inóculos
Se calculó la concentración inicial (conidias mL-1) a la que se encontraba la
suspensión de esporas de cada hongo, mediante la Ecuación 2.1.
!"#$%$&'
()
=
%*+%,+%-+%.
/0
× 4 × 123
[2.1]
Donde:
56: número de esporas en los cuadros de la diagonal derecha del campo superior
de la cámara
57: número de esporas en los cuadros de la diagonal izquierda del campo superior
de la cámara
58: número de esporas en los cuadros de la diagonal derecha del campo inferior
de la cámara
59: número de esporas en los cuadros de la diagonal izquierda del campo inferior
de la cámara
Para obtener las concentraciones deseadas (10 3 y 105 conidias mL-1) se tomó un
volumen conocido de la suspensión inicial (calculado con la Ecuación 2.2) con una
micropipeta, se colocó en un tubo de ensayo con 5 mL de agua+tween80 estéril y
se agitó en el vórtex durante 10 s.
;1 × < = ;>[email protected] A <B
Donde:
[2.2]
38
C6: Concentración inicial calculada mediante el conteo
C7: Concentración final deseada (103 y 105 conidias mL-1)
D: Volumen en mL de la suspensión de hongo que se va añadir a @1 para llegar a
;>
E6: Volumen en mL de agua+tween80 al que se le va a añadir < para poder llegar
a ;>F(5 mL)
Se realizaron las suspensiones de los hongos más agresivos a las concentraciones
deseadas y se procedió a la inoculación artificial.
2.2.2 METODOLOGÍA DE INOCULACIÓN ARTIFICIAL
Se sumergieron aproximadamente 2 kg de mora de Castilla en una solución de
50 ppm de hipoclorito de sodio durante 50 s para desinfectar los frutos.
Posteriormente, estos se enjuagaron con agua potable y se colocaron sobre una
superficie limpia y desinfectada para extraer el exceso de agua.
Con la finalidad de determinar el método de inoculación artificial más adecuado
para obtener un alto nivel de podredumbre en este tipo de frutas se evaluaron dos
métodos de inoculación.
Las gavetas plásticas en las que posteriormente se almacenaron las frutas se
lavaron, desinfectaron y rotularon (con la información del microorganismo,
concentración y método de inoculación artificial aplicado).
2.2.2.1 Inoculación artificial mediante una herida en los frutos
Se escogieron moras del mismo calibre, se tomó un alfiler desinfectado y con él se
procedió a hacer una herida en el centro de cada fruto. Con una micropipeta se
tomaron 15 uL de las suspensiones de esporas de cada microorganismo y se
depositaron dentro de la herida de los frutos. Para cada microorganismo y cada
39
concentración se inocularon artificialmente 36 frutos, (216 frutos en total). Se dejó
secar la gota inoculada sin mover los frutos.
2.2.2.2 Inoculación artificial mediante inmersión de los frutos en suspensiones con los
inóculos
Se prepararon los inóculos de los patógenos a las concentraciones deseadas (103
y 105 conidias mL-1) en vasos de precipitación con 200 mL de agua+tween80, según
los cálculos de la Ecuación 2.2.
Se tomaron grupos de 6 frutos previamente desinfectados, se colocaron en papel
filtro y se sumergieron dentro de los vasos con las suspensiones de esporas de los
hongos durante 30 s. Transcurrido este tiempo se eliminó el exceso de agua de las
moras. Una vez que los frutos estuvieron secos se colocaron en las gavetas
plásticas. Para este método de inoculación también se utilizaron 36 frutos para cada
hongo y cada concentración (216 frutos en total).
2.2.3 ALMACENAMIENTO Y CONSERVACIÓN DE LOS FRUTOS
Una vez que los frutos estuvieron inoculados y secos, se taparon las gavetas con
fundas plásticas y se colocaron en una cámara de refrigeración a 4 oC y 90% de
humedad relativa. Se realizaron observaciones a partir del día 1 posterior a la
inoculación.
El diseño factorial utilizado en la determinación del género de hongo más agresivo
fue 3 × 2, donde las variables fueron tipo de hongo (hongo 1, hongo 2 y hongo 3) y
concentración del inóculo (103 y 105 conidias mL-1).
En la Figura 2.1, se observa el esquema del procedimiento para la inoculación
artificial de mora de Castilla.
40
Mora de Castilla
Agua clorada
50 ppm, Ta
Desinfección
Selección
Secado
T = 20 oC
Inoculación
103 y 105 conidias mL-1
Herida en el
fruto
Inmersión de
los frutos
Almacenamiento
4 oC, 90% HR
Figura 2.1. Procedimiento para la inoculación artificial de los frutos
2.2.4 DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE DE INCIDENCIA DE ENFERMEDAD
(IIE)
Para determinar el IIE se realizaron observaciones de los frutos los 14 días
posteriores a la inoculación. Diariamente se le asignó un valor comprendido entre
0 y 3 a cada fruto inoculado, según el nivel de pudrición que presentaba.
La Figura 2.2, representa la escala que se utilizó para asignar el IIE a cada fruto.
41
Figura 2.2. Escala de los valores del IIE de los frutos inoculados.
Se determinó el índice de incidencia de enfermedad (IIE) de cada microorganismo
al final del ensayo mediante la Ecuación 2.3.
GGHF?IB =
[?&×0B+?J×*B+?K×,B+?%×-B]
-#
× 122
[2.3]
Donde:
LM NM OM 5: número de frutos asignados a la categoría de escala de valores 0, 1, 2, 3
P: número total de frutos inoculados
2.2.5
ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Los resultados fueron analizados mediante un análisis de varianza ANOVA con un
nivel de significación del 95 % y con el procedimiento de las mínimas diferencias
significativas de Fisher (LSD). Los cálculos se realizaron en el programa
Statgraphics Centurion XV.
42
2.3 ESTUDIO
DEL
EFECTO
DE
LAS
DIFERENTES
CONCENTRACIONES DE QUITOSANO EN LA CALIDAD
FÍSICO-QUÍMICA, SENSORIAL Y MICROBIOLÓGICA DE LOS
FRUTOS RECUBIERTOS
2.3.1 INOCULACIÓN ARTIFICIAL DE LOS FRUTOS
Se prepararon los inóculos del hongo más agresivo aplicando la Ecuación 2.3. A
continuación, se inocularon artificialmente moras de Castilla desinfectadas
mediante el método de inoculación más efectivo y con la concentración del agente
patógeno más severa.
2.3.2 PREPARACIÓN DE LOS RECUBRIMIENTOS CON DIFERENTES
CONCENTRACIONES DE QUITOSANO
Para la elaboración de los recubrimientos se utilizó como base quitosano (Aldrich,
SLBG5615V, Iceland). Se probó la efectividad de estos recubrimientos en el control
de podredumbres durante la poscosecha. El ácido orgánico utilizado como solvente
para el quitosano fue ácido ascórbico al 1,0 % (p/p).
2.3.2.1 Recubrimiento al 0,5; 1,0 y 2,0 % de Quitosano
Para la preparación de los recubrimientos de quitosano al 0,5; 1,0 y 2,0 % se
colocaron 1,5; 3,0 y 6,0 g de quitosano en 300 mL de agua destilada
respectivamente. A cada solución se añadió 3,0 g de ácido ascórbico.
Posteriormente, se agitaron las soluciones en una plancha de agitación magnética
(Stuart Scientific, UK) a temperatura ambiente durante 20 minutos. Se esterilizaron
las soluciones en el autoclave a 121 oC durante 20 min. Finalmente, se dejaron
enfriar todos los recubrimientos hasta temperatura ambiente y se vertieron en
frascos spray.
43
2.3.3 APLICACIÓN DE LOS RECUBRIMIENTOS A LAS MORAS DE CASTILLA
Se tomaron los frutos inoculados ya secos y se aplicaron los recubrimientos
mediante pulverización individual a 15 cm de distancia aproximadamente. Los
frutos recubiertos se dejaron secar y se colocaron en bandejas plásticas.
2.3.4 APLICACIÓN DEL FUNGICIDA DE SÍNTESIS QUÍMICA A LAS MORAS
DE CASTILLA
Se comparó el modo de acción de los recubrimientos preparados con diferentes
concentraciones de quitosano con el de un fungicida de síntesis química. Se
preparó una solución de Imazalil al 5,0 % (concentración 5 cm3 L) y se pulverizó
sobre los frutos inoculados individualmente. Los frutos se dejaron secar y se
colocaron en bandejas plásticas.
2.3.5 ALMACENAMIENTO
Y
CONSERVACIÓN
DE
LOS
FRUTOS
RECUBIERTOS
Se acomodaron las bandejas dentro de gavetas previamente desinfectadas y
rotuladas. Se taparon las gavetas con fundas plásticas y se almacenaron en
refrigeración, a 4oC y 90 % de HR hasta 14 días.
El diseño factorial que se utilizó en este ensayo fue simple con 4 niveles, donde el
factor fue la concentración de quitosano de los recubrimientos que se aplicaron en
los frutos (0,0; 0,5; 1,0 y 2,0 %). Se utilizaron 72 réplicas por cada tratamiento (720
frutos en total).
El esquema del procedimiento para recubrir los frutos con distintas concentraciones
de quitosano se puede observar en el ANEXO I.
44
2.3.6 DETERMINACIÓN DEL IIE DE LOS FRUTOS RECUBIERTOS
Para evaluar la efectividad en el control de podredumbres en la mora de Castilla de
las distintas aplicaciones se realizaron observaciones durante los 14 días
posteriores a la aplicación de los tratamientos y se calculó nuevamente el IIE
siguiendo la metodología explicada en el apartado 2.2.4.
2.3.7 EVALUACIÓN DE LAS PROPIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DE LOS
FRUTOS RECUBIERTOS
Se evaluaron las propiedades físicas, químicas y sensoriales de la materia prima y
de los frutos tratados con los recubrimientos el día 0 (entrada) y los días 7 y 14
(salidas 1 y 2).
2.3.7.1 Propiedades físicas de los frutos
Las propiedades físicas evaluadas fueron peso, diámetro y longitud de los frutos.
La longitud y el diámetro se midieron con un calibrador metálico. El peso se
determinó con una balanza digital (0,01 – 4 100 g) (Boeco BBA51, Alemania). La
longitud y el diámetro se reportaron en cm y el peso en g. Los resultados se
reportaron como % de variación del parámetro físico evaluado. Para el cálculo se
utilizó la ecuación 2.4.
IFQ =
RST
R
× 122
Donde:
U: parámetro evaluado
V: valor del parámetro físico en la entrada
W: valor del parámetro físico en la salida
[2.4]
45
2.3.7.2 Propiedades químicas de los frutos
Las propiedades químicas evaluadas fueron pH, sólidos solubles totales y acidez
titulable total. El pH de la pulpa se determinó con un pHmetro electrónico (Fisher
Scientific AB150, USA). El contenido de sólidos solubles totales de los frutos con
un refractómetro digital (Boeco BOE 32195, Alemania). La acidez titulable mediante
lo descrito en la norma AOAC (2007).
Los resultados de sólidos solubles totales se reportaron en oBrix y la acidez titulable
como porcentaje de acidez del ácido predominante calculado según la Ecuación
2.5. El ácido predominante de la mora de Castilla es el ácido cítrico.
X=
YZ ×\×^×Y
\_
× 122
[2.5]
Donde:
V: acidez titulable (%)
`L : factor del ácido predominante
E: volumen de NaOH utilizado (mL)
`: factor del NaOH
Ea : alícuota de jugo (mL)
2.3.8 ANÁLISIS ESTADÍSTICO
Los resultados fueron evaluados mediante un análisis de varianza ANOVA con un
nivel de significación del 95 % y con el procedimiento de las mínimas diferencias
significativas de Fisher (LSD). Los cálculos se realizaron en el programa
Statgraphics Centurion XV.
46
