Guía anestesia y analgesia conejo

UNIVERSIDAD
Servicio de Experimentación Animal
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Título: Guía Anestesia y Analgesia en Conejos
PNT 2.2.2.6-0
Fecha: 20/09/2012
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PROCEDIMIENTO
NORMALIZADO DE
TRABAJO
PNT. 2.2.2.6
GUÍA ANESTESIA Y
ANALGESIA EN
CONEJOS
1. OBJETO Y ALCANCE .............................................................................................................................. 2
2. RESPONSABILIDAD ................................................................................................................................ 2
3. MATERIAL NECESARIO ......................................................................................................................... 2
4. DESCRIPCIÓN DEL PROCESO ............................................................................................................ 2
5. RESIDUOS GENERADOS ...................................................................................................................... 2
6. CAMBIOS CON LA VERSIÓN ANTERIOR ......................................................................................... 11
7. REGISTROS ............................................................................................................................................ 11
8. REFERENCIAS Y BIBLIOGRAFÍA ....................................................................................................... 12
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Responsable redacción:
Irene Mudarra
Responsable revisión:
Alberto Pastor
Responsable aprobación:
José Antonio Pérez de Gracia
Hernández
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1. OBJETO Y ALCANCE
Este procedimiento tiene como fundamento mostrar las estrategias de anestesia y analgesia más
recomendables en el conejo en función de la severidad del procedimiento quirúrgico.
2. RESPONSABILIDAD
Especialistas técnicos y técnicos de laboratorio:
 Realizar con éxito las anestesias y analgesias en conejos
Responsable de la Unidad:
 Revisar las tareas realizadas por el personal a su cargo
3. MATERIAL NECESARIO
- Cloruro de Etilo
- Lidocaína
- Crema anestésica (EMLA®, AstraZeneca)
- Ungüento oftálmico (Duratears®, Alcon)
- Agujas de 25-27 G.
- Jeringas de 1 ml
- Manta térmica
- Doxapram
- Adrenalina
4. DESCRIPCIÓN DEL PROCESO
A. Consideraciones previas:
1. Aclimatación: Asegúrese de que el/los animal/es ha/n realizado correctamente su
aclimatación (mínimo 20 días). Si el animal va a permanecer aislado tras la cirugía, se
recomienda alojarlo individualmente 5-7 días antes de la cirugía, para que el hecho de
estar solo no suponga un factor de estrés postquirúrgico añadido.
2. Planificación cirugía: Compruebe que se cumplen las siguientes condiciones:
a. Tiene suficientes animales para su experimento.
b. Tiene un quirófano reservado.
c. Va poder administrar el protocolo analgésico completo. Tenga en cuenta que el
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animal no se va de fin de semana.
d. Dispone de todo el material necesario.
e. Ha esterilizado todo el material necesario para realizar una cirugía aséptica:
material quirúrgico, paños, gasas, etc.
3. Manejo e inmovilización: Los conejos se estresan fácilmente por el manejo y la inducción.
Los animales deben estar habituados al manejo y evaluados para detector signos clínicos
obvios antes de la anestesia. Los conejos que no son SPF pueden estar infectados con
Pasteurella multocida, padeciendo un daño pulmonar que puede dar problemas
respiratorios en la anestesia.
4. Ayuno del animal: Los conejos no vomitan pero pueden acumular comida y fluidos dentro
de la cavidad oral y la orofaringe. Por este motivo se recomienda un ayuno de comida y
bebida de 1 a 4 horas. Además conseguiremos reducir el volumen del tracto
gastrointestinal disminuyendo, por tanto, la presión sobre el diafragma. Períodos de ayuno
más prolongados pueden provocar íleos y descenso de la glucosa en la sangre.
5. Posición quirúrgica: Elevar la cabeza del animal también reduce la presión sobre el
diafragma. Realizar la cirugía en posición horizontal también es aceptable pero hay que
tener cuidado de no elevar el tercio posterior.