2.3.9 EVALUACIÓN
MICROBIOLÓGICA
Y
SENSORIAL
DE
FRUTOS
RECUBIERTOS CON LA CONCENTRACIÓN DE QUITOSANO MÁS
EFECTIVA
2.3.9.1 Aplicación del tratamiento con quitosano en los frutos
Se preparó el recubrimiento con la concentración de quitosano más efectiva según
el procedimiento descrito en el apartado 2.3.2.1. Este tratamiento se aplicó a frutos
desinfectados y sin inocular mediante pulverización individual. Los frutos se
almacenaron bajo las condiciones indicadas en el apartado 2.3.5.
Se utilizó un diseño factorial simple con 2 niveles, el factor fue concentración de
quitosano (0, X %). Los frutos con 0 % de quitosano fueron los frutos control. Se
realizaron análisis microbiológicos y sensoriales a los 0, 7 y 14 días de haber
aplicado el recubrimiento. Se utilizó 72 réplicas por cada tratamiento (432 frutos en
total).
El esquema del procedimiento para recubrir los frutos con la mejor concentración
de quitosano se puede observar en el ANEXO II.
2.3.10 EVALUACIÓN MICROBIOLÓGICA DE LOS FRUTOS RECUBIERTOS
Se efectuaron siembras en placas petrifilm de la muestra control y de la muestra
con la concentración de quitosano más efectiva. Se hizo un recuento de aerobios
totales mediante el método AOAC 997.12 (Guía 3M, 2001), coliformes totales con
el método AOAC 991.14 (Guía 3M, 1999), y mohos y levaduras con el método
AOAC 997.02 (Guía 3M, 2004).
2.3.11 CALIDAD SENSORIAL DE LOS FRUTOS
Se realizaron dos evaluaciones sensoriales en el transcurso del ensayo. En la
primera se realizó una evaluación de la apariencia externa de las moras. Se
47
analizaron atributos de color, olor, textura y apariencia en general de los frutos
inoculados artificialmente con la concentración de inóculo del hongo más agresivo
seleccionada, y posteriormente aplicados los tratamientos con quitosano y con el
fungicida de síntesis química. Esta evaluación se realizó con el fin de comparar la
calidad visual de la mora y la efectividad en el control de podredumbres de los
tratamientos. A los panelista se les entregaron 5 muestras codificadas con 5 dígitos
tomados aleatoriamente. Cada muestra contenía 3 moras de Castilla de cada
tratamiento seleccionadas al azar.
La segunda evaluación sensorial se realizó una vez que se aplicó el tratamiento
más efectivo para controlar la podredumbre de mora de Castilla durante la
poscosecha, y se realizaron los respectivos análisis microbiológicos. En esta
evaluación sensorial se analizaron atributos de color, firmeza, apariencia en general
y aroma de los frutos control y de los frutos recubiertos con quitosano. A cada
panelista se le entregaron 2 muestras codificadas con 5 dígitos tomados
aleatoriamente. Cada muestra contenía 3 moras de Castilla del tratamiento control
y del mejor tratamiento con quitosano seleccionadas al azar.
Las dos pruebas sensoriales se realizaron con la ayuda de 12 panelistas semi
entrenados con edades comprendidas entre 20 – 27 años. Las evaluaciones de los
frutos recubiertos con los distintos tratamientos fueron descriptivas de calificación
con escala estructurada (Ramírez, 2012, p. 88).
Estas pruebas se realizaron en la sala de análisis sensorial del DECAB de la EPN,
de acuerdo al protocolo especificado en la norma ASTM E 187-10 para la
evaluación sensorial de alimentos y bebidas (2010).
Todas las muestras fueron preparadas mediante el mismo protocolo y colocadas
en recipientes iguales. Se determinó si existía o no diferencia en la aceptabilidad y
el grado de esta diferencia entre los frutos tratados con quitosano y los frutos
control. Los formatos de los análisis sensoriales se encuentran en los ANEXOS III
y IV.
48
2.4 ESTIMACIÓN DEL COSTO DE APLICACIÓN DE QUITOSANO
COMO
MÉTODO
ALTERNATIVO
A
LOS
FUNGICIDAS
QUÍMICOS DE SÍNTESIS
Para la estimación del costo de aplicación de quitosano como método alternativo a
los fungicidas químicos de síntesis se determinaron los costos variables (materia
prima, insumos, mano de obra) y los costos fijos (maquinaria y equipos). Se
determinó el costo de producción unitario de cada empaque de 250 g de mora de
Castilla. El precio de venta al público (PVP) se fijó según el precio de productos
similares existentes en el mercado.
49
3 RESULTADOS Y DISCUSIÓN
3.1 IDENTIFICACIÓN DE LOS DIFERENTES GÉNEROS DE
HONGOS AISLADOS DE LA MORA DE CASTILLA (Rubus
glaucus)
Se realizaron 2 aislamientos y se obtuvieron un total de 8 géneros de hongos
diferentes.
Para la caracterización macroscópica de las cepas de hongos aisladas se observó
la forma de crecimiento de la colonia, el tamaño, el aspecto, la textura, la coloración
de ambas caras de las placas Petri y la producción de pigmentos (Cañedo y Ames,
2004, p. 45). Para la caracterización microscópica de los hongos se observaron la
forma y el tamaño de las esporas y las estructuras fructíferas de cada cepa aislada.
Para la identificación a nivel de género, los aspectos macroscópicos y
microscópicos de cada cepa se compararon con las características de hongos
descritas por distintos autores como Ramírez et al., (2013, p. 180) y Samson et al.,
(2000, p. 250). Los diferentes géneros de hongos aislados y purificados con su
respectiva codificación se presentan en la Tabla 3.1
Tabla 3.1 Géneros de hongos aislados y purificados con su codificación
Género
Codificación
Penicillium spp
HM5
Rhizopus spp
HM8
Botrytis spp
HM11
Colletotrichum spp
HM14
Fusarium spp
HM16
Geotrichum spp
HM1´
Cladosporium spp
HM9´
Mucor spp
HM13´
50
3.1.1 Penicillium spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC la cepa HM5 creció
rápidamente. Las colonias eran planas, de aspecto aterciopelado y color marrón
claro en los primeros días, posteriormente la producción de esporas fue alta, densa
y las colonias adquirieron tonalidades verdes. El diámetro de las colonias alcanzó
los 6 cm en 14 días.
El hongo produjo un pigmento soluble en el medio de cultivo que cambió
ligeramente su coloración a amarillo-verdosa. En el reverso de la placa las colonias
presentaban coloraciones pálidas, blancas o ligeramente amarillentas. Estas
características se observan en la Figura 3.1. Las descripciones coinciden con Pitt
et al., (2009, p. 194) y Trigos et al., (2008, p. 142) para el Penicillium spp.
Figura 3.1. Penicillium spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de cultivo
PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
51
Aspecto microscópico
Este género formó conidios en estructuras ramificadas (conidióforos) irregulares
con forma de pincel. Las estípites eran cortas y contenían pocas métulas que
terminaban en verticilos de 3 – 6 fiálides de forma cilíndrica como se observa en la
Figura 3.2. Las esporas eran lisas y tenían forma cilíndrica o esférica. Esta
descripción coincide con el aspecto microscópico de Penicillium spp indicado por
Samson y Pitt (2000, p. 254) y la UCDAVIS (2014).
Figura 3.2. Aspecto microscópico de Penicillium spp (× 40)
3.1.2 Rhizopus spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC la cepa HM8 cubrió
toda la superficie de la placa en aproximadamente 5 días. El micelio de las colonias
era flocoso y blando. Los esporangios eran visibles de color blanco en los primeros
52
días, y posteriormente negros. La coloración cambiaba desde los bordes de la placa
hacia la parte interna.
En el reverso de las placas las colonias no presentaban ninguna coloración. Estas
características se pueden observar en la Figura 3.3. La descripción coincide con lo
indicado por Pitt y Hocking (2009, p. 158) y la UNAD (2013) para el crecimiento de
Rhizopus spp en medio de cultivo PDA.
Figura 3.3. Rhizopus spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de cultivo PDA
anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
Aspecto microscópico
Se distinguió por la formación de rizoides en la base de los esporangioforos. Se
encontraban grupos de 3 – 5 esporangios que nacían a partir de los estolones. Los
esporangios tenían columela y eran de forma esférica. Las estípites eran robustas
y no ramificadas. Las esporangiosporas eran lisas, de forma esférica y de color
negro como se puede observar en la Figura 3.4.
53
Los autores Pitt y Hocking (2009, p. 158) y Ramirez et al., (2007, p. 416) coinciden
con esta descripción en el aspecto microscópico de Rhizopus spp.
Figura 3.4. Aspecto microscópico de un esporangio de Rhizopus spp (× 40)
3.1.3 Botrytis spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC la cepa HM11 cubrió la
placa entera en 5 días. Las colonias eran irregulares y algodonosas. Inicialmente el
micelio tenía una coloración blanquecina que con el paso de los días se tornó
marrón. En el reverso de las placas las colonias presentaban una coloración
ligeramente gris.
Estas características se pueden observar en la Figura 3.5. La misma descripción la
realizaron los autores Aszú (2015) y Dominguez et al., (2009, p. 80) en el desarrollo
de Botrytis spp en medio de cultivo PDA.
54
Figura 3.5. Botrytis spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de cultivo PDA
anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
Aspecto microscópico
Los conidióforos presentaron ramificaciones alternas y rectas y nacieron de hifas
septadas aéreas. Las estípites tenían longitud variada y terminaban en racimos
cortos con ápices esféricos. Los conidios nacieron de los ápices y eran lisos, de
forma esférica o elipsoidal como se observa en la Figura 3.6.
Esta descripción coincide con los autores Elad et al., (2005, p. 6) y Pitt y Hocking
(2009, p. 68) en el aspecto microscópico de Botrytis spp.
55
Figura 3.6. Aspecto microscópico de un conidióforo de Botrytis spp (× 40)
3.1.4 Colletotrichum spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC las colonias de la cepa
HM14 formaron agrupaciones algodonosas de color blanquecino inicialmente que
con el paso de los días se tornaron verdes. En el reverso de las placas las colonias
eran de color verde oscuro y blanco en los bordes.
Estas características se pueden observar en la Figura 3.7. La descripción coincide
con los autores Pitt y Hocking (2009, p. 81) en el desarrollo de Colletotrichum spp
en medio de cultivo PDA.
56
Figura 3.7. Colletotrichum spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de
cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
Aspecto microscópico
Los acérvulos de este hongo eran cerosos, tenían forma de disco y presentaban
setas en los bordes. Dentro de estas estructuras reproductivas se encontraban las
conidias hialinas que eran planas y fusiformes.
Algunas esporas tenían forma cilíndrica con los extremos redondeados como se