6. Prevención de hipotermia: La hipotermia puede causarnos una disminución de la
frecuencia cardíaca y un retraso en la recuperación anestésica. Por ello, para
procedimientos quirúrgicos mayores debe asegurar la temperatura del animal mediante el
uso de una manta eléctrica. Para prevenir quemaduras de contacto, separe al animal de
la manta mediante el uso de paños estériles. Encienda la manta 30 minutos antes de la
cirugía. Cubrir al animal con un paño estéril también ayuda a conservar el calor. También
se pueden administrar fluidos atemperados a 37ºC: Suero salino fisiológico o Lactato de
Ringer (10ml/kg/h).
7. Prevención de la desecación de la córnea: Administrar un ungüento oftálmico en cirugías
de más de 5 minutos de duración.
8. Sistema de anestesia inhalatoria: Compruebe* si:
a. Hay una bombona de oxígeno de reserva.
b. Hay una botella de isofluorano de reserva.
c. La válvula de la bombona de oxígeno está completamente abierta.
d. El interruptor de oxígeno de emergencia de la máquina anestésica funciona
correctamente.
e. El vaporizador está lleno de isofluorano.
f. La cal sodada tiene la coloración adecuada.
g. Al hacer funcionar durante unos minutos todo el sistema con oxígeno hay alguna
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fuga.
* Nota: Consulte con el personal del SEA si tiene alguna duda o problema.
9.
Acceso venoso y fluidoterapia: El acceso venoso es importante para administrar
fluidoterapia y puede ser crucial para salvar la vida del animal en caso de una
emergencia. Se recomienda canular la vena marginal de la oreja con un catéter si la
intervención quirúrgica va a durar más de 30 minutos. Para refinar el procedimiento se
recomienda aplicar crema anestésica loca EMLA® 30 minutos antes de canular la vía. Los
fluidos (suero salino fisiológico o lactato de Ringer) deben administrarse a una velocidad
de 10 ml/kg/hora, con cuidado de no sobrecargar al animal de fluido y provocar un edema
pulmonar. Los sistemas de infusión pediátricos o las bombas de infusión son los sistemas
más adecuados.
10. Monitorización: Es muy recomendable realizar una monitorización básica del animal
durante la anestesia incluyendo, al menos:
a. Frecuencia cardíaca: 120-180 lpm.
b. Saturación de Hb: El conejo sufre abundantes problemas de oxigenación tisular,
por ello es necesario estar pendiente de este parámetro e intentar mantenerlo
siempre por encima del 80% (idóneo >95%).
c. Patrón y frecuencia respiratoria: El mayor riesgo anestésico del conejo es la
depresión respiratoria, de ahí la importancia de monitorizar la frecuencia. La
frecuencia normal oscila entre 50 y 60 rpm. Si no disponemos de un monitor
apropiado para realizar esta tarea debemos revisar la frecuencia mediante
visualización o auscultación, en intervalos no superiores a 5 minutos.
También se pueden monitorizar otros parámetros de interés como: tiempo de relleno
capilar (menor o igual a 2 s), coloración de las mucosas (rosadas) o temperatura rectal.
d. Profundidad anestésica:
i. Sin vocalizaciones,
ii. Sin movimientos en respuesta a estimulación quirúrgica
iii. Relajación muscular adecuada
B. Elección de la técnica anestésica/analgésica adecuada:
La elección de la técnica anestésica y analgésica adecuada depende de:
-
Severidad y tipo de intervención
Edad y estado fisiopatológico del animal
En la Tabla B.1. se expone un resumen de las combinaciones anestésicas y analgésicas
indicadas para los procedimientos experimentales más frecuentes.