puede observar en la Figura 3.8. Esta descripción coincide con lo indicado por Aszú
(2015) Pitt y Hocking (2009, p. 81) y en el aspecto microscópico de Colletotrichum
spp.
57
Figura 3.8. Aspecto microscópico de las conidias de Colletotrichum spp (× 40)
3.1.5 Fusarium spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC la cepa HM16 cubrió la
placa entera en 6 días. El micelio aéreo de las colonias era abundante, algodonoso
y de color blanquecino o ligeramente rosa.
En el reverso de las placas las colonias presentaban una coloración púrpura. Estas
características se pueden observar en la Figura 3.9. La descripción coincide con
los autores Pitt y Hocking (2009, p. 89) y Prats (2007, p. 286) en el desarrollo de
Fusarium spp en medio de cultivo PDA.
58
Figura 3.9. Fusarium spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de cultivo
PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
Aspecto microscópico
Los micelios de este hongo eran hialinos y septados. Tenía conidióforos que
algunas veces estaban ramificados y agrupados. Fusarium spp presentó dos tipos
de conidias, las macroconidias estaban aisladas en grupos y eran hialinas,
fusiformes y presentaban múltiples septos.
Las microconidias se encontraban en cadena o en racimos y tenían forma cilíndrica
como se observa en la Figura 3.10. La misma descripción hicieron los autores Tapia
et al. (2014, p. 86) en el aspecto microscópico de Fusarium spp.
59
Figura 3.10. Aspecto microscópico de macroconidias y microconidias de
Fusarium spp (× 40)
3.1.6 Geotrichum spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC la cepa HM1´ creció
rápidamente. El micelio aéreo era escaso y las colonias eran planas y de color
blanco. En el reverso de las placas las colonias eran de color crema.
Estas características se pueden apreciar en la Figura 3.11. Las descripciones
coinciden los autores Pitt y Hocking (2009, p. 122) en el desarrollo de Geotrichum
spp en medio de cultivo PDA.
60
Figura 3.11. Geotrichum spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de cultivo
PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
Aspecto microscópico
Este hongo presentaba hifas que se ramificaban. Los conidióforos en la madurez
se fragmentaban lateralmente para formar artroconidias en forma cilíndrica que
salían perpendicularmente de la hifa principal como se aprecia en la Figura 3.12.
La descripción coincide con Pitt y Hocking (2009, p. 122) en el aspecto
microscópico de Geotrichum spp.
61
Figura 3.12. Aspecto microscópico de hifas de Geotrichum spp (× 40)
3.1.7 Cladosporium spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC la cepa HM9´ tuvo
crecimiento lento. Las colonias alcanzaron un tamaño de 1,50 – 3,00 cm de
diámetro en 7 días, eran de color verde oliva y de aspecto aterciopelado.
En el reverso de las placas las colonias tenían una coloración verde oscura y
negruzca. Estas características se pueden observar en la Figura 3.13. Las
descripciones coinciden con Samson (2000, p. 300) en el desarrollo de
Cladosporium spp en medio de cultivo PDA.
62
Figura 3.13. Cladosporium spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de
cultivo PDA anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
Aspecto microscópico
Este hongo presentaba conidióforos que poseían de 1 a 3 septos transversales,
poco ramificados y de superficie lisa. Las conidias eran fusiformes o de forma
esférica y aparecían solitarias o formando cadenas como se aprecian en la Figura
3.14.
Las mismas características se encontraron en lo descrito por Pitt y Hocking (2009,
p. 75) en el aspecto microscópico de Cladosporium spp.
63
Figura 3.14. Aspecto microscópico de hifas y conidias de Cladosporium spp (x 40)
3.1.8 Mucor spp
Aspecto macroscópico
En medio PDA y a una temperatura de incubación de 25 oC la cepa HM13´ creció
rápidamente, en 5 días abarcó la totalidad de la placa. El micelio aéreo era
abundante, de aspecto algodonoso, de color blanco y de 15 - 22 mm de longitud.
En el reverso de las placas las colonias presentaban una coloración ligeramente
amarillenta.
Estas características se pueden observar en la Figura 3.15. Las descripciones
coinciden con Prats (2007, p. 242) en el desarrollo de Mucor spp en medio de cultivo
PDA.
64
Figura 3.15. Mucor spp aislado de mora de Castilla y sembrado en medio de cultivo PDA
anverso (izquierda) y reverso (derecha) de la placa
Aspecto microscópico
Este hongo presentaba esporangios ramificados de tamaño variable y sin apófisis.
Tenía columelas hialinas bien desarrolladas de forma elipsoidal y eran truncadas
en la base. Las esporas eran lisas y tenían forma elipsoidal o esférica como se
puede observar en la Figura 2.16.
Microscópicamente se diferencia de Rhizopus spp en que este género no posee
estolones. Estas características coinciden con lo que indicaron Pitt y Hocking (2009,
p. 151) en el aspecto microscópico de Mucor spp.
65
Figura 3.16. Aspecto microscópico de esporangio y esporas de Mucor spp (× 40)
3.2 DETERMINACIÓN DEL GÉNERO DE HONGO MÁS AGRESIVO
Los 3 géneros de hongos más patogénicos en mora de Castilla según fuentes
bibliográficas y pruebas preliminares (resultados no mostrados) fueron Botrytis spp
HM11, Rhizopus spp HM8 y Colletotrichum spp HM14 (Ramírez et al., 2013, p.
180). Se prepararon suspensiones de estos tres hongos a diferentes
concentraciones (103 y 105 conidias mL-1) para la inoculación artificial en estos
frutos. La determinación del mejor método de inoculación artificial se efectuó
mediante la prueba de dos metodologías.
El primer método consistió en realizar una herida en el centro de los frutos y una
posterior inoculación de un volumen conocido de la suspensión de esporas de los
hongos patógenos. El segundo método se realizó mediante la inmersión de los
frutos en las suspensiones de esporas.
El diseño factorial de cada metodología de inoculación fue 3 × 2, donde los factores
fueron tipo de hongo (Botrytis spp HM11, Rhizopus spp HM8 y Colletotrichum spp
66
HM14) y concentración del inóculo (103 y 105 conidias mL-1). Se inocularon
artificialmente 432 frutos, 216 mediante el primer método y 216 mediante el
segundo.
Los dos métodos de inoculación aplicados fueron efectivos y causaron distintos
grados de pudrición en las moras. En ambas técnicas de inoculación las
características de las podredumbres provocadas por los mismos hongos fueron
iguales.
Botrytis spp HM11 descompuso los frutos y los cubrió de un moho de color pardo
como se puede observar en la Figura 3.17. Las lesiones inicialmente se presentaron
en lugares puntuales de la fruta y posteriormente provocaron una pudrición
generalizada. Estos síntomas concuerdan con lo indicado por Dominguez et al.,
(2009, p. 82) en la enfermedad conocida como moho gris.
Figura 3.17. Podredumbre de mora de Castilla ocasionada por Botrytis spp HM11
Los frutos infectados con Rhizopus spp HM8 perdieron humedad, se arrugaron,
momificaron y cubrieron con un moho de color blanquecino como se puede
observar en la Figura 3.18. Esta podredumbre blanda coincide con lo descrito por
UNAD (2013).
67
Figura 3.18. Podredumbre de mora de Castilla ocasionada por Rhizopus spp HM8
Colletotrichum spp HM14 ocasionó la enfermedad conocida como Antracnosis en
las moras, los frutos presentaron necrosis, pudriciones húmedas, deshidratación y
se cubrieron de un moho gris oscuro como se observa en la Figura 3.19. Esta
pudrición coincide con lo indicado por Gavira et al. (2013, p. 70).
Figura 3.19. Podredumbre de mora de Castilla ocasionada por Colletotrichum spp HM14
68
El género de hongo más agresivo para cada método de inoculación se determinó
por medio del cálculo del índice de incidencia de enfermedad (IIE) durante los 14
días posteriores a la inoculación.
3.2.1 IIE DE LOS FRUTOS INOCULADOS ARTIFICIALMENTE MEDIANTE
UNA HERIDA EN EL CENTRO
En los frutos inoculados artificialmente por medio de una herida en el centro se
observó que el IIE ocasionado por todos los microorganismos evaluados
incrementó de forma exponencial durante el transcurso del tiempo de estudio, tanto
en los frutos inoculados a 103 conidias mL-1 como en aquellos inoculados a
105 conidias mL-1 como se puede observar en la Figura 3.20.
Después de 14 días de conservación a 4 oC y 90 % de HR, las moras inoculadas
con 103 conidias mL-1 presentaron valores significativamente diferentes del IIE
(p < 0,05) al evaluar el factor tipo de hongos patógenos. Botrytis spp HM11 causó
un IIE del 79,17 %, Colletotrichum spp HM14 un IIE del 75,46 % y Rhizopus spp
HM8 un IIE del 62,50 % como se puede observar en la Figura 3.20A.
Los valores del IIE para los frutos inoculados con 105 conidias mL-1 también fueron
significativamente diferentes (p < 0,05), siendo del 81,94 % en Botrytis spp HM11,
77,31 % en Colletotrichum spp HM14 y 71,76 % en Rhizopus spp HM8 como se
puede observar en la Figura 3.20B.
En cambio, en la evaluación del factor concentración de los inóculos no se
obtuvieron diferencias significativas entre las concentraciones 10 3 y 105 conidias
mL-1 (p > 0,05) entre los diferentes hongos evaluados.
69
90
A
75
LSD: 0,0456
IIE (%)
60
45
30
15
0
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Días de almacenamiento
Botrytis
Rhizopus
Colletotrichum
90
B
75
LSD: 0,0791
IIE (%)
60
45
30
15
0
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Días de almacenamiento
Botrytis
Rhizopus
Colletotrichum
Figura 3.20. IIE (%) de Botrytis spp HM11, Rhizopus spp HM8 y Colletotrichum spp
HM14 inoculados artificialmente en mora de Castilla mediante una herida en el centro de
los frutos con 103 conidias mL-1 (A) y 105 conidias mL-1 (B). Cada punto representa la
media de 36 frutos analizados con el test LSD
70
3.2.2 IIE DE LOS FRUTOS INOCULADOS ARTIFICIALMENTE MEDIANTE
INMERSIÓN EN LAS SUSPENSIONES DE ESPORAS
En el caso de los frutos inoculados por inmersión en las suspensiones de esporas
de cada cepa de hongo patógeno de estudio, el crecimiento microbiano fue similar
al que se presentó en los frutos inoculados mediante una herida.
El IIE de los hongos incrementó exponencialmente según aumentaba el tiempo de
almacenamiento en refrigeración a 4 oC y 90 % de HR tanto en los frutos inoculados
a 103 conidias mL-1 como en aquellos inoculados a 105 conidias mL-1 como se puede
observar en la Figura 3.21.
Después de 14 días de conservación a 4 oC y 90 % de HR, las moras inoculadas
con 103 conidias mL-1 presentaron valores significativamente diferentes del IIE
(p < 0,05) al evaluar el factor tipo de hongos. Botrytis spp HM11 causó un IIE del
81,94 %, Colletotrichum spp HM14 un IIE del 77,31 % y Rhizopus spp HM8 un IIE
del 71,76 % como se puede observar en la Figura 3.21C.
Los valores del IIE para los frutos inoculados con 105 conidias mL-1 también fueron
significativamente diferentes (p < 0,05), siendo del 88,43 % en Botrytis spp HM11,
79,17 % en Colletotrichum spp HM14 y 75,46 % en Rhizopus spp HM8 como se
puede observar en la Figura 3.21D.
En esta metodología de inoculación los resultados presentaron una diferencia
estadísticamente significativa tanto en el factos concentración de microorganismos
inoculados en los frutos como en el factor tipo de hongos (p < 0,05).
Botrytis spp ocasionó un IIE estadísticamente mayor a Rhizopus spp y
Colletotrichum spp en los frutos inoculados con 103 y 105 conidias mL-1. Además,
los frutos sumergidos en las suspensiones de esporas con una concentración de
105 conidias mL-1 tuvieron un IIE significativamente mayor a los frutos sumergidos
en las suspensiones de esporas con 103 conidias mL-1.
71
90
C
75
LSD: 0,0496
IIE (%)
60
45
30
15
0
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Días de almacenamiento
Botrytis
Rhizopus
Colletotrichum
90
D
75
LSD: 0,0859
IIE (%)
60
45
30
15
0
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Días de almacenamiento
Botrytis
Rhizopus
Colletotrichum
Figura 3.21. IIE (%) de Botrytis spp HM11, Rhizopus spp HM8 y Colletotrichum spp
HM14 inoculados artificialmente en mora de Castilla mediante la inmersión de los frutos
en suspensiones con 103 conidias mL-1 (C) y 105 conidias mL-1 (D). Cada punto representa
la media de 36 frutos analizados con el test LSD
72
En los dos métodos de inoculación artificial estudiados en la mora de Castilla el IIE
provocado por Botrytis spp HM11 fue significativamente mayor al que el
ocasionaron Colletotrichum spp HM14 y Rhizopus spp HM8 durante el
almacenamiento. Siendo Botrytis spp HM11 el hongo responsable de la
podredumbre más severa de la mora de Castilla durante el período poscosecha.
Generalmente en la inoculación artificial se utilizan suspensiones de esporas de
hongos patógenos con concentraciones entre 10 3 y 106 conidias mL-1 para la
inoculación artificial de frutos pequeños como la mora de Castilla o la frutilla
(Chaves y Wang, 2004, p. 75; López, Castaño, Marulanda y López, 2013, p. 150).
Los resultados del ensayo indicaron que los frutos inoculados con una
concentración de 105 conidias mL-1 presentaron un IIE estadísticamente mayor a
los frutos inoculados con una concentración de 10 3 conidias mL-1. Esta
concentración es la que provocó un óptimo desarrollo del microorganismo patógeno
en los frutos y consecuentemente un alto grado de pudrición.
La metodología de inoculación artificial que más se utiliza en frutas es mediante
una herida con un punzón en un lugar puntual de los frutos y el posterior depósito
del inóculo en su interior (Farrera, Zambrano y Ortiz, 2007, p. 274). Sin embargo,
los resultados del ensayo demostraron que no existió una diferencia significativa
entre los dos métodos de inoculación probados, el recomendado en bibliografía y
la inmersión de los frutos en la suspensión de esporas de los hongos.
Durante la primera metodología (herida en el centro de los frutos) se tuvo
complicaciones en la inoculación debido al reducido tamaño de los frutos, su
delicada textura y su color oscuro. La fruta se maltrataba y no era posible visualizar
fácilmente la herida. Por estas razones, y al no existir una diferencia significativa
entre las dos pruebas de inoculación, se escogió la segunda metodología
(inmersión de los frutos en las suspensiones de patógenos) como el método de
inoculación más apropiado, rápido y sencillo.
Los hongos del género Botrytis son los responsables de las pérdidas más graves
73
en la producción de mora de Castilla y otros frutos pequeños como frutillas. La
enfermedad de moho gris que provoca este patógeno es la más limitante y
frecuente debido a que ataca a cualquier parte del cultivo (principalmente flores y
frutos de la mora) y en cualquier estado fenológico (Molina, La Rotta y Torres, 2004,
p. 106). Las conidias de Botrytis spp pueden contaminar a los frutos en cualquier
fase del cultivo y permanecer en estado de latencia hasta que se presenten las
mejores condiciones para su desarrollo y proliferación, generalmente durante la
poscosecha.
La temperatura óptima para el desarrollo de Botrytis spp es de 17 – 21 oC, pero
puede vivir en temperaturas de refrigeración (4oC) por lo que es común encontrarlo
durante el período poscosecha, es decir en el almacenamiento y la comercialización
de los frutos (Elad et al., 2007, p. 7). La mora de Castilla es más susceptible a
Botrytis spp que a Colletotrichum spp y Rhizopus spp ya que estos dos patógenos
no se desarrollan adecuadamente a bajas temperaturas. El estudio realizado por
López et al. (2013, p. 150) manifiesta resultados similares a los obtenidos en este
estudio.
3.3 EVALUACIÓN
DEL
EFECTO
DE
DIFERENTES
CONCENTRACIONES DE QUITOSANO EN LA CALIDAD DE
MORA DE CASTILLA INOCULADA ARTIFICIALMENTE CON
Botrytis spp
Para la evaluación de diferentes concentraciones de quitosano en el control de
podredumbre de mora de Castilla se desinfectaron 5 kg de frutos y se inocularon
artificialmente con Botrytis spp HM11 con una concentración de 105 conidias mL-1
mediante inmersión de los frutos en la suspensión de esporas. Se prepararon
soluciones de quitosano a 3 concentraciones diferentes: 0,5, 1,0 y 2,0 % y una
solución con Imazalil (concentración 5 cm3 L-1) y se pulverizaron sobre los frutos
inoculados para probar su efectividad.
74
Los frutos fueron almacanedos en refrigeración a 4 oC y 90 % de humedad relativa
hasta 14 días. El diseño factorial que se utilizó en el ensayo fue simple con 4
niveles, donde el factor fue la concentración de quitosano de las soluciones (0,0;
0,5; 1,0 y 2,0 %). Se utilizaron 72 réplicas por tratamiento.
3.3.1 IIE DE LOS FRUTOS
El IIE de cada fruto se calculó durante los 14 días posteriores a la inoculación de
los frutos y aplicación de los recubrimientos.
La Figura 3.22, representa la tendencia del IIE de los frutos inoculados con 105
conidias mL-1 de Botrytis spp y recubiertos con las diferentes soluciones. Después
de 14 días de almacenamiento, los valores del IIE fueron 72,68 % para los frutos
control, 57,86 % para los frutos recubiertos con la solución al 0,5 % de quitosano,
56,48 % para los frutos recubiertos con la solución al 1,0 % de quitosano, 50,92 %
para los frutos recubiertos con la solución al 2,0 % de quitosano y 60,65 % para los
frutos recubiertos con la solución de Imazalil (concentración de 5 cm3 L-1).
Tal y como muestran los resultados obtenidos, la solución al 2,0 % de quitosano
presentó un valor estadísticamente menor a las demás soluciones aplicadas a los
frutos (p < 0,05), incluso a los frutos recubiertos con el fungicida de síntesis química
Imazalil al 0,5 %. Por lo tanto, se concluyó que esta fue la concentración más
efectiva para controlar la podredumbre en mora de Castilla provocada por Botrytis
spp durante el almacenamiento en refrigeración.
No se obtuvo una diferencia estadísticamente significativa en el valor del IIE entre
el fungicida de síntesis química y los recubrimientos al 0,5 y 1,0 % de quitosano,
por lo que, su efecto en el período poscosecha no es suficientemente efectivo para
el control de podredumbres ocasionadas por Botrytis spp HM11 como se puede
apreciar en la Figura 3.22.
75
90
75
LSD: 0,0784
IIE (%)
60
45
30
15
0
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Días de almacenamiento
C
Q 0,5 %
Q1%
Q2%
I
Figura 3.22. IIE (%) de frutos inoculados con Botrytis spp HM11 (C: control, Q 0,5 %
quitosano, Q 1 % quitosano, Q 2 % quitosano, I Imazalil) almacenados hasta 14 días a
4 oC. Cada punto representa la media de 36 frutos analizados con el test LSD
La Figura 3.23, representa el gráfico de medias de los distintos tratamientos
aplicados a los frutos inoculados con Botrytis spp HM11. Se puede comprobar que
efectivamente el valor del IIE que se obtuvo con los frutos recubiertos con la
solución al 2,0 % de quitosano fue estadísticamente menor a todos los demás
tratamientos aplicados a los frutos.
Al igual que Bautista et al. (2005, p. 123) en este estudio se comprobó que la
inhibición en el desarrollo de Botrytis spp estuvo ligada a la dosis de quitosano
utilizada en los recubrimientos. A mayor concentración utilizada en el recubrimiento
mayor inhibición del hongo se tuvo en las frutas.
76
Medias y 95,0% de Fisher LSD
0,8
IIE
0,6
0,4
0,2
0
C
I
Q 0,5 %
Tratamiento
Q1%
Q2%
Figura 3.23. Gráfico de medias con el método de la diferencia significativa mínima de
Fisher (C: control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q 2 % quitosano, I Imazalil)
La actividad del quitosano es más efectiva sobre las conidias que sobre las hifas
de algunos hongos patógenos (Palma, Jansson, Salinas y Lopez, 2008, p. 548), es
por eso que el polisacárido retardó el desarrollo de las esporas de Botrytis spp
inoculadas en los frutos. Además, la actividad fungicida de este biopolímero está
asociada al carácter catiónico de la molécula.
La interacción electrostática de los grupos amino libres (carga positiva) con los
residuos de las paredes celulares de los hongos (carga negativa) cambia la
permeabilidad de la membrana plasmática e impide el flujo normal de nutrientes y
desechos, lo que ocasionó la muerte de los hongos (Chung y Chen, 2008, p. 2812).
Otra de las razones por las que el recubrimiento inhibió el desarrollo de Botrytis spp
en los frutos, se relaciona con el impedimento de la síntesis de algunas enzimas
presentes en el hongo y las alteraciones citológicas que provoca (Lárez, 2008, p.
17). Los autores Barka, Eullaffroy, Climent y Vernet (2004) reportaron estas
alteraciones en células de Botrytis cinerea carentes de citoplasma después de
77
haber tratado uvas con soluciones acuosas al 1,75 % de quitosano (p. 610).
Existen múltiples investigaciones que prueban la efectividad biocida del quitosano
en hongos patógenos. Los estudios realizados por López et al, (2012) demostraron
que el quitosano aplicado a una concentración de 50 ppm controla la enfermedad
conocida como moho gris ocasionada por Botrytis spp en pepino (p. 38).
Los autores Bautista et al. (2005) encontraron que los tratamientos con quitosano
al 2 y 3 % de concentración tienen efectos fungicidas en Colletotrichum
gloeosporioides (p. 128). En la investigación realizada por Kurzawińska (2007) se
demostró que el tratamiento con quitosano favorece la germinación y crecimiento
de semillas de lechuga en medios infectados con Pythium debaryanum (p. 174).
Estos trabajos respaldan los resultados favorables del efecto de la solución de
quitosano al 2 % en la reducción significativa del IIE causada por Botrytis spp en
mora de Castilla obtenidos en este estudio.
3.3.2 EVALUACIÓN DE LAS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS Y
SENSORIALES DE LA MATERIA PRIMA (DÍA 0)
Los parámetros físico-químicos determinados en este estudio fueron peso,
diámetro, longitud, pH, sólidos solubles totales (SST) y acidez de los frutos. El
análisis sensorial se realizó mediante una prueba descriptiva de calificación, con
una escala hedónica de 5 puntos a 12 panelistas semi entrenados.
3.3.2.1 Análisis físico-químicos
El resumen de los parámetros físico-químicos evaluados a 36 moras a la llegada al
laboratorio del DECAB se presenta en la Tabla 3.2. Los frutos presentaron un índice
de madurez 4 según la escala de madurez de la mora de Castilla de la Norma
técnica ecuatoriana INEN 2427 (2010).
78
El peso promedio de los frutos fue de 3,92 g. El diámetro y la longitud promedios
de los frutos fueron de 1,78 cm y 2,08 cm respectivamente. Estas características
indicaron que las moras tenían un calibre mediano (INEN, 2010).
El pH promedio de los frutos fue de 2,77, los SST y la acidez titulable promedios
fueron de 7,81 y 2,10 respectivamente. Estos valores están dentro del rango
mínimo permitido para la madurez comercial de la mora de Castilla y son bastante
similares a los valores que encontraron Ayala et al. (2013) en mora de Castilla con
índice de madurez 4 (p. 15).
Tabla 3.2. Características físico-químicas de la mora de Castilla (t = 0 días)
Parámetro
Físico
Químicos
Valor promedio
Peso (g)
3,92 ± 0,06
Diámetro (cm)
1,88 ± 0,02
Longitud (cm)
2,28 ± 0,03
pH
2,77 ± 0,00
SST
7,81 ± 0,68
Acidez (%)
2,10 ± 0,02
bc ± dF?e = fgB
3.3.2.2 Análisis sensorial
Según los atributos evaluados se obtuvieron valores de 4,08 ± 0,11 en olor,
3,58 ± 0,25 en color, 3,83 ± 0,25 en textura y 3,50 ± 0,12 en apariencia general,
además no se presentaron olores extraños. Los frutos se encontraron en óptimas
condiciones para la aplicación de los distintos tratamientos.
Los atributos físicos, químicos y sensoriales que presentó la mora de Castilla
fueron aceptables para su consumo, procesamiento y comercialización.
79
3.3.3 EVALUACIÓN DE LAS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS Y
SENSORIALES DE LOS FRUTOS TRATADOS DURANTE EL
ALMACENAMIENTO
La evaluación de los parámetros físicos, químicos y sensoriales de los frutos
inoculados por inmersión con 105 conidias mL-1 de Botrytis spp y pulverizados con
los distintos tratamientos se realizaron a salida 1 (día 7) y salida 2 (día 14) del
almacenamiento.
Se evaluaron los parámetros de calidad de los frutos control (frutos inoculados con
Botrytis spp pero sin la aplicación de ningún tratamiento), frutos recubiertos con
soluciones de quitosano al 0,5; 1 y 2 % y de los frutos recubiertos con Imazalil
(concentración 5 cm3 L-1).
3.3.3.1 Análisis físicos
Los análisis físicos que se estudiaron en las moras de Castilla inoculadas con 105
conidias mL-1 de Botrytis spp HM11 y aplicadas los distintos tratamientos para el
control de podredumbre fueron peso, diámetro y longitud.
En cada parámetro de calidad se aplicó un diseño factorial 3 × 5, donde los factores
fueron tiempo de almacenamiento (días 0, 7 y 14) y tratamientos aplicados (C, Q
0,5 %, Q 1 %, Q 2 %, I).
Los resultados de los análisis físicos se presentan en la Tabla 3.3.
80
Tabla 3.3. Parámetros físicos evaluados en la mora de Castilla en las salidas 1 (día 7) y 2
(día 14) almacenadas a 4 oC y 95 % de HR. Las letras minúsculas corresponden al factor
tratamiento analizados con el test LSD
Tratamientos
Salida 1
(7 días)
Salida 2
(14 días)
Parámetro
C
Q 0,5 %
Q1%
Q2%
I
Peso (g)
3,45 ± 0,86a
3,63 ± 0,91ab
3,67 ± 0,86ab
3,88 ± 0,86b
3,05 ± 0,86a
Diámetro (cm)
1,46 ± 0,21a
1,58 ± 0,29ab
1,62 ± 0,21ab
1,72 ± 0,27b
1,53 ± 0,17ab
Longitud (cm)
1,85 ± 0,34a
1,95 ± 0,29b
1,98 ± 0,19b
2,02 ± 0,24b
2,00 ± 0,23b
Peso (g)
2,94 ± 0,84a
3,02 ± 0,81a
3,05 ± 0,85a
3,66 ± 0,92b
2,92 ± 0,85a
Diámetro (cm)
1,43 ± 0,21a
1,52 ± 0,21ab
1,56 ± 0,20ab
1,67 ± 0,19b
1,50 ± 0,14ab
Longitud (cm)
1,72 ± 0,36a
1,88 ± 0,28b
1,92 ± 0,26b
1,96 ± 0,33b
1,87 ± 0,23b
bc ± dF?e = fgB
C: Control (Sin tratamiento)
Q 0,5 %: Quitosano al 0,5 %
Q 1 %: Quitosano al 1 %
Q 2 %: Quitosano al 2 %
I: Imazalil (5 cm3 L-1)
3.3.3.1.1 Peso
Según los resultados obtenidos, el peso de los frutos tiene una diferencia
significativa entre los diferentes factores, tratamientos aplicados y en tiempo de
almacenamiento (p < 0,05) como se puede observar en la Tabla 3.3.
En comparación con el peso de los frutos en la entrada de la materia prima (día 0),
durante la primera salida (día 7), se tuvo una pérdida de peso del 13,31 % para los
frutos control, del 8,79 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano, del
7,78 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del 2,51 % para los frutos
recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 23,36 % para los frutos recubiertos con
Imazalil.
En la segunda salida (día 14), se tuvo una pérdida de peso del 25 % para los frutos
control, del 22,96 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano, del
22,19 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del 6,63 % para los
81
frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 26,00 % para los frutos recubiertos
con Imazalil como se puede observar en la Figura 3.24.
En las dos salidas la menor pérdida de peso en los frutos se obtuvo con el
tratamiento de Q 2 %, seguido de Q 1 %, Q 0,5 %, control y finalmente Imazalil.
Pese a que todas las concentraciones de quitosano probadas fueron efectivas, no
hubo diferencia significativa en la disminución de la pérdida de peso hasta el día 7
de almacenamiento entre los tratamientos (p < 0,05).
Sin embargo, el día 14 los frutos que menor pérdida de peso significativa
presentaron fueron los tratados con quitosano al 2,0 %.
Durante todo el tiempo de almacenamiento, los frutos recubiertos con Imazalil
presentaron la mayor pérdida de peso, este fungicida al ser un compuesto
hidrofílico, posiblemente se unió a las moléculas de agua de los frutos, no formó
ninguna barrera y permitió fácilmente la respiración, transpiración y pérdida de
humedad de la mora.
La humedad relativa a la que se almacenaron los frutos fue de 90 % y el contenido
de humedad de la mora es alrededor del 95 %, probablemente este gradiente
provocó un déficit en la presión de vapor de agua en el interior de los frutos, lo que
ocasionó migración del vapor de agua desde el interior hacia el exterior de las
moras y se tradujo en pérdida de peso.
82
30%
Pérdida de peso (%)
25%
20%
C
Q 0,5 %
15%
Q1%
Q2%
I
10%
5%
0%
7
14
Días de almacenamiento
Figura 3.24. Pérdida de peso de los frutos recubiertos con los distintos tratamientos. (C:
control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q 2 % quitosano, I Imazalil) almacenados
hasta 14 días a 4 oC y evaluados con el test LSD
Normalmente, los frutos durante el período de almacenamiento en frío se
deshidratan y pierden peso debido a los procesos de transpiración y respiración.
Los recubrimientos en base de quitosano modifican la atmósfera interna de los
frutos y reducen significativamente las pérdidas de peso por deshidratación
(Bautista et al., 2005, p. 1).
Estos recubrimientos se han aplicado en una gran variedad de frutas como papaya,
mango, pera, mandarina, fresa, frambuesa y carambola, y, efectivamente en todos
los estudios se han observado resultados positivos en la disminución de la pérdida
de peso, conservación de firmeza y aumento de vida útil (Velázquez y Guerrero,
2014, p. 8).
83
El quitosano al formar una barrera semipermeable al O 2, CO2 y H2O en los frutos,
disminuyó lentamente la respiración y retrasó la transpiración y pérdida de
humedad de los frutos manteniendo la textura inicial (Lárez, 2008, p. 20).
Los frutos que presentaron menor pérdida de peso durante las salidas 1 y 2 fueron
los del tratamiento Q 2 %. Estos resultados coinciden con Tezotto, Fargoni,
Geerdink y Kluge (2014), que aplicaron recubrimientos de quitosano con diferentes
concentraciones en frambuesas y obtuvieron menores pérdidas de peso con
quitosano al 2 % (p/p) (p. 74).
Debido a que este parámetro es determinante en la calidad de los frutos es muy
importante seleccionar el tratamiento que menor pérdida de peso presente durante
el almacenamiento. Así, se mantendrá la apariencia y frescura requerida en el
producto y se evitará el estrés hídrico que induce a cambios hormonales
perjudiciales para la vida útil de la mora.
3.3.3.1.2 Diámetro
En la evaluación del factor tratamiento, durante las dos salidas el diámetro de los
frutos control fue significativamente menor al diámetro de los frutos recubiertos con
quitosano al 2 % (p < 0,05) como se puede observar en la Tabla 3.3. Entre los
demás tratamientos a pesar de que hay una disminución en el diámetro con el paso
de los días, esta no es significativa.
En el factor tiempo de almacenamiento no se tuvo una diferencia significativa entre
el diámetro de los frutos los días 0 y 7 (p > 0,05). Sin embargo, el día 14 los frutos
presentaron un diámetro significativamente menor al de los días 0 y 7 (p < 0,05).
En comparación con el diámetro de los frutos en la entrada (t = 0 días), durante la
primera salida (día 7), se tuvo una pérdida de este parámetro del 22,34 % para los
frutos control, del 15,96 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano, del
13,83 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del 8,51 % para los
84
frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 18,62 % para los frutos recubiertos
con Imazalil.
En la segunda salida (día 14), se presentaron pérdidas en el diámetro de 23,94 %
para los frutos control, del 19,15 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de
quitosano, del 17,02 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del
11,17 % para los frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 20,21 % para los
frutos recubiertos con Imazalil como se puede apreciar en la Figura 3.25.
La disminución del diámetro de los frutos se debe a la pérdida de peso por
deshidratación durante el almacenamiento. En esta etapa los frutos pierden
firmeza, se marchitan y arrugan y por lo tanto se encogen (Ávila, Cuspoca, Fischer,
Ligarreto y Quicazán, 2007, p. 4182).
30%
Pérdida de diámtro (%)
25%
20%
C
Q 0,5 %
15%
Q1%
Q2%
10%
I
5%
0%
7
14
Días de almacenamiento
Figura 3.25. Pérdida de diámetro de los frutos recubiertos con los distintos tratamientos.
(C: control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q 2 % quitosano, I Imazalil)
almacenados hasta 14 días a 4 oC y evaluados con el test LSD
85
3.3.3.1.3 Longitud
En la evaluación del factor tratamiento, durante las dos salidas (días 7 y 14) de
cámara la longitud de los frutos control fue significativamente menor a la longitud
de los frutos recubiertos con todos los demás tratamientos (p < 0,05) como se
puede observar en la Tabla 3.3.
En el factor tiempo de almacenamiento no se tuvo una diferencia significativa entre
el diámetro de los frutos los días 7 y 14 (p > 0,05), sin embargo, el día 0 los frutos
presentaron un diámetro significativamente mayor al de los días 7 y 14 (p < 0,05).
En comparación con la longitud de los frutos en la entrada (t = 0 días), durante la
primera salida (día 7), se tuvo una pérdida de este parámetro del 18,86 % para los
frutos control, del 14,47 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano, del
13,16 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del 11,40 % para los
frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 12,28 % para los frutos recubiertos
con Imazalil.
En la segunda salida (día 14), se presentaron pérdidas en el diámetro de 46,49 %
para los frutos control, del 17,54 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de
quitosano, del 15,79 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del
14,03 % para los frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 17,98 % para los
frutos recubiertos con Imazalil como se puede apreciar en la Figura 3.26.
Al igual que la disminución del diámetro, la reducción en la longitud de los frutos
está ligada con la pérdida de peso por deshidratación durante el almacenamiento.
Los frutos se marchitaron y arrugaron disminuyendo considerablemente la longitud,
el diámetro o ambos parámetros.
86
30%
Pérdida de longitud (%)
25%
20%
C
Q 0,5 %
15%
Q1%
Q2%
I
10%
5%
0%
7
14
Días de almacenamiento
Figura 3.26. Pérdida de longitud de los frutos recubiertos con los distintos tratamientos.
(C: control, Q 0,5 % quitosano, Q 1 % quitosano, Q 2 % quitosano, I Imazalil)
almacenados hasta 14 días a 4 oC y evaluados con el test LSD
3.3.3.2 Análisis químicos
Los análisis químicos que se realizaron a las moras de Castilla inoculadas con
Botrytis spp HM11 (105 conidias mL-1) y aplicadas los distintos tratamientos para el
control de podredumbre fueron pH, sólidos solubles totales (SST) y acidez titulable.
En cada parámetro químico de calidad se aplicó un diseño factorial 3 x 5, donde los
factores fueron tiempo de almacenamiento (días 0, 7 y 14) y tratamientos aplicados
(C, Q 0,5 %, Q 1 %, Q 2 %, I).
Los resultados de los análisis químicos se presentan en la Tabla 3.4.
87
Tabla 3.4 Parámetros químicos evaluados en la mora de Castilla en las salidas 1 (día 7) y 2
(día 14) almacenadas a 4 oC. Las letras minúsculas corresponden al factor tratamiento
analizados con el test LSD
Tratamientos
Parámetro
C
Q 0,5 %
Q1%
Q2%
I
pH
2,88 ± 0,11ab
2,92 ± 0,07bc
2,90 ± 0,05b
2,95 ± 0,08c
2,85 ± 0,09a
SST
7,08 ± 1,08ab
7,44 ± 0,80bc
7,83 ± 0,65cd
8,28 ± 0,40d
6,52 ± 0,71a
Acidez (%)
1,78 ± 0,25a
1,71 ± 0,34a
1,66 ± 0,24a
1,60 ± 0,18a
1,70 ± 0,16a
pH
2,90 ± 0,07a
2,94 ± 0,15a
3,03 ± 0,05b
3,08 ± 0,05b
2,92 ± 0,09a
SST
7,00 ± 1,00a
7,08 ± 0,79a
7,76 ± 0,84b
8,40 ± 0,73c
6,88 ± 0,80a
Acidez (%)
1,78 ± 0,41c
1,69 ± 0,10bc
1,61 ± 0,14ab
1,56 ± 0,12a
1,68 ± 0,09bc
Salida 1
(Día 7)
Salida 2
(Día 14)
bc ± dF?e = fgB
C: Control (Sin tratamiento)
Q 0,5 %: Quitosano al 0,5 %
Q 1 %: Quitosano al 1 %
Q 2 %: Quitosano al 2 %
I: Imazalil (5 cm3 L-1)
3.3.3.2.1 pH
El pH de los frutos tiene una diferencia significativa entre los diferentes tratamientos
aplicados y en el tiempo de almacenamiento (p < 0,05) como se puede observar en
la Tabla 3.4. A pesar de que el pH de los frutos aumentó durante el
almacenamiento, este siempre se mantuvo ácido (pH < 7).
En comparación con el pH de los frutos en la entrada (t = 0 días), durante la primera
salida (día 7), se tuvo un aumento de este parámetro del 3,97 % para los frutos
control, del 5,42 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano, del 4,70 %
para los frutos recubiertos con 1 % de quitosano, del 6,50 % para los frutos
recubiertos con 2 % de quitosano y del 2,89 % para los frutos recubiertos con
Imazalil.
En la segunda salida (día 14), se presentaron aumentos en el pH del 4,69 % para
los frutos control, del 6,14 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano, del
88
9,39 % para los frutos recubiertos con 1 % de quitosano, del 11,19 % para los frutos
recubiertos con 2 % de quitosano y del 5,41 % para los frutos recubiertos con
Imazalil.
Las vacuolas de las células de mora de Castilla ocupan cerca del 90 % del volumen
celular, y al poseer estos organelos un pH ácido (pH < 5), hacen que el pH de la
fruta se mantenga ácido (Ávila et al., 2007, p. 4188).
En este estudio, el aumento de este parámetro durante el almacenamiento
probablemente se debió a la disminución de la acidez titulable total, a la
transformación de los ácidos cítrico y málico en azúcares y a la translocación de
carbohidratos de reserva en sacáridos simples (Ayala et al., 2013, p. 4184).
Además, el quitosano también contribuyó en el incremento del pH.
Estos resultados difieren de los resultados encontrados por Cruañes y Locaso
(2011) en recubrimientos de quitosano al 1 % aplicados en arándanos y
almacenados a 4 oC durante 7 días, en los cuales el pH no presentó diferencias
significativas con respecto a los frutos testigo (p. 59).
3.3.3.2.2 Sólidos solubles totales (SST)
Según los resultados obtenidos, el contenido de SST de los frutos es
significativamente diferente entre los diferentes tratamientos aplicados (p < 0,05)
como se puede observar en la Tabla 3.4.
En la evaluación del factor tiempo de almacenamiento no se tuvo una diferencia
significativa entre el contenido de SST de los frutos en las salidas 1 y 2 (días 7 y
14) (p > 0,05), sin embargo, el día 0 los frutos presentaron un contenido de SST
significativamente menor al de los días 7 y 14 (p < 0,05).
En comparación con los SST de los frutos en la entrada (t = 0 días), durante la
primera salida (día 7), se tuvo una disminución de este parámetro del 9,35 % para
89
los frutos control, del 4,73 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano y
del 16,52 % para los frutos recubiertos con Imazalil. Por el contrario, se tuvo un
aumento del contenido de oBrix del 0,27 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de
quitosano y del 6,02 % para los frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano.
En la segunda salida (día 14), se presentaron disminuciones de los oBrix del
10,37 % para los frutos control, del 11,90 % para los frutos recubiertos con Imazalil,
0,64 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano y la disminución de oBrix
para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano se mantuvo en 9,35 %.
En cambio, el aumento de oBrix para los frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano
fue del 7,55 %.
La disminución del contenido de SST durante el almacenamiento en los frutos
control, en los frutos recubiertos con quitosano al 0,5 y 1,0 % y en los frutos
recubiertos con Imazalil se produjo debido a la falta de conversión de los almidones
presentes en los azúcares de las moras y debido al consumo de azúcares como
substratos para realizar los procesos biológicos como la respiración durante el
almacenamiento en refrigeración a 4 oC (Chitarra y Chitarra, 2005, p. 116).
La disminución de SST de los frutos es normal una vez que empiezan el proceso
de senescencia (Vargas, Vargas, Centurió, Tamayo y Sauri, 2005, p. 18).
El contenido del 2,0 % de quitosano en el recubrimiento aplicado a los frutos
provocó un aumento significativo en el contenido de sólidos solubles totales durante
el almacenamiento, incrementando los
oBrix
y mejorando las características
organolépticas de los frutos (Vázquez y Guerrero, 2013, p. 7).
Resultados similares en el aumento del contenido de SST obtuvieron los autores
López et al. (2012, p. 158) al recubrir frutillas con soluciones de quitosano al 1 y 2
% y aceite de canela al 3 % y almacenarlas en refrigeración a 5 oC hasta 15 días.
90
3.3.3.2.3 Acidez titulable total
El contenido de acidez de los frutos presentó una diferencia significativa entre los
tratamientos con quitosano al 1,0 y 2,0 % y los demás tratamientos aplicados en
las salidas 1 y 2 (días 7 y 14) (p < 0,05) como se puede observar en la Tabla 3.5.
En la evaluación del factor días de almacenamiento no se tuvo una diferencia
significativa entre el contenido de acidez de los frutos los días 7 y 14 (p > 0,05), sin
embargo, el día 0 los frutos presentaron un contenido de acidez significativamente
mayor al de los días 7 y 14 (p < 0,05).
En comparación con la acidez de los frutos en la entrada (t = 0 días), durante la
primera salida (día 7), se tuvo una pérdida de este parámetro del 15,24 % para los
frutos control, del 18,57 % para los frutos recubiertos con 0,5 % de quitosano, del
20,95 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del 14,03 % para los
frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 17,98 % para los frutos recubiertos
con Imazalil.
En la segunda salida (día 14), se presentaron disminuciones en la acidez del
18,10 % para los frutos control, del 19,52 % para los frutos recubiertos con 0,5 %
de quitosano, del 23,33 % para los frutos recubiertos con 1,0 % de quitosano, del
23,81 % para los frutos recubiertos con 2,0 % de quitosano y del 19,05 % para los
frutos recubiertos con Imazalil.
El contenido de acidez de los frutos durante el almacenamiento es inversamente
proporcional al valor de su pH. La acidez valorable total en la mora de Castilla se
presenta como porcentaje de ácido cítrico por ser el ácido orgánico predominante.
La disminución de este parámetro se debe principalmente al consumo de los ácidos
orgánicos durante la respiración y demás procesos bioquímicos que se producen
durante el almacenamiento (Del Pilar, Fischer y Corredor, 2007, p. 87).
Resultados similares en la disminución de acidez obtuvieron los autores Cruañes y
Locaso (2011) al aplicar recubrimientos de quitosano al 1 % en arándanos y
91
almacenarlos a 4 oC durante 7 días.
Los
arándanos
recubiertos
con
quitosano
presentaban
una
acidez
significativamente menor a la de los frutos testigo (p. 58).
3.3.3.3 Análisis sensorial
Los parámetros sensoriales que se evaluaron a las moras de Castilla inoculadas
con 105 conidias mL-1 de Botrytis spp y aplicadas los distintos tratamientos para el
control de podredumbre fueron olor, color, textura y apariencia en general del fruto.
En este primer análisis sensorial no se evaluó el aroma de los frutos debido a que
estaban inoculados con el agente patógeno. Solamente se realizó una evaluación
visual del efecto de los distintos recubrimientos en los atributos de las moras y en
el control de podredumbres.
En cada salida se aplicó un diseño factorial 4 × 5, donde los factores fueron
atributos sensoriales y tratamientos aplicados. Los resultados de los análisis
sensoriales se presentan en la Tabla 3.5.
Durante la primera salida (día 7), se tuvo una diferencia significativa al evaluar los
puntajes de los atributos sensoriales de los frutos aplicados los distintos
tratamientos (p < 0,05).
Los puntajes de los parámetros olor y color de los frutos recubiertos con quitosano
al 2,0 % fueron significativamente mayores a los puntajes de olor y color de los
demás frutos con los distintos tratamientos (p < 0,05).
Los puntajes de los parámetros de textura y apariencia en general de los frutos
recubiertos con quitosano al 1,0 y 2,0 % fueron significativamente mayores a los
puntajes de los demás tratamientos (p < 0,05), pero no fueron estadísticamente
diferentes entre sí como se puede observar en la Tabla 3.5 (salida 1).
92
Tabla 3.5. Atributos sensoriales evaluados en la mora de Castilla almacenada hasta 14 días
a 4 oC. Las letras minúsculas corresponden al factor tratamiento analizados con el test LSD
Tratamientos
Parámetro
C
Q 0,5 %
Q1%
Q2%
I
Olor
3,42 ± 1,11a
3,58 ± 0,90a
3,83 ± 0,67b
4,42 ± 0,73c
3,33 ± 0,84a
Salida 1
Color
3,67 ± 1,00a
3,42 ± 0,89a
3,58 ± 0,87a
4,50 ± 0,85b
3,25 ± 0,80a
(Día 7)
Textura
3,17 ± 0,98a
3,33 ± 0,99a
4,00 ± 0,80b
4,17 ± 0,92b
3,08 ± 0,82a
Apariencia
3,33 ± 1,20a
3,42 ± 1,10a
4,08 ± 0,80b
4,33 ± 0,75b
3,33 ± 0,85a
Olor
3,25 ± 1,00a
2,83 ± 1,02b
2,83 ± 0,66b
3,58 ± 0,57c
2,33 ± 0,65d
Salida 2
Color
2,00 ± 0,90a
2,08 ± 1,20a
2,92 ± 0,60b
3,58 ± 0,75c
2,25 ± 0,60a
(Día 14)
Textura
3,08 ± 0,90a
1,83 ± 1,01b
2,83 ± 0,70c
3,67 ± 0,60d
2,25 ± 0,60e
Apariencia
1,83 ± 0,90a
1,75 ± 1,25a
3,58 ± 0,72b
3,58 ± 0,82b
2,33 ± 0,85c
bc ± dF?e = 1>B
C: Control (Sin tratamiento)
Q 0,5 %: Quitosano al 0,5 %
Q 1 %: Quitosano al 1 %
Q 2 %: Quitosano al 2 %
I: Imazalil (5 cm3 L-1)
Durante la segunda salida (día 14) también se presentaron diferencias significativas
entre los puntajes del factor tratamientos aplicados a los frutos (p < 0,05). Los frutos
recubiertos con quitosano al 2,0 % presentaron puntajes significativamente
mayores a los demás tratamientos en todos los atributos sensoriales evaluados
como se puede observar en la Tabla 3.5 (salida 2).
Los frutos recubiertos con quitosano al 2 % presentaron mayor calidad sensorial
durante los 14 días de almacenamiento. Esto se debió a que la barrera formada por
el quitosano en los frutos les permitió disminuir la pérdida de peso, el atributo
esencial para preservar la calidad organoléptica de las moras.
Además, inhibió el desarrollo de Botrytis spp aumentando su vida útil (Márquez,
Cartagena y Pérez, 2009, p. 106).
93
3.4 ANÁLISIS DEL EFECTO DE LA MEJOR CONCENTRACIÓN DE
QUITOSANO EN LA CALIDAD MICROBIOLÓGICA Y
SENSORIAL DE MORA DE CASTILLA
Los resultados obtenidos en las evaluaciones físico-químicas y sensoriales
indicaron que el mejor tratamiento poscosecha para mora de Castilla fue el
recubrimiento con quitosano al 2 % debido a que preservó la calidad de los frutos
durante el almacenamiento y disminuyó considerablemente las podredumbres.
Este tratamiento se escogió para su aplicación en frutos desinfectados y una
posterior evaluación de la calidad microbiológica y sensorial.
La evaluación de la calidad microbiológica y sensorial de los frutos se realizó los
días 0 (salida 1), 7 (salida 2) y 14 (salida 3). Se evaluaron los parámetros de calidad
de los frutos control (sin la aplicación de ningún tratamiento) y de los frutos
recubiertos con quitosano al 2 %.
3.4.1 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO
Los resultados de los análisis microbiológicos de los frutos control y los frutos
recubiertos con quitosano al 2,0 %, almacenados hasta 14 días a 4 oC y 90 % de
humedad relativa se presentan en la Tabla 3.6.
En las salidas 1, 2 y 3 (días 0, 7 y 14) los resultados microbiológicos de aerobios y
coliformes totales para los frutos control y los frutos recubiertos con quitosano
fueron inferiores a los límites máximos permitidos para frutas semiprocesadas y
refrigeradas, (1,00E+06 UFC/g y 1,00E+02 UFC/g respectivamente) según la
Norma Sanitaria que establece los criterios microbiológicos de calidad sanitaria e
inocuidad para alimentos y bebidas de consumo humano, (2003).
94
Tabla 3.6. Análisis microbiológico de la mora de Castilla recubierta con quitosano al 2 %
y de los frutos control en las salidas 1 (día 0), 2 (día 7) y 3 (día 14) almacenada a 4 oC
Tratamientos
Salidas
1 (Día 0)
2 (Día 7)
3 (Día 14)
Microorganismos
C
Q2%
Aerobios totales (UFC/g)
4,00E+01
< 1,00E+01
Mohos y levaduras (UFC/g)
< 1,00E+01
< 1,00E+01
Coliformes totales (UFC/g)
< 1,00E+01
< 1,00E+01
Aerobios totales (UFC/g)
4,50E+02
7,00E+01
Mohos y levaduras (UFC/g)
1,28E+03
1,70E+02
Coliformes totales (UFC/g)
< 1,00E+01
< 1,00E+01
Aerobios totales (UFC/g)
2,80E+03
9,80E+02
Mohos y levaduras (UFC/g)
2,30E+03
4,70E+02
Coliformes totales (UFC/g)
< 1,00E+01
< 1,00E+01
bc ± dF?e = fgB
C: Control
Q 2 %: Quitosano al 2 %
Los resultados de los análisis de mohos y levaduras de los frutos control y de los
frutos recubiertos de la salida 1 (día 7), fueron inferiores al límite máximo permitido
(1,00E+02 UFC/g). Sin embargo, en las salidas 2 y 3 (días 7 y 14) los frutos control
excedieron los límites máximos permitidos.
Los frutos recubiertos con quitosano al 2,0 % se mantuvieron dentro de los límites
permitidos los 15 días de almacenamiento.
Los frutos tratados con quitosano al 2,0 % no presentaron incidencia de coliformes
totales durante todo el almacenamiento. El contaje de las colonias de aerobios
totales y mohos y levaduras de estos frutos siempre se mantuvieron por debajo de
los límites permitidos. Estos resultados demostraron que el quitosano es un
tratamiento efectivo para el control de podredumbres durante la poscosecha
(Cruañes y Locaso, 2011, p. 60).
95
Los autores López et al. (2012) demostraron que el crecimiento de mesófilos
aerobios de frutillas recubiertas con quitosano al 2 % y aceite de canela fue
significativamente menor a los frutos control durante los 14 días de almacenamiento
refrigerado a 5 oC (p. 40).
3.4.2 ANÁLISIS SENSORIAL
Los parámetros sensoriales que se evaluaron a las moras de Castilla aplicadas la
concentración de quitosano más efectiva para el control de podredumbre (2,0 %)
fueron color, firmeza, apariencia en general y aroma del fruto.
En cada salida se aplicó un diseño factorial 4 × 2, donde los factores fueron
atributos sensoriales y tratamientos aplicados. Los resultados de los análisis
sensoriales se presentan en la Tabla 3.7.
Durante la primera salida (día 7), no hubo diferencias significativas entre los
puntajes de los panelistas en el factor de atributos sensoriales evaluados (p > 0,05).
Sin embargo, se tuvo una diferencia significativa al evaluar los puntajes de los
distintos tratamientos (p < 0,05).
Los puntajes de los parámetros color, firmeza y apariencia general de los frutos
recubiertos con quitosano fueron significativamente mayores a los puntajes de los
frutos control (p < 0,05). Sin embargo, el puntaje del atributo aroma de los frutos
recubiertos con quitosano fue significativamente menor al puntaje de los frutos
control. (p < 0,05).
Durante la segunda (día 7) y tercera salidas (día 14), se presentaron diferencias
significativas entre los puntajes del factor de tratamientos aplicados a los frutos
(p < 0,05), como se puede observar en la Tabla 3.7. Los frutos recubiertos con
quitosano al 2,0 % presentaron puntajes significativamente mayores en todos los
atributos sensoriales evaluados (color, firmeza, apariencia en general y aroma) a
los frutos control.
96
Tabla 3.7. Atributos sensoriales evaluados en la mora de Castilla recubierta con quitosano
al 2 % y de los frutos control en las salidas 1 (día 0), 2 (día 7) y 3 (día 14), almacenada a
4 oC, analizados con el test LSD
Tratamientos
Salidas
Parámetros
C
Q2%
Color
4,00 ± 0,87a
4,67 ± 0,82b
Firmeza
3,75 ± 0,92a
4,75 ± 0,90b
Apariencia general
3,50 ± 0,85a
4,67 ± 0,85b
Aroma
4,17 ± 0,99a
3,58 ± 0,85b
Color
3,50 ± 1,01a
4,58 ± 0,68b
Firmeza
3,08 ± 0,92a
4,00 ± 0,75b
Apariencia general
2,92 ± 0,90a
4,00 ± 0,70b
Aroma
3,25 ± 0,85a
4,25 ± 0,80b
Color
2,33 ± 0,68a
4,08 ± 0,78b
Firmeza
2,92 ± 0,68a
3,75 ± 0,76b
Apariencia general
2,92 ± 0,75a
3,67 ± 0,83b
Aroma
2,75 ± 0,70a
3,83 ± 0,90b
1 (Día 0)
2 (Día 7)
3 (Día 14)
bc ± dF?e = fgB
C: Control
Q 2 %: Quitosano al 2 %
Los frutos recubiertos con quitosano al 2,0 % presentaron mayor calidad sensorial
durante los 14 días de almacenamiento en todos los parámetros evaluados excepto
el aroma durante la primera salida.
Los panelistas identificaron un sabor amargo residual durante el análisis sensorial,
esto se debió a la diferencia de pH y sólidos solubles totales entre el recubrimiento
y los frutos.
Este sabor amargo inicial desapareció rápidamente, no se detectó en los días
siguientes y no afectó los demás atributos sensoriales (Lárez, 2008, p. 19).
97
Los autores Huaqiang, Liangying, Jiahou y Kunwang (2004) demostraron que
recubrimientos de quitosano al 1, 2 y 3 % aplicados en frutillas mantuvieron los
atributos de la calidad sensorial de los frutos almacenados durante 9 días a 5 oC (p.
355).
Contreras, Pérez, Salvador, Bermejo y Rojas
(2012) demostraron que
recubrimientos de quitosano al 0,6, 1,2 y 1,8 % aplicados en naranjas valencianas
mantuvieron sus características organolépticas durante el almacenamiento hasta 5
semanas a 5 oC. (p. 448)
3.5 ESTIMACIÓN DE COSTOS
TRATAMIENTO POSCOSECHA
DE
APLICACIÓN
DEL
El análisis de los costos de la aplicación de recubrimientos en base a quitosano
proporciona información económica y permite tomar decisiones sobre la factibilidad
de ejecutar el proyecto a nivel industrial.
El tratamiento poscosecha que se evaluó en el proyecto consiste en la aplicación
de un recubrimiento de quitosano al 2 % en mora de Castilla fresca. La fruta provino
de la asociación de productores de mora de Castilla de la provincia de Tungurahua
en la ciudad de Ambato.