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Tabla B.1: Elección de la técnica anestésica/analgésica adecuada
Anestesia
Anestesia
Sedación
local
Anestesia quirúrgica
Procedimiento
Nivel 1
Nivel 2
R (Em/Cl en
Incisión en piel
R
piel)
R
R (Em/Cl en
Inmunización
piel)
R (Em/Cl en
Canulación
O
piel)
O
O
vasos
X (Em/Cl en
Biopsias piel
O
piel)
R (Em/Cl en
Biopsia víscera
piel)
X
Cirugía ocular
Toracotomía
Craneotomía
Laparotomía
Cirugía
columna
Cirugía
ortopédica
R (Colirio Lid)
R (Em/Cl en
piel)
R (Lid
Periostio)
R (Em/Cl en
piel)
R (Em/Cl en
piel)
R (Em/Cl en
piel)
R (Em/Cl en
piel)
X*
Analgesia mínima
Grado 1
Grado 2
X
R
R
R
X
X
X*
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
R (Em/Cl en
Amputación
piel)
X
X
miembros
X: Obligatorio; X*: Nivel de anestesia en función del procedimiento; O: Opcional en
función de la severidad del procedimiento; R: Recomendado
Cl: Cloruro de Etilo; Em: Crema anestésica EMLA®; Lid: Lidocaína
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Si necesitamos sedar al animal pero no necesitamos un plano anestésico quirúrgico en la
tabla B.3. se muestran distintas combinaciones utilizadas en sedación.
Niveles de profundidad anestésica:
Nivel 1: Procedimientos poco dolorosos:
-
Procedimientos de duración corta o media (hasta 60’):
i. Anestesia inyectable Ketamina-Xilacina en conejo (PNT 2.2.2.6.1)
-
Procedimientos de duración prolongada (más de 60´):
i. Anestesia combinada en conejo (PNT 2.2.2.6.2)
Nivel 2: Procedimientos dolorosos, independientemente de su duración:
i. Anestesia combinada en conejo (PNT 2.2.2.6.2)
Tabla B.1. Anestésicos locales usados en el conejo:
Fármaco
Lidocaína
Crema Emla®
Cloruro de Etilo
Dosis y aplicación
Diluir al 0.5%. Dosis
máxima 7mg/kg. SC o
Intraincisional
Aplicar una capa gruesa en
el área correspondiente
Dirigir el chorro al área a
anestesiar durante 15-20
segundos a 30 cm de
distancia. Aspecto blanco y
endurecido de la piel
Duración
<1 hora. Inicio de acción
rápido
2 horas. Esperar 30’ a
que haga efecto
Indeterminada
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Tabla B.2. Anestésicos inhalatorios usados en el conejo:
Fármaco
Isoflurano (Isoflo®)
Recomendado
Dosis
3.5-5% para inducción
2-3.5%
para
mantenimiento
Comentarios
Inducción con Ket + Xil. El
mantenimiento requiere el
empleo de un vaporizador
calibrado
Tabla B.3. Sedantes y otros agentes usados en el conejo:
Fármaco
Dosis y vía
Comentarios
Anticolinérgicos
Atropina
0.04-2.0 mg/kg IM, SC
Administrar si la frecuenia del
corazón es< 65 pulsaciones/minuto,
puede ser necesaria una repetición
cada 10-15 minutos dependiendo del
desarrollo y la persistencia de la
bradicardia
Sedantes
Acepromacina
Buprenorfina
(Buprex®)
0.75-10.0
mg/kg
IM Inicio de acción aprox. 10 minutos.
(0.75-1.0 mg/kg usado Duración aprox. 1-2 horas.
mas frecuentemente)
0.01-0.05 mg/kg SC, IV
Inicio de acción a los 30 minutos.
Administrar antes o durante la
operación. Duración 6-12 horas
1-2 mg/kg IM, IV
5-10 mg/kg IM
1-2 mg/kg IP, IV
3-9 mg/kg IM, IV
Diacepam
(Valium®)
Midazolam
Xilacina
(Xilagesic®)
Subcutáneo (SC), Intraperitoneal (IP), Intravenoso (IV), Intramuscular (IM)
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Tabla B.4. Anestésicos inyectables usados en el conejo:
Fármaco
Tiopental
(Pentotal®)
Ketamina (Imalgene®)
Ketamina/
Diacepam (Valium®)
Dosis y via
15-30 mg/kg IV (1% sol)
Duración
5-10 min
20-60 mg/kg IM
Ket 60-80 mg/kg IM
Diacepam 5-10 mg/kg IM
60 min
20-30 min
Ketamina/Acepromacina
Ket 75 mg/kg IM
Ace 5 mg/kg IM
Ketamina/Xilacina
Ket 22-50 mg/kg IM
Xil 2.5-10 mg/kg IM
30-60 min
Ketamina/Medetomidina
Ket 25 mg/kg IM
Med 0.5 mg/kg IM
30-40 min
Ketamina/Xilacina/
Acepromacina
Xil 3-5 mg/kg IM
Ket 35-40 mg/kg IM
Ace 0.75-1 mg/kg SC
Sedar con 1.5 mg/kg,
mantener con 0.2-0.6
mg/kg/minuto
75-100
min
Recomendado
Propofol
Comentarios
Procedimientos
ultracortos
Sedación
Anestesia
quirúrgica,
No
analgesia
Dar
acepromacina
30 minutos antes
que la ketamina.
No analgesia
La
profundidad
anestésica varia
de sedación a
anestesia
quirúrgica
La
profundidad
anestésica varia
de sedación a
anestesia
quirúrgica
Régimen
infusión
continua.
Depresión
respiratoria
severa.
Peligroso
Subcutáneo (SC), Intraperitoneal (IP), Intravenoso (IV), Intramuscular (IM)
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Elección del protocolo analgésico en función de la severidad del procedimiento:
Tabla B.5. Analgésicos usados en el conejo:
Duración
Fármaco
Dosis
(horas)
Ác. Acetil Salicílico
100 mg/kg PO
Buprenorfina
(Buprex®)
0.01-0.05
mg/kg SC, IV
8-12
Recomendado
Meloxicam
0.2 mg/kg SC
12-24
Recomendado
Morfina
2-5
IM,SC
Comentarios
Dolor suave a moderado.
No produce analgesia de
dolor visceral
mg/kg 2-4
Subcutáneo (SC), Intraperitoneal (IP), Intravenoso (IV), Oral (PO)
- Grado 1:
Inyección SC de Meloxicam 30 minutos antes de la cirugía y cada 24 horas durante 48
horas.
- Grado 2: El protocolo analgésico mínimo recomendado es el siguiente:
1º. Inyección SC de Meloxicam 30 minutos antes de la cirugía y cada 24 horas durante
120 horas.
2º. Inyección SC de Buprenorfina 30 minutos antes de la cirugía y cada 12 horas, durante
48-72 horas.
C. Recuperación anestésica:
1. Reversión anestesia: Tras terminar la cirugía, es aconsejable revertir los fármacos
anestésicos que posean antagonistas. Los agonistas ά-2 adrenérgicos (medetomidina
y xilacina) se revierten mediante el uso de Atipamezol, siempre que hayan pasado
más de 20 minutos desde la última inyección de un fármaco de este grupo (Vea Anexo
I). Del mismo modo, las benzodiacepinas (diazepam y midazolam) pueden revertirse
con Flumacenilo.
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2. Prevención hipotermia tal como viene definido en el punto A.6.
3. Recuperación en sala de cirugía: Lo ideal es observar al animal en la misma sala de
cirugía hasta que recupere la consciencia. Si es necesario trasladar al animal antes de
que se haya recuperado debe cumplir con los siguientes requisitos:
a. Alojar al animal individualmente
b. Monitorizar al animal frecuentemente hasta que recupere la consciencia
En general, y aunque el animal ya se haya recuperado totalmente, el hecho de estar
alojado con otros individuos puede suponer un riesgo para la cicatrización de la herida
quirúrgica, por ello, alojaremos al animal individualmente (salvo excepciones autorizadas
previamente por un Responsable de Animalario o Técnico de Anestesia).