La estimación de los costos de aplicación de este tratamiento poscosecha se realizó
para 100 kg de mora. Los productores comercializan aproximadamente 100 kg de
fruta semanalmente. Después de la aplicación del tratamiento las frutas se
empacarían en evases de polieileno tereftalato (PET) de 250 gramos.
Los costos de los equipos y su implementación se presentan en la tabla 3.8.
98
Tabla 3.8. Costo total de equipos necesarios para la aplicación de recubrimiento de
quitosano en mora de Castilla como tratamiento poscosecha
Equipo
Cantidad
Homogenizador industrial IKA ULTRA TURRAX1
1
2 500,00
Ventilador industrial de circulación 1/3 HP2
2
1 600,00
1
120,00
Tanques de acero inoxidable 3
4
240,00
Destilador de agua manual, comercial 12 gal/día4
1
800,00
Plancha de acero inoxidable (1,20 x 1,20 m)
Montaje e instalación
3
Costo (USD)
Subtotal
5 260,00
5
1 315,00
Impuestos e importación6
Total
2 630,00
9 205,00
1
: Dutscher Scientific
2
: IndustrialFansDirect.com
3
: DIPAC: productos de acero
4
: APSWATER
5
: 25 % del subtotal
6
: 40 % del precio neto de equipos
Los equipos requeridos para la implementación de este tratamiento poscosecha
son los mismos que se utilizaron durante el desarrollo del proyecto en el laboratorio
pero con mayor capacidad.
El homogenizador debe tener una capacidad mínima de 30 kg. Los ventiladores,
tanques y plancha de acero inoxidable deben ser industriales. La capacidad para el
tanque de lavado de los frutos debe ser de
100 L, y la de los tanques de
inmersión de 50 L. Los costos semanales para la implementación del tratamiento
poscosecha se presentan en la Tabla 3.9.
La estimación semanal de los costos de implementación de este tratamiento
poscosecha se realizó en función de los costos de la materia prima e insumos,
mano de obra, servicios básicos, mantenimiento y depreciación de equipos. El
costo de energía eléctrica se calculó en función del tiempo de uso de los
ventiladores y el homogenizador (4 y 2 horas diarias respectivamente).
99
El costo del agua se determinó en función de la cantidad que se utiliza en los
procesos de lavado, desinfección y elaboración del tratamiento poscosecha. El
costo de mantenimiento se obtuvo del 5 % del costo total de equipos y para la
depreciación se consideró un tiempo de 10 años.
Tabla 3.9. Costos semanales de la aplicación de un recubrimiento de quitosano en mora de
Castilla como tratamiento poscosecha
Parámetro
Costo unitario
(USD)
Unidad
Cantidad
Costo total
(USD)
Materia prima
Mora de Castilla
3,00
kg
100
300,00
Quitosano
1,00
g
400
400,00
Ácido ascórbico
0,01
g
200
1,60
Cloro
0,02
mL
100
2,00
Envases perforados PET
0,15
unidad
200
30,00
Insumos
Mallas plásticas
2
0,45
m
1
0,45
85,00
p/semana
2
170,00
225,00
p/semana
1
225,00
Mano de obra directa
Trabajadores
Mano de obra indirecta
Control de calidad
Servicios básicos
Agua
0,72
m3
0,15
0,11
Energía eléctrica
0,09
kW/h
0,94
0,08
9 205,00
Semanas
52
8,85
9 205,00
Semanas
780
1,18
Mantenimiento
Equipos
Depreciación de equipos
Total equipos
TOTAL
1 169,27
El costo por envase de 250 gramos de mora de Castilla con la aplicación del
tratamiento en base de quitosano sería $ 2,92. El precio de venta al público con
una utilidad del 25 % del envase con 250 g de fruto sería $ 3,65.
El precio de venta al público de la mora de Castilla en mercados locales se
100
encuentra aproximadamente en $ 3,00 el kg, y el precio de la fruta envasada en
empaques PET de 250 g también está alrededor de $ 3,00 en los supermercados.
El precio de venta al público de las moras tratadas no es competitivo con el precio
de la fruta en los mercados y supermercados, sin embargo este producto aumenta
considerablemente el tiempo de vida útil (hasta 14 días) y mantiene la calidad de
los frutos ampliando su campo de comercialización. Por lo tanto, la aplicación de
un recubrimiento de quitosano al 2,0 % en mora de Castilla sería un excelente
tratamiento poscosecha.
101
4 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
4.1 CONCLUSIONES
·
Los hongos patógenos que afectan a la mora de Castilla proveniente de la
provincia de Tungurahua durante el período poscosecha son Botrytis spp,
Colletotrichum spp, Rhizopus spp, Mucor spp, Geotrichum spp, Penicillium spp
Cladosporium spp y Fusarium spp.
·
El hongo responsable de la podredumbre más severa de mora de Castilla
durante el almacenamiento refrigerado a 4 oC y 90 % de humedad relativa es
Botrytis spp.
·
El tratamiento más efectivo para el control de podredumbres poscosecha en la
mora de Castilla almacenada a 4 oC y 90 % de humedad relativa es el
recubrimiento de quitosano al 2,0 %.
·
El mejor tratamiento para preservar la calidad físico-química y sensorial de la
mora de Castilla durante el almacenamiento a 4 oC y 90 % de humedad relativa
hasta 14 días es la aplicación de la solución de quitosano al 2,0 % en los frutos.
·
El tratamiento poscosecha con quitosano al 2,0 % preserva la calidad
microbiológica de los frutos almacenados hasta 14 días a 4 oC y 90 % de HR
manteniendo por debajo de los límites máximos permitidos los aerobios y
coliformes totales y los mohos y levaduras.
·
Los panelistas identificaron un sabor amargo en los frutos tratados con
quitosano al 2,0 % durante la primera salida. Este sabor no se detectó durante
la segunda y tercera salida.
·
La mora de Castilla por lo general tiene un tiempo de vida útil de 3 días en
refrigeración, los tratamientos con quitosano al 2,0 % extendieron la vida útil de
la mora de Castilla hasta 14 días al almacenarla en refrigeración a 4 oC y 90 %
102
de HR, por lo que se aumentó la vida útil de los frutos 11 días.
·
La implementación del tratamiento poscosecha con quitosano al 2,0 % en mora
de Castilla provee un valor agregado a la fruta y aumenta el PVP aumentando
considerablemente la rentabilidad a los productores.
4.2 RECOMENDACIONES
·
Variar la concentración del ácido orgánico (ácido ascórbico) utilizado como
solvente para los tratamientos con quitosano.
·
Utilizar otro ácido orgánico en lugar del ácido ascórbico para disolver los
recubrimientos en base a quitosano.
·
Probar la efectividad en el control de podredumbre de mora de Castilla con
tratamientos de quitosano cuyas concentraciones varíen entre 1,0 y 2,0 %.
·
Elaborar un subproducto con la mora de Castilla recubierta con quitosano para
aumentar aún más el valor agregado del tratamiento poscosecha (jugos, pulpas,
mermeladas, vinos).
103
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115
ANEXOS
116
ANEXO I
ESQUEMA DEL PROCEDIMIENTO PARA RECUBRIR LOS
FRUTOS CON LAS DISTINTAS CONCENTRACIONES DE
QUITOSANO
Mora de Castilla
Agua clorada
50 ppm, Ta
Desinfección
Selección
Secado
T = 20 oC
Inoculación artificial
Secado
T = 20 oC
Q 0,5 %
Q1%
Q2%
Imazalil
Aplicación de los
recubrimientos
Secado
T = 20 oC
Almacenamiento
4 oC, 90 % HR
117
ANEXO II
ESQUEMA DEL PROCEDIMIENTO PARA RECUBRIR LOS
FRUTOS CON LA MEJOR CONCENTRACIÓN DE QUITOSANO
Mora de Castilla
Agua clorada
50 ppm, Ta
Desinfección
Selección
Secado
T = 20 oC
Inoculación artificial
Secado
T = 20 oC
Quitosano
Aplicación del
recubrimiento
Secado
T = 20 oC
Almacenamiento
4 oC, 90 % HR
118
ANEXO III
FORMATO PARA EL ANÁLISIS SENSORIAL DE LOS FRUTOS
APLICADOS LOS DISTINTOS TRATAMIENTOS POSCOSECHA
Escuela Politécnica Nacional
Departamento de Ciencia de Alimentos y Biotecnología
Evaluación Sensorial
Nombre:
Producto: mora de Castilla
Fecha:
Hora:
Instrucciones
Frente a usted tiene cinco muestras de mora de Castilla, por favor coloque los códigos de las
muestras y valore los parámetros sensoriales de cada una de acuerdo al puntaje que le parezca
colocando una “X” en la casilla que corresponda.
APARIENCIA GENERAL
5
4
Me gusta
extremadamente
3
2
1
Me gusta
No me gusta ni
Me disgusta
Me disgusta
moderadamente
me disgusta
moderadamente extremadamente
Código
Código
Código
Código
Código
FIRMEZA
Código
Código
Código
Código
Código
5
4
3
2
1
Considerablemente
firme
Firme
Ni firme ni
blando
Blando
Considerablemente
blando
119
COLOR
5
4
3
2
1
Considerablemente
intenso
Intenso
Ni intenso ni
opaco
Opaco
Considerablemente
opaco
Código
Código
Código
Código
Código
OLOR
5
Me gusta
extremadamente
4
3
2
1
Me gusta
No me gusta ni
Me disgusta
Me disgusta
moderadamente
me disgusta
moderadamente extremadamente
Código
Código
Código
Código
Código
Observaciones
_________________________________________________________________________
_________________________________________________________________________
_________________________________________________________________________
GRACIAS POR SU COLABORACIÓN
120
ANEXO IV
FORMATO PARA EL ANÁLISIS SENSORIAL DE LOS FRUTOS
CONTROL Y DE LOS FRUTOS RECUBIERTOS CON QUITOSANO
Escuela Politécnica Nacional
Departamento de Ciencia de Alimentos y Biotecnología
Evaluación Sensorial
Nombre:
Producto: mora de Castilla
Fecha:
Hora:
Instrucciones
Frente a usted tiene dos muestras de mora de Castilla, por favor coloque los códigos de las
muestras y valore los parámetros sensoriales de cada una de acuerdo al puntaje que le parezca
colocando una “X” en la casilla que corresponda.
APARIENCIA GENERAL
5
4
Me gusta
extremadamente
3
2
1
Me gusta
No me gusta ni
Me disgusta
Me disgusta
moderadamente
me disgusta
moderadamente extremadamente
Código
Código
FIRMEZA
Código
Código
5
4
3
2
1
Considerablemente
firme
Firme
Ni firme ni
blando
Blando
Considerablemente
blando
121
COLOR
5
4
3
2
1
Considerablemente
intenso
Intenso
Ni intenso ni
opaco
Opaco
Considerablemente
opaco
Código
Código
AROMA
5
Me gusta
extremadamente
4
3
2
1
Me gusta
No me gusta ni
Me disgusta
Me disgusta
moderadamente
me disgusta
moderadamente extremadamente
Código
Código
Observaciones
_________________________________________________________________________
_________________________________________________________________________
_________________________________________________________________________
GRACIAS POR SU COLABORACIÓN
Pomagás

Pomagás

FrutoFlorÁrbolAméricaSemillaConsumo

Pitahaya

Pitahaya

PlantaUso medicinalFrutoFloresSemillaConsumo

Contrato de compraventa de esperanza

Contrato de compraventa de esperanza

Derecho civil mexicanoObligaciones y contratosConceptoCaracterísticas

Alimentación Adecuada

Alimentación Adecuada

VitaminasIgestaHigienizaciónProductoNutrientes

Derecho de la Propiedad

Derecho de la Propiedad

Facultades dominicales de disposición y goceContenidoAccesión discretaDerecho civil patrimonialObjeto

Las plantas

Las plantas

UtilidadesReproducciónTipos de floresPartes de la plantaConceptoFloresPartes de las FloresTipos de Raices, Tallos, Hojas