Durante el periodo post-anestésico inmediato debemos retirar la comida y la bebida de la
jaula. Repondremos la comida y la bebida debería reponerse cuando el animal está
completamente despierto y ande por la jaula
D. Resucitación de emergencia:
Es importante conocer lo que los anglosajones definen como el “ABC” de la resucitación
cardiopulmonar:
A –Airway (Vía aérea): Realizar una anestesia inhalatoria con intubación del individuo
tiene la ventaja, entre otras, de que nos proporciona una vía aérea permeable en caso de
emergencia. Si el animal no está intubado debemos valorar si seremos capaces de
hacerlo en una situación de emergencia, dada su dificultad.
B –Breathing (Respiración): Lo primero que debemos hacer es cerrar el vaporizador y
ventilar con oxígeno puro. Se recomienda una frecuencia de ventilación elevada. Para
ventilar usaremos o el balón de emergencia o una máquina de ventilación asistida, en
caso de que esté disponible. SI la intubación no puede lograrse, se puede facilitar
respiración artificial por otras vías: Mientras sujetamos al animal, alternar la posición de la
cabeza (acercando y alejando la cabeza del suelo respecto a la horizontal) de 30 a 45
veces por minuto. Esta técnica se basa en la compresión del diafragma por el paquete
gastrointestinal.
C –Cardiovascular Support (Soporte cardiovascular): Con el animal en decúbito lateral,
proporcionaremos compresiones rápidas de tórax (80-120/minuto). El tórax debe
comprimirse un 30-40% de su dimension lateral. También es necesario hacer una infusion
intravenosa de fluidos (40 ml/kg/h) para asegurar la perfusión.
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D –Drugs (Fármacos): Los fármacos y las dosis usadas son similares en todas las
especies (vea la tabla D.1)
E –EKG/Monitoring (Electrocardiograma/Monitorización): La frecuencia y ritmo cardíaco,
los gases en sangre, los electrolitos, la presión arterial, etc. son útiles para monitorizar las
consecuencias de la parada cardiorrespiratoria.
Tabla D.1. Fármacos de Emergencia
Fármaco
Dosis
Doxapram
5-10 mg/kg IV o IM
Adrenalina
0.01-0.02mg/kg IV, IT
Comentarios
1 mg/kg IV (anestesia inhalatoria);
1-5 mg/kg IV (anestesia inyectable)
Si persiste la depresión repetir dosis
en intervalos de 15 minutos
Lo normal es no tener cateterizada
una vía central, por ello se recurre a
la vía intratraqueal
IV: Intravenoso; IM: Intramuscular; IT: Intratraqueal
5. RESIDUOS GENERADOS
a. A depositar en los contenedores amarillos de material cortante/punzante:
- Agujas usadas
- Frascos y ampollas de vidrio
b. A depositar en el contenedor negro de residuos sólidos:
- Jeringas
6. CAMBIOS CON LA VERSIÓN ANTERIOR
No procede
7. REGISTROS
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Lugar
Archivo
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Forma
Archivo
Periodo
Mínimo
No aplica
8. REFERENCIAS Y BIBLIOGRAFÍA
Borchard RE et al.: Drug dosage in laboratory animals, a handbook. The Telford Press, Inc., 3rd
ed., NJ, 1991
Flecknell, P. Anestesia de Animales de Laboratorio, 2ª Edición. Editorial Acribia, 1998.
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Harkness JE, Wagner JE: The biology and medicine of rabbits and rodents. Lea and Febiger, 2nd
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Harvey RC, Walberg J: Special considerations for anesthesia and analgesia in research animals.
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Hillyer, EV: Ferrets, Rabbits, and Rodents: Clinical Medicine and Surgery, W.B. Saunders
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Plumb, DC: Veterinary Drug Handbook, Iowa State University Press, 3rd ed., Ames, IA, 1999.
